JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

תסיסנית שימושית בלומדת מניפולציות גנטיות או סביבתיות המשפיעות על התנהגויות כמו פעילות של תנועה ספונטנית. כאן אנו מתארים פרוטוקול אשר מנצל צגים עם קרניים אינפרא אדומות ותוכנות לניתוח נתונים לכמת פעילות של תנועה ספונטנית.

Abstract

melanogaster דרוזופילה שמש כאורגניזם מודל מצוין ללמוד מניפולציות סביבתיות וגנטיות המשפיעות על התנהגות. התנהגות כזו היא פעילות של תנועה ספונטנית. כאן אנו מתארים הפרוטוקול שלנו אשר מנצל צגי אוכלוסיית דרוזופילה ומערכת מעקב המאפשרת ניטור רציף של הפעילות של תנועה הספונטנית של זבובים במשך כמה ימים בכל פעם. שיטה זו היא פשוטה, אמינה, ואובייקטיבית וניתן להשתמש בם כדי לבחון את השפעות הזדקנות, מין, שינויים בתוכן הקלורי של מזון, תוספת של תרופות, או מניפולציות גנטיות המחקות מחלות אנושיות.

Introduction

זבובי פירות, דרוזופילה melanogaster, שימשו כמודל אורגניזם רב ערך כדי ללמוד מנגנוני התנהגויות מורכבות, כגון למידה וזיכרון, אינטראקציה חברתית, תוקפנות, שימוש בסמים, שינה, תפקוד חושי, חיזור, הזדווגות ו1,2. התנהגות אחד שנחקרה באמצעות פרוטוקולים מרובים היא פעילות של תנועה ספונטנית. geotaxis השלילית הייתה אחת מהשיטות הראשונות שפותחו למדידת פעילות דרוזופילה, ופרוטוקול זה כולל מדידת אחוז של זבובים שמגיעים לגובה מסוים של הבקבוקון לאחר הזבובים הזדעזעו לחלק התחתון של 1,3 מיכל. לשיטה זו יתרונות של להיות פשוט, זול, ומאז היא אינה דורשת שום ציוד מיוחד אותו ניתן לבצע בכל מעבדה. זה כבר נעשה שימוש ככלי מיון רב ערך כדי ללמוד את ההשפעות של מניפולציות גנטיות שונות על לטוס ניידות 3. עם זאת, זה זמן ועבודה אינטנסיביתיש nd האפשרות של הטיה עקב טלטול משתנה של הבקבוקונים והקלטות אנושיות.

שיטת geotaxis השלילית שופרה על ידי פיתוח השיטה המהיר איטרטיבי שלילי geotaxis (טבעת) 4,5, אשר לוקחת תמונות של הבקבוקונים לטוס הבאים רועד של הזבובים לתחתית. היתרון של פרוטוקול זה הוא הרגישות שלו ואת האפשרות של בדיקת מספר רב של בקבוקונים לטוס באותו הזמן. עם זאת, פרוטוקול זה עדיין יש לו את הפוטנציאל לטעויות אנושות, ורק מודד geotaxis השלילית. מעבדות אחרות השתמשו בתצפית פשוטה בבקבוקוני תרבות כדי לקבוע פעילות של תנועה 6.

