La recherche dans mon laboratoire est axée sur la compréhension des mécanismes sous-jacents qui favorisent la fatigue musculaire chez les patientes atteintes d’un cancer du sein. Plus précisément, nous voulons comprendre la communication entre une tumeur localisée dans le tissu mammaire et le muscle squelettique périphérique, puis les réponses moléculaires au sein de ce muscle qui conduisent à la fatigue. Le développement de modèles de culture cellulaire 3D permet des études à haut débit où des réponses fonctionnelles telles que la fatigue musculaire peuvent être étudiées dans des conditions contrôlées.
Les expériences de culture cellulaire fonctionnelle peuvent être menées en parallèle et nécessitent moins de temps que les modèles animaux équivalents, ce qui facilite la découverte et l’innovation rapides. L’évaluation des phénotypes fonctionnels pertinents à l’aide de modèles traditionnels de xénogreffes dérivées de patients prend à la fois du temps et des ressources. Ce protocole facilite l’injection simultanée de PDX dans des souris, permettant aux chercheurs d’étudier les réponses systémiques aux tumeurs humaines à l’aide d’expériences animales bien puissantes.
Ce protocole permet l’injection orthotopique de cellules tumorales mammaires dérivées de patientes à une échelle améliorée par rapport aux méthodes existantes, facilitant l’injection rapide de plusieurs dizaines de souris par jour par un seul chercheur. De plus, la dissociation de la tumeur génère une suspension cellulaire homogène qui répartit uniformément les types de cellules entre les animaux. Les données de mon laboratoire ont identifié des réponses moléculaires musculaires similaires au cancer du sein chez la souris PDX et les patients atteints de cancer humain.
Par conséquent, nous voulons utiliser ce modèle de souris préclinique pour cribler des médicaments candidats et identifier des thérapies susceptibles d’atténuer la fatigue chez les patientes atteintes d’un cancer du sein. Pour commencer, décongelez les enzymes H, R et A du kit de dissociation de la tumeur humaine. Ajoutez 200 microlitres d’enzyme H, 100 microlitres d’enzyme R et 25 microlitres d’enzyme A dans un tube stérile C.Ajoutez 4,7 millilitres de milieu stérile RPMI 1640 dans le tube C pour ajuster le volume final à environ cinq millilitres.
Transférez ensuite les fragments de tumeur décongelés et le milieu de congélation qui l’accompagne sur la moitié d’une boîte de culture stérile de 100 millimètres. À l’aide d’une pince stérile, transférez les fragments de tumeur dans un microtube stérile de cinq millilitres et lavez-les avec un à trois millilitres de PBS stérile. À l’aide d’une pince stérile, transférez les fragments désinfectés dans un nouveau microtube de cinq millilitres.
Après un deuxième lavage avec du PBS stérile, transférez les fragments dans la moitié sèche de la boîte de culture de 100 millimètres. À l’aide de deux lames de scalpel stériles numéro 10, hachez soigneusement le tissu tumoral. Transférez les fragments de tumeur hachés sur une lame et déposez-les dans le tube C contenant la solution enzymatique préparée.
Retournez le tube C plusieurs fois pour assurer une répartition uniforme des fragments tumoraux dans la solution enzymatique. Placez maintenant le tube C dans le dissociateur mécanique et retournez le tube pour vous assurer que tout le contenu est immergé dans le fluide. Sélectionnez le programme 37CHTDK3 à partir de l’interface de l’écran tactile.
À la fin du programme de dissociation, inspectez le contenu du tube. Une fois la dissociation adéquate obtenue, centrifugez le tube C à 200 G pendant cinq à huit minutes à quatre degrés Celsius. À l’aide d’une aspiration intra-utérine ou d’une pipette, retirez soigneusement le surnageant et remettez en suspension la pastille de cellule dans RPMI 1640 à un volume équivalent à la moitié du volume d’injection final souhaité.
Dans un microtube à centrifuger à fond rond de deux millilitres, combinez la quantité souhaitée de suspension cellulaire diluée dans RPMI avec un volume égal de Matrigel. Mélangez délicatement la suspension par pipetage répété pour assurer l’homogénéité. Pour commencer, dissociez les tumeurs mammaires humaines en une suspension unicellulaire.
Ensuite, à l’aide d’une seringue d’un millilitre sans aiguille attachée, aspirez doucement la suspension cellulaire de haut en bas pour assurer l’homogénéité. Fixez une aiguille de calibre 26 à la seringue et prélevez le volume d’injection souhaité. Ensuite, tapotez ou effleurez doucement la seringue pour éliminer les bulles d’air.
Appliquez une fine couche de crème dépilatoire sur le site d’injection cible de la souris. Après avoir nettoyé la zone d’injection, saisissez fermement la peau dorsale au niveau de la nuque et du dos pour retenir solidement la souris et placez-la en position couchée. Insérez l’aiguille à un angle de 45 degrés pointant vers la hanche à environ 0,5 à un centimètre caudale du coussinet adipeux, en ajustant la longueur de l’aiguille.
Avancez l’aiguille dans le coussinet adipeux et, de manière contrôlée, injectez le volume souhaité de suspension cellulaire. Après l’injection, tournez l’aiguille de 180 degrés et maintenez brièvement la position avant de la retirer lentement pour minimiser la perte de cellules du site d’injection.
