Notre recherche consiste à tirer parti de notre microscope multimodal pour mesurer les différences moléculaires et métaboliques dans plusieurs pathologies et visualiser leur hétérogénéité spatiale. L’approche multimodale de l’imagerie optique nous permet d’identifier les changements physiopathologiques sous divers angles. L’approche multimodale de la microscopie optique ne cesse d’élargir ses applications, notamment en milieu clinique, où le développement des micro-endoscopes a ouvert la voie à l’imagerie clinique.
Les défis expérimentaux actuels résident dans la complexité d’intégrer tout le matériel les uns aux autres, ce qui explique en partie pourquoi nous utilisons un système de microscope sur mesure. Grâce à l’utilisation de notre plateforme d’imagerie optique multimodale, nous avons fait des progrès significatifs dans l’étude des maladies bioorthogonales sans marquage, y compris la classification de différents sous-types de cancer du sein et l’analyse du métabolisme des lipides dans le cerveau de la drosophile et de la souris. Grâce à notre imagerie optique multimodale sans marquage, nous sommes en mesure de visualiser simultanément le métabolisme, la morphologie et la composition moléculaire, ce qui constitue un outil puissant pour étudier les maladies et le processus de vieillissement.
Pour commencer, réchauffez le laser et attendez environ 15 à 20 minutes. Mettez le boîtier de commande sous tension, puis le contrôleur à écran tactile, l’adaptateur secteur pour la télécommande laser principale et l’adaptateur secteur pour la télécommande laser secondaire, puis allumez le détecteur de photodiode au silicium et l’amplificateur de verrouillage. Installez le système laser avec un faisceau de pompe accordable de 780 nanomètres à 990 nanomètres, avec une largeur d’impulsion de cinq à six picosecondes et un taux de répétition de 80 mégahertz.
Le faisceau laser de Stokes doit avoir une longueur d’onde fixe de 1031 nanomètres, avec une impulsion de six picosecondes et un taux de répétition de 80 mégahertz. Assurez-vous que les faisceaux de la pompe et de l’aliment sont à faible puissance, au moins 20 milliwatts pour être visibles sur la plaque d’alignement. Appliquez de l’huile sur le condenseur d’huile à grande ouverture numérique.
Montez la lame du microscope sur le condenseur d’huile et placez une grosse gouttelette d’eau sur la lame du microscope pour l’objectif à eau 25X. Ajustez la platine Z pour régler la mise au point jusqu’à ce que l’image en fond clair de l’échantillon biologique soit visible sous l’objectif d’eau 25X. Commencez le processus d’imagerie dans le bon ordre pour éviter le photoblanchiment.
Pour basculer rapidement entre MPF et SHG, passez de la poutre de pompe à la poutre fixe. Sélectionnez la résolution de l’image de 512 x 512 pixels. Réglez le temps de séjour à huit microsecondes par pixel pour MPF et SHG, avec une image moyenne supérieure à trois.
Utilisez 40 microsecondes par pixel avec une image moyenne de deux pour la modalité SRS. Pour acquérir l’autofluorescence avec MPF, désactivez le faisceau laser stokes. Réglez le laser de la pompe à 800 nanomètres pour exciter le NADH et la flavine.
Acquérez le signal de la fibre de collagène à l’aide de SHG. Éteignez le faisceau laser de la pompe et n’utilisez le faisceau laser Stokes qu’à une puissance de 500 milliwatts. Obtenir la distribution spatiale des protéines et des lipides à l’aide de la SRS.
Gardez les deux faisceaux laser allumés et ajustez la fréquence du faisceau laser pour qu’elle corresponde au mode vibratoire spécifique de chaque molécule. Pour acquérir les ensembles de données d’images hyperspectrales SRS, sélectionnez le mode suite et réglez la plage de longueurs d’onde de 781,3 nanomètres à 806,5 nanomètres. Choisissez un nombre de pile d’au moins 60 et capturez la pile d’images hyperspectrales.
Enregistrez toutes les images des mêmes régions d’intérêt dans le même dossier et assurez-vous que le format de l’image est un fichier OIR d’Olympus. L’imagerie par autofluorescence et SRS a permis de capturer des informations métaboliques et structurelles dans des tissus pulmonaires humains. L’analyse ratiométrique du rapport redox optique et du rapport d’insaturation lipidique a fourni des distributions spatiales de l’activité métabolique et de la composition moléculaire dans le tissu pulmonaire humain.
La comparaison quantitative du stress oxydatif et de l’insaturation lipidique entre les tissus sains et tumoraux révèle des différences dans les états métaboliques.