לאחרונה מספר מערכות הקלטת וידאו למדידת פעילות של תנועה זבוב פותחו. פרוטוקול ניטור וידאו אחד מספק זמן להסתגלות לפני הקלטת 7. השיטה שתוארה על ידי Slawson et al. משתמשת גם דופק אוויר להפסיק movemenלא עד לתחילת הקלטה, אשר עלול להיות גורם לחץ לבעלי החיים 7. שיטה זו מספקת מידע על מהירות ממוצעת, מהירות מקסימלית, לבזבז זמן בתנועה, וכו 'מערכת מעקב תלת ממדים אחר מודדת את המהירות המקסימלי של זבובים בודדים במהלך ~ 0.2 שניות של ההמראה טיסה חינם 8. פרוטוקול ניטור וידאו תלת ממדים משתמש זבובים להביע GFP ומספר רבים של מצלמות מצויד במסננים המאפשרים זיהוי של הקרינה כדי לקבוע לטוס ניידות 9. זבובים בפרוטוקול זה נוטים להפגין דפוסי טיסה גליליים, שהוא עלול להיות בגלל הצורה של תרבות דרוזופילה בקבוקונים 10. שיטה זו שופרה באמצעות כיפה המאפשרת מדידת תנועה ספונטנית של שני זבובים 11. שיטת תפוקה גבוהה המשתמשת במצלמה כדי לעקוב באופן אוטומטי ולכמת את ההתנהגות האישית וחברתית של דרוזופילה הייתה גם תיארתי 12. Zou etאל. פיתח מערכת התנהגותיות צג (BMS), שמשתמשת בשתי מצלמות בסיוע מחשב להקליט כל החיים התנהגות ותנועות כגון מנוחה, נעו, מעופפים, אכילה, שתייה, או מותם של פירות tephritid בודדים עף 13. מספר מערכות וידאו אחרות פותחו כדי לעקוב אחר פעילות התנהגותית זבוב 14,15.

כאן אנו מתארים שיטה לכימות פעילות דרוזופילה שמנצלת צגי אוכלוסייה. צגים אלה הם שוכנו ובטמפרטורת חממות מבוקרת לחות ב ° C25 על מחזור אור היום והלילה 12 שעה. לכל אחד יש לפקח אוכלוסיית קרניים אינפרא אדומות הוצבו בטבעות ממוקמות בשלושה גבהים שונים. בכל פעם שזבוב עובר על פני הטבעות זה קוטע את הקרן אינפרא אדומה, אשר נרשמה על ידי מעבד שבאופן עצמאי רשומות וסופרת את הפעילות של זבובים בתוך הבקבוקון. מעבד טוען את הפעילות הכוללת בתוך הבקבוקון למחשב בinterva הגדרת המשתמשls שיכול להשתנות משנייה 1 עד 60 דקות. השיטה המתוארת כאן מספקת מספיק זמן לזבובים להסתגל לסביבה החדשה ומאפשרת מדידה בו זמנית של הפעילות של תנועה הספונטנית של כמה ש120 אוכלוסיות של זבובים. בנוסף, אנו מתארים הכנת האוכל, לעוף תחזוקה, הקמת צגי ניידות אוכלוסייה בחממות בטמפרטורה מבוקרת, וגורמים פוטנציאליים שעשויים להשפיע על תוצאות. שיטה זו יכולה לשמש כדי לחקור כיצד שינויים גנטיים או סביבתיים שונים משפיעים על הפעילות של תנועה ספונטנית של הזבובים.

Protocol

הערה: זן קנטון-S הוא קו הרקע הסטנדרטי פראי מהסוג שהתקבל ממרכז מלאי בלומינגטון.

1. הכנת מזון ומתכון ל1,000 מיליליטר של מזון

הערה: סעיף זה מתאר את הפרוטוקול להכנת מזון. סירי מתכת גדולים משמשים להכנה כ -18 L של מזון בכל פעם. הפרוטוקול המתואר כאן הוא צמצומים ומשתמש 1,000 מיליליטר H 2 O. מזון autoclaved פעמיים.

  1. מערבבים 113 סוכרוז גרם ו28 שמרי בירה גרם ב643 מיליליטר מים. עזוב את המרכיבים על סט צלחת חם ב ° C25 עם בר ומערבב לערבב ברחבי 15 דקות.
  2. פתרון מזון החיטוי במשך 20 דקות.
  3. מערבבים את קמח תירס 49 גרם ו8.1 אגר גרם ב268 מיליליטר מים ומוסיפים לתערובת מזון autoclaved המתוארת בשלב 1.2. מערבבים היטב בכף גדולה או מקצף.
  4. תערובת מזון החיטוי במשך עוד 20 דקות.
  5. הנח את המזון על צלחת ולתת להתקרר עם ערבוב מתמיד עם בר ומערבב. אניf יש להוסיף פתרונות נוספים למזון, כגון mifepristone (RU486), לשמור את האוכל על פלטה חשמלית שהוקמה על 60 מעלות צלזיוס ולהוסיף פתרון כאשר המזון מגיע לטמפרטורה הנדרשת.
  6. ממיסים 2.4 tegosept גרם ב10.7 מיליליטר EtOH 100% ולשמור על צלחת קרה עם בוחש לפזר לחלוטין ומערבבים במשך כ 15 דקות.
  7. הוספת פתרון tegosept למזון כאשר הטמפרטורה של מזון היא 60 מעלות צלזיוס ומערבבים היטב.
  8. השתמש במשאבה או דיספנסר למזון לשפוך על 10 מיליליטר של מזון לתוך בקבוקון רחב. באמצעות דיספנסר למזון אפשר לשפוך מזון בו זמנית ל100 בקבוקונים רחבים, פלסטיק (מגש 1) בכל פעם.
  9. מכסה את צלוחיות עם Kimwipes ובד גבינה ולהשאיר מזון בטמפרטורת חדר למשך שעה 12-24 כדי להתקרר. שמור את המזון על 4 מעלות צלזיוס ולהשתמש בתוך 3-4 שבועות. לחמם את המזון לטמפרטורת חדר לפני השימוש לעבודה לטוס.

2. הכנת בקבוקי זכוכית

  1. להכין אוכל על פי הפרוטוקול המפורט בשלב 1.
  2. Aliquot 5 מיליליטר של מזון לכל בקבוקון צר, זכוכית, המהווה את הגודל הנכון עבור צגי האוכלוסייה. סכום זה של מזון צריך להיות נמוך מספיק כדי להיות מתחת לטבעת הנמוכה ביותר של מסך האוכלוסייה.
  3. אחרי האוכל מתקרר לטמפרטורת חדר לכסות את צלוחיות עם אטמי ספוג ולשמור אותם על 4 מעלות צלזיוס עד 2 שבועות. בגלל כמות המזון בבקבוקון היא נמוכה למדי, עדיף להשתמש במזון בתוך שבוע או שבועות כדי למנוע כל ייבוש.
  4. לחמם את הבקבוקונים לטמפרטורת חדר לפני השימוש.

3. תחזוקה של הזבובים ההורים

  1. לגדל את הזבובים בבקבוקוני פלסטיק רחבים עם אוכל מעבדה סטנדרטי ולשמור את הבקבוקונים בתא סביבתי humidified, בטמפרטורה מבוקרת של 25 מעלות צלזיוס בשעתי אור 12 / מחזור כהה. תקופת שעון הקיץ מתחילה בשעת 6:00 בבוקר במעבדה זו.
  2. בבוקר למבוגרים ברורים עף מהבקבוקונים שממנו זבובי הורים ייגבו.
  3. לאסוף לנשור eclosed החדשים ולהפריד אותם לפי מין על CO 2 משטח תוך 8 שעות לאחר eclosion לוודא כי נקבות הזבוב הן בתולות. זבובים להתחיל להזדווג 8 שעות לאחר eclosion.
  4. כאשר זבובי זכרים ונקבות הבתולה הם בין 5 ל 10 ימים של גיל, לשים 10 זכרים ו10 זבובים נשיים בבקבוקון עם אוכל סטנדרטי וכמה גרגרים של שמרים פעילים על העליונה.
    הערה: בקרת הצפיפות של הזחלים על ידי שימוש באותו המספר של זבובים ולשמור אותם בבקבוקון ליומיים. תוספת של שמרים פעילים מקדמת ייצור ביצים.
  5. שמור את הזבובים להזדווג ולהטיל את הביצים בחדר סביבתי בטמפרטורה מבוקרת ב25 ° C עם שעות אור 12 / מחזור כהה למשך 2 ימים. הגדרת 5-10 בקבוקונים של זבובי הורים.
  6. להעביר את הזבובים לבקבוקון פלסטיק חדש בכל יום אחר ולשמור את הבקבוקונים עם הביצים באינקובטור ב25 ° C.

4. אוסף של זבובים ניסויי

  1. לאחר 9 ימים זבובים יתחילו eclose מהבקבוקונים שבי parentaזבובי l הטילו ביצים (שמתוארות בשלב 3.6.). וזורקים ברורים הזבובים שeclosed במהלך היום הראשון ולהחזיר את הבקבוקונים לחממה. רוב הזבובים eclosed ביום 1 הם נקבות. אוכלוסייה יותר מסונכרנת של זבובים תהיה eclose ביום 2.
  2. בתוך זבובי eclosed חדש 24 מקום שעות על 2 רפידות CO ולאסוף 25 זכר ונקבה 25 זבובים לבקבוקונים עם מכחול או כף מתכת. שמור על זבובים על 2 רפידות CO לתקופה קצרה של זמן כדי למזער השפעות של CO 2. רשום את יום eclosion על הבקבוקון. להרכיב לפחות 5 בקבוקונים לשכפל לניסוי ולקבוצת ביקורת.
  3. שמור את הבקבוקונים בתאי סביבה בטמפרטורה מבוקרת ב25 ° C עם שעות אור 12 / מחזור כהה.
  4. להעביר את הזבובים לבקבוקון פלסטיק חדש בכל יום אחר באמצעות משפך.
  5. מזדקן הזבובים עד שיגיע לגיל הרצוי לניסויים.

5. הגדרת צגי הניידות

  1. הנח אתאוכלוסייה מנטרת בחממה בטמפרטורה מבוקרת.
  2. חברו כל צג עם כבל טלפון 4 תיל לאספקת חשמל הממשק היחידה (PSIU) באמצעות מפצלי 5 כיוונים (רב קווים), שניתן לחבר עד 5 צגי פרט פתח אחד בPSIU. ראה איורים 1 א ו -2 ב.
  3. חבר את PSIU לשקע קו מתח (100-240 V). חבר את מחבר פלט אספקת חשמל לאחד 2 שקעי PSIU הזדווגות. האור הירוק הסמוך מאיר בצבע ירוק כאשר הוא מחובר כמו שצריך.
  4. חבר את PSIU לאפיק טורי האוניברסלי חומרה (USB). חבר את כבל ה-USB בין חומרת USB עם מקינטוש או PC של Windows להקלטת נתונים. זה יהיה הכי טוב שיש מחשב ייעודי רק לאיסוף נתונים מאז האוסף פועל במשך ימים בכל פעם.
  5. הורד את תוכנת ה-USB (PSIUdrivers.zip). תוכנת מנהל התקן ה-USB המשמשת את ממשק ספק כוח וצריך להוריד רק פעם אחת. זה מסנתזקישור נתונים בין תוכנת המחשב וצגי PSIU / פעילות. לשימוש במחשב ויציאת ה-COM עבור Macintosh משתמש ביציאה טורית פשוטה.
  6. הורד את תוכנת המחשב למקינטוש OSX (Intel) או למחשב Windows תוכניות (XP/Vista/7) על ידי ביצוע הוראות הניתנות על ידי 308.pdf הערות יצרן.
  7. הפעל את תכנית המחשב ולהגדיר את התכנית על ידי לחיצה על העדפות, אורות או מוניטורים. התכנית תפעל עד שהמשתמש בוחר "לפרוש" כדי לעצור את התכנית. אם תכנית המחשב או כיבוי מחשב הצגים ימשיכו לספור הפרעות קורה, אבל הספירה לא תירשם עד שהשיקה מחדש את התכנית. במקרה שהקריאה הראשונה תכלול את כל הסעיפים מאז הפעם האחרונה PSIU שלח את הנתונים למחשב.
  8. בחר בכרטיסייה ההעדפות ולבחור את היציאה טורית, PSIU עבור מקינטוש ו-COM למחשב.
  9. בחר את מרווח הקריאה שנע בין שניות, דקות או שעות.
  10. בחר צגים: לכל אחד יש צג מספר ייחודי הניתן על ידי היצרן. בחר טווח הצג שמתאים למספרים הניתנים לצגים על ידי היצרן.
  11. תיבת האורות: ודא שכל המסכים מחובר כהלכה, שמסומן על ידי אור ירוק בסמוך למספר לפקח על התוכנה. אור אדום מצביע על כך שהחיבור אבד, וקופסא שחורה מצביעה על כך שהמערכת כבויה או בצורה לא נכונה להגדיר.

6. הגדרת הניסוי

  1. הסר בקבוקוני זכוכית המכילים מזון מ4 מעלות צלזיוס ולתת להם חמים לטמפרטורת חדר.
  2. זבובי זכרים ונקבה נפרדים באותו הגיל על כרית CO 2. ללימודי הזדקנות זה אפשרי להתחיל את לימודי ניידות מוקדם ככל 3 ימים של גיל.
  3. שים 10 זכר או נקבת 10 זבובים לכל בקבוקון זכוכית המכיל מזון. השתמש לפחות שלוש צלוחיות עבור כל קו ניסיוני ובקרה של זבובים ולכל מין.
  4. שמור vials בצד שלהם, עד שהזבובים להתאושש מCO 2 כדי להבטיח את הזבובים לא להיתקע במזון. זבובים נפרדים בכ 8:00 ולהשאיר אותם במשך כשעה 2 בטמפרטורת חדר כדי להתאושש מCO 2.
  5. מניחים את הבקבוקונים בתוך צגי האוכלוסייה שוכנו בחממות.
  6. מחק את הנתונים שנאספו בשעות הראשונות שלאחר 24 לשים הזבובים לתוך החממה כדי לאפשר להם להסתגל לסביבה החדשה.
  7. להעביר את הזבובים אחרי 3 או 4 ימים לבקבוקונים חדשים, כדי למנוע ייבוש של המזון. אם זבובים נוטים למוות או גיל 40 ימים ומעלה, עובר את הזבובים אחרי 2 ימים ולהשתמש בנתונים שנאספו ליום 2. כמו כן, להשתמש יותר משלושה בקבוקונים לכל קבוצה כדי להבטיח משכפל הולם. נתונים מצלוחיות עם זבובים מתים יש להתעלם ולא נכללו בניתוח.

7. ריצה מנטרת את הפעילות וחישוב הפעילות הספונטנית סה"כ

  1. בחר העדפות - המרווח לאיסוף נתונים <.br /> הערה: תוכנת המחשב מאפשרת איסוף של הנתונים במרווחי זמן הנעים בין 1 שני ל60 דקות. 10 ו30 תקופות דקות כבר נמצאו כדי לספק מידע מספיק על ניידות מבלי מספר עצום של נקודות זמן. בתקופת הזמן שנבחר, התכנית תשלח את הספירה הכוללת הנוכחית עבור כל צג למחשב ומתחילה לספור שוב מאפס. תכנית המחשב מאחסנת את הנתונים בתיקייה חדשה שנוצרה על ידי מערכת נתונים במחשב. נתונים שנאספו בכל צג מאוחסנים בנפרד, ומסמכי טקסט בודדים נוצרים לכל בקבוקון. הנתונים שנאספו ברציפות כל עוד פועלת התכנית.
  2. בסוף הניסוי, סריקת נתונים באמצעות FileScan110X עבור Macintosh OSX (Intel) או SystemMB108 לתכנית Windows PC (XP/Vista/7).
    הערה: תכנית הסריקה מבטלת קריאות כפולות ומוודא שההקלטות הושלמו.
  3. שמור את הנתונים שנאספו במסגרת זמן וp ספציפיeriod ימים. בחר שם ניסיוני ולהעתיק את הקבצים מתיקיית הנתונים במחשב לצורך הניתוח.
    הערה: בשלב זה, ניתן לשנות את מרווחי פעילות והוסבו לאלה שונים. הנתונים המקוריים יישארו מאוחסנים בתיקיית הנתונים במחשב וניתן לאחזר כל עוד הם לא יימחקו.

8. ניתוח נתונים

  1. העתק את הנתונים שנאספו בקבצי טקסט לעמודות של גיליונות אלקטרוניים של Excel לניתוח נתונים. נתונים שנאספו על ידי תוכנה זו נמצאים בעמודים, שמכילים מספרים המייצגים את הפעילות הכוללת בצג יחיד על פני תקופה של הזמן שנבחר על ידי החוקר.
    הערה: נתונים שנאספו עבור כל צג נמצאים בקבצי טקסט נפרדים. ישנן 32 עמודות עבור כל צג. שישה העמודים הראשונים ריקים ומכילים רק 0; הבא שלושה מכילים את הנתונים שנאספו בטבעת התחתונה, באמצע, ובטבעת העליונה. שאר הערוצים ניתן למחוק מכיוון שהם אינם מכילים את כל הנתונים. כל טבעת פלטיערך יחיד לכל זמן. ראה צילום מסך של הנתונים הגולמיים באיור 2.
  2. לחשב את סך הפעילות תוך פרק זמן רצוי עבור כל צג שמייצג את הסכום של פעילות שנאסף בשלושה גבהים שונים של קרניים אינפרא אדומות.
    הערה: פרק הזמן שיכול לנוע בין כמה שעות, 24 שעות או כמה ימים.
  3. לקבוע את הפעילות של תנועה הממוצעת וסטיית התקן בין 3 מסכי שמייצגים 3 משכפל ביולוגי.
    הערה: ניתן לנתח נתונים למובהקות סטטיסטיות על ידי שימוש במספר הבדיקות. מבחן t סטודנטים שני זנב של, ניתוח בכיוון אחד של שונות (ANOVA) ומבחן post hoc-Tukey HSD יכולים לשמש כדי לקבוע את ההשפעות של כמה מניפולציות גנטיות או סביבתיות ביום 24 שעות של פעילות של תנועה ספונטנית 16. ישנם מספר של תוכניות אחרות שניתן להשתמש בם וכבר פרסמו 17 בעבר.

תוצאות

הפעילות של תנועה הספונטנית בדרוזופילה תלויה במין זבוב (איור 3 א), כמות קלוריות של המזון (איור 3 ב) ומחזור האור / חושך. ברגע שהאור כבוי פעילות זבוב מקטינה באופן דרמטי. איור 3A ממחיש 24 שעות הקלטת הפעילות של תנועה של זבובי זכרים ונקבות. כוכ?...

Discussion

פעילות של תנועה ספונטנית של זבובים מושפעים מגורמים רבים כגון גיל, רקע גנטי, ומין 2,13,18,19. בנוסף, גורמים סביבתיים כגון תוכן הקלורי של מזון, בטמפרטורה של הסביבה, תוספת של תרופות שונות, ומחזור אור היום / הלילה יכולים להשפיע על פעילות זבוב. למשל, יש לי זבובי זכרים באותו ...

Disclosures

יש לנו מה למסור.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענק מהמכון הלאומי לבריאות (AG023088 לBR).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Sucrose FCC Food Grade 100 LB,Fisher Scientific MP BiomedicalsICN90471380
Brewer’s YeastFisher Scientific MP BiomedicalsICN90331280
Drosophila Agar FineSciMartDR-820-25F
CornmealFisher Scientific MP BiomedicalsICN90141125
Methyl4-hydroxybenzoate, tegoseptSigmaH5501-5KG
EtOHPharmco-AAPER111000200
Active Dry YeastFisher ScientificICN10140001
Fly CO2 padLabScientificBGSU-7
Stereo MicroscopeOlympusSZ40
Drosophila carbon dioxide (CO2) tankAirgasUN1013
Small paint brush for pushing the flies
Shell vial wideFischer ScientificAS519
Buzzplugs for wide plastic vialsFischer ScientificAS275
Glass vials (25 x 95 mm)Fischer Scientific Kimble 60931-8AS-574
Sponge plugs for glass vialsSciMartDR-750
Drosophila Food DispenserApplied Scientific (Fischer Scientific)AS780Q
DPM Drosophila Population MonitorTrikinetics Inc.
DC Power Supply with line cordTrikinetics Inc.
PSIU9 The Power Supply Interface UnitTrikinetics Inc.
Telephone cables and 5 way splittersTrikinetics Inc.
Universal Serial Bus (USB) hardwareTrikinetics Inc.
Macintosh or Windows PC with UCB port
DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)www.trikinetics.com
DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)www.trikinetics.com
[header]
DAMFileScan108X software for Macintoshwww.trikinetics.com
DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)www.trikinetics.com
USB software (PSIUdrivers.zip)www.trikinetics.com
DAMSystem Notes 308(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf

References

  1. Ali, Y. O., Escala, W. E., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration. J. Vis. Exp. 49, 2504 (2011).
  2. Jones, M. A., Grotewiel, M. Drosophila as a model for age-related impairment in locomotor and behaviors. Exp. Gerontol. 46 (5), 320-325 (2011).
  3. Grotewiel, M. S., Martin, I., Bhandari, p., Cook-Wiends, E. Functional senescence in Drosophila melanogaster. Aging Res. Rev. 4 (3), 372-397 (2005).
  4. Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING): a New Method for Assessing Age-related Locomotor Decline in Drosophila. Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).
  5. Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. Methods to assay Drosophila behavior. J. Vis. Exp. 61, 3791 (2012).
  6. Long, T. A., Rice, W. R. Adult locomotor activity mediates Intralocus sexual conflict in a laboratory-adapted population of Drosophila melanogaster. Proc. Biol. Sci. 274 (1629), 3105-3112 (2007).
  7. Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. High-resolution video tracking of locomotor in adult Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. 24 (24), 1096 (2009).
  8. Marden, J. H., Rogina, B., Montooth, K. L., Helfand, S. L. Conditional tradeoff between aging and organismal performance of Indy long-lived mutant flies. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100 (6), 3369-3372 (2003).
  9. Grover, D., Yang, J., Tavaré, S., Tower, L. Simultaneous tracking of fly movement and gene expression using GFP. BMC Biotechnol. 8, 93 (2008).
  10. Grover, D., Yang, J., Tavaré, S., Tower, J. Simultaneous tracking of movement and gene expression in multiple Drosophila melanogaster flies using GFP and DsRED fluorescent reporter transgenes. BMC Res Notes. 2 (58), 1-11 (2009).
  11. Ardekani, R., et al. Three-dimensional tracking and behaviour monitoring of multiple fruit flies. J. R. Soc. Interface. 10 (78), (2013).
  12. Branson, K. A., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. High-throughput ethomics in large groups of Drosophila. Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).
  13. Zou, S., et al. Recording Lifetime Behavior and Movement in an Invertebrate Model. PLOS One. 6 (4), (2011).
  14. Valente, D., Golani, I., Mitra, P. P. Analysis of the trajectory of Drosophila melanogaster in a circular open field arena. PLoS One. 2 (10), 1083 (2007).
  15. Inan, O. T., Marcu, O., Sanchez, M. E., Bhattacharya, S., Kovacs, K. T. A portable system for monitoring the behavioral activity of Drosophila. J Neurosci. Methods. 202 (1), 45-52 (2011).
  16. Parashar, V., Rogina, B. dSir2 mediates the increased spontaneous physical activity in flies on calorie restriction. Aging. 1 (6), 529-541 (2009).
  17. Kaneuchi, T., Togawa, T., Matsuo, T., Fuyama, Y., Aigaki, T. Efficient measurement of H2O2 resistance in Drosophila using an activity monitor. Biogerontology. 4 (3), 157-165 (2003).
  18. Carey, J. R., et al. Age-specific and lifetime behavior patterns in Drosophila melanogaster and the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata. Exp. Gerontol. 41 (1), 93-97 (2006).
  19. Rhodenizer, D., Martin, I., Bhandari, P., Pletcher, S. D., Grotewiel, M. Genetic and environmental factors impact age-related impairment of negative geotaxis in Drosophila by altering age-dependent climbing speed. Exp. Gerontol. 43 (8), 739-749 (2008).
  20. Osterwalder, T., Yoon, K. S., White, B. H., Keshishian, H. A conditional tissue-specific transgene expression system using inducible GAL4. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (22), 12596-12601 (2001).
  21. Dietzl, G., et al. A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila. Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).
  22. Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila. J. Vis. Exp. 43, 2157 (2010).
  23. Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).
  24. Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. . Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).
  25. Ardekani, R., Tavaré, S., Tower, J. Assessing senescence in Drosophila using video tracking. Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Neuroscience86Melanogaster

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved