JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

The experimental intracranial pressure-controlled blood shunt subarachnoid hemorrhage (SAH) model in the rabbit combines the standard procedures — subclavian artery cannulation and transcutaneous cisterna magna puncture, which enables close mimicking of human pathophysiological conditions after SAH. We present step-by-step instructions and discuss key surgical points for successful experimental SAH creation.

Abstract

פגיעה מוחית מוקדמת וvasospasm המוחית עיכבה שני לתרום לתוצאות שליליות לאחר דימום תת עכבישים (SAH). מודלים של בעלי חיים לשחזור ושליטה המדמים את שני התנאים הם כיום נדירים. לכן, יש צורך במודלים חדשים כדי לחקות את תנאי pathophysiological אנושיים הנובעים מSAH.

דו"ח זה מתאר את הדקויות הטכניות של דגם SAH דם מחלף ארנב המאפשר שליטה על לחץ תוך מוחי (ICP). מחלף extracorporeal ממוקם בין מערכת העורקים והחלל תת עכבישים, המאפשר SAH בוחן עצמאי בגולגולת סגורה. צעד אחר צעד הוראות נוהל וציוד דרוש מתוארות, כמו גם שיקולים טכניים כדי לייצר את הדגם עם מינימאלית תמותה ותחלואה. פרטים חשובים הנדרשים ליצירה כירורגית מוצלחת של מודל ארנב SAH זה חזק, פשוט ועקבי בשליטת ICP מתוארים.

Introduction

דימום תת עכבישי Aneurysmal (SAH) הוא אחד של רוב מצבי מסכני החיים נוירו, לעתים קרובות מובילים לנזק נוירולוגים קבוע או מות 1. מחקר בעבר התמקד בvasospasm מושהה המוחית (DCVS) כאטיולוגיה העיקרית של גירעונות נוירולוגיות הקשורות לSAH 2. עם זאת, התוצאות הקליניות הירודה בדרך כלל חולים הסובלים מSAH לאחר הטיפול של vasospasm הובילו להרחבת המיקוד המחקרי כך שתכלולנה את ההשפעות של פגיעה מוחית המוקדמת (EBI) לאחר SAH 3. הבנה טובה יותר של המשמעות של שני EBI וDCVS בתרומה לתוצאות קליניות גרועות לאחר SAH היא חיונית לפיתוח אסטרטגיות טיפוליות יעילות יותר.

עד עכשיו, הזרקת דם אוטולוגי יחידה וכפולה לCisterna magna הייתה השיטה סטנדרטית לזירוז SAH לחקר DCVS 2-6. למרות שימוש נפוץ במחקרים קודמים,מודל זה ככל הנראה אינו משחזר את השינויים המרכזיים נוירו קשור עם SAH מושרה EBI 7. בניגוד לכך, ניקוב endovascular ידוע כדי לייצר שינויי pathophysiological חריפים חמורים שחלקו לחקות את התסמינים של 7 EBI.

דו"ח זה מתאר מודל ארנב רומן של SAH נועד לאפשר חקירה של שני EBI וDCVS, ובכך לאפשר אפיון מדויק יותר של פתולוגיה הנגרמת על ידי SAH 8-10. עם הטכניקה המתוארת, מודל הסטנדרטי Cisterna magna מותאם על ידי חיבור מערכת העורקים של עורק subclavian וCisterna magna באמצעות מחלף extracorporeal. זרימת הדם קשורה ובכך לפיסיולוגיה של הארנבת ומונעות על ידי מפל לחצים בין דם העורקים ולחץ תוך גולגולתי. הדימום מפסיק כאשר לחץ תוך מוחי (ICP) שווה לחץ דם הדיאסטולי והדם במערכת נט coagulates. ניצול המארח & #8217; של פיזיולוגיה מפחיתה אינדוקציה SAH בוחן תלוי, שמוביל למודל עקבי יותר של SAH שאופן מהימן מייצר שני EBI ופנוטיפים DCVS 3,8-10.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

שלושה ארנבי נקבה בת חודש בניו זילנד במשקל 2.5-3.5 קילוגרם שמשו להליך זה. המחקר בוצע על פי המכון הלאומי לבריאות הנחיות לטיפול ולשימוש בחיות ניסוי ובאישור של ועדת הטיפול בבעלי חיים של קנטון ברן, שוויץ (אישור # 105/13). כל הניתוחים בוצעו בתנאים סטריליים במכון הניסויי כירורגי של המחלקה למחקר קליני בבית החולים של האוניברסיטה ברן ברן, שוויץ. רופא מרדים וטרינרי פיקוח בעלי החיים במהלך ניתוח ובכל רחבי התאוששות.

.1 הכנת בעלי החיים, Cannulation עורקי מיצוב וsubclavian

  1. לגרום להרדמה כללית בארנב עם זריקה תוך שרירית של קטמין (30 מ"ג / קילוגרם; Ketalar, 50 מ"ג / מ"ל) ו xylazine (6 מ"ג / קילוגרם; Xylapan 20 מ"ג / מ"ל) ועומק שליטה של ​​הרדמה על ידי בדיקת התגובה של הארנב רעיל stimulatיון (למשל, קמצוץ הבוהן). ראה 1.7 במקרה של תשובה חיובית.
  2. משוך כלפי מטה את העפעפיים התחתונים של שני העיניים ולמרוח כמות קטנה של משחה לעפעפיים כדי למנוע יובש וגירוי נוסף.
  3. לצנתר את וריד אוזן לרוחב עם venflon 20 Gbutterfly (20 צנתר כלי דם G), לתקן עם דבק, ולהתחבר לשקית כובד המכילה 0.9% נתרן כלורי (500 מ"ל / 24hr) וקטמין (40 מ"ג / קילוגרם / שעה) / Xylazine (4 מ"ג / קילוגרם / שעה) לתוך ורידים מתמשכים (iv) הרדמה. לנהל משככי כאבים נוספים בכל iv 15 דקות (פנטניל, מק"ג 1 / קילוגרם). הערה: הימנע מהרדמה נדיפים גז, אשר מזוהה עם ירידת CPP, הגדלת CBF, ולהפחית את קצב חילוף חומרים במוח לחמצן 11 הרדמה תוך ורידים לספק מאפיינים אידיאליים יותר לneuroanesthesia על ידי שמירה על CBF והתכווצות כלי דם במוח, 12 שהוא בעל חשיבות עליונה כאשר לומדים מוחין. vasospasm. בנוסף, למרות שהתמותה מוגברת בspontaneously נשימת בעלי חיים, זה עשוי טוב יותר לחקות את המצב האנושי של SAH החריף.
  4. לספק חמצן (1 - 2 L / min) באמצעות מסכת נשימה המאפשרת לי סוף גאות פחמן דו חמצני (2 Etco) ניטור.
  5. להתקין שלוש אלקטרודות תת עורית רל 3 ערוץ (ECG) .Place בהסדר משולש בצד הגחון של הארנב; במיוחד, מקום אלקטרודה אחת על אזור midthoracic תקין (עם מרחק לשדה המגולח סטרילי לcannulation עורק subclavian) ושתי אלקטרודות בבטן התחתונה מפוזרת על פני שני הגפיים.
  6. לפקח על עומק ההרדמה כל 15 דקות במהלך ניתוח על ידי ביצוע קצב נשימה, קצב לב (HR) במעקב מאות א.ק.ג., ותגובה לגירוי מזיק.
  7. במקרה של תשובה החיובית לגירוי מזיק (קמצוץ הבוהן), להתאים את עומק ההרדמה על ידי בולוס קטמין (6 מ"ג / קילוגרם) iv ובולוס xylazine (0.05 מ"ג / קילוגרם) iv ו / או בולוס שיכוך כאבים נוסף עם פנטניל (1 mciv גר '/ קילוגרם)
  8. תקן הארנב במצב שכיבה על צלחת התחממות גוף, הטיית הראש 20 ° כלפי מטה והופך אותו מעט contralaterally לצד שבו עורק subclavian יהיה חשוף.
  9. להחיל משחה העין ולהכין את האזור לניתוח על ידי גילוח השיער מעל שריר החזה ממש מעבר לשליש האמצעי של עצם הבריח, ומעל גולגולת frontal-, parietal- והעורפית, הצוואר, ומעל עורק הירך המשותף תקין.
  10. לחטא את העור במשך 3 דקות עם קשת רחבה חיטוי, למשל., Povidone- יוד.
  11. כסה את הארנב עם סדינים סטריליים. לבצע את כל הליכים נוספים בתנאים סטריליים ולעתים קרובות חל 4% papaverin HCl ופתרון אנטיביוטי (סולפט 5 מ"ג / מ"ל ​​נאומיצין) מריחה כדי למנוע vasospasm עורקים על ידי מניפולציה כלי וזיהומים מקומיים.
  12. לחדור שריר החזה עם הרדמה מקומית (1% 6 מ"ג / קילוגרם מקסימאלי לידוקאין). לעשות חתך בעור ליד עצם ולהכיןשריר חזה. שימוש במיקרוסקופ, לנתח את עורק subclavian ובטוח עם הפרוקסימלית וקשירת דיסטלי (4-0 תפרים polyfilament) בסביבות הסוף נחשף. שמור מייתר אחד קרוב לשליטה הפרוקסימלי במקום כדי לאבטח את הצנתר ולקשור את כלי distally.
  13. בצע arteriotomy בקיר של עורק subclavian על ידי חריטת העורק עם microscissor מעוקל וcannulate עורק subclavian retrogradely עם ברזלים 3 כיווני intravasal קטן. אבטח את הצנתר על ידי קשירת קשר כפולה כלפי מייתר דיסטלי כדי למנוע פיתול עורקים או כיפוף של חלק הפרוקסימלי של העורק וכדי למנוע דימום החלקה או מסיבי.

.2 לחץ דם וניטור עורקי דם גז

  1. חבר את זין 3 כיווני התחנה לi) צינורית intravasal לגזים בדם העורקי (ABG) מנתח, pH, פאקו 2, פאו 2, ביקרבונט, עודף בסיס, וכן 2, ii) דם עורקים פולשניתלחץ מכשיר מדידה, וiii) את מכשיר המחלף.
  2. לאסוף דגימות דם למצב ABG (פאקו 2, פאו 2) ולפקח באופן רציף פרמטרים סטנדרטיים לב וכלי דם ומערכת נשימה (לחץ דם, HR, א.ק.ג., קצב נשימה וקצה של גאות ושפל CO 2) והעברת נתונים דרך ממשק הפלט האנלוגי לanalog- ממיר / לוגר הדיגיטלי נתונים וחנות.
    הערה: הלחצים יהיו מאופסים ברמות לב לפני ואחרי כל פגישה, וכיול לחץ של אנלוגי / מערכת נתוני רישום דיגיטלי ממיר וייעשה פעם אחת לפני הסדרה מתחילה.

3 Baseline הדיגיטלי חיסור אנגיוגרפיה

  1. להניח מטען חיצוני לשינוי גודל (כדור קטן) על שני זוויות הלסת התחתונה על מנת לכייל את הצנתור.
    הערה: זה מאפשר השוואה של מדידות post hoc של בסיס מדויקת ומעקב קוטר כלי.
  2. לבצע צנתור חיסור דיגיטלי (DSA) על ידי התוך מדרדרהזרקת rterial בולוס של אי יוני Iopamidol (0.6 מ"ל / קילוגרם, 5 מ"ל / שנייה למשך 2 שניות) דרך עורק cannulated ולשטוף את הצינורית באופן מיידי לאחר הזרקת בולוס עם מי מלח כדי למנוע חסימה של זה האחרון.
  3. להשיג תמונות (7 תמונות ב14 שניות) של מערכת vertebrobasilar באמצעות הקלטת אנגיוגרפיה רציפה מהירה בעמדה אלכסונית 5 ° שמאליים קדמית.
  4. לחדור סביב עורק הירך המשותף תקין עם הרדמה מקומית (לידוקאין 1%, 6 מ"ג / קילוגרם מקסימאלי) האזור. לעשות חתך בעור מפשעתי קטן. השימוש במיקרוסקופ להדמיה, לנתח את עורק הירך המשותף ובטוח עם הפרוקסימלית וקשירת דיסטלי (4-0 תפרי polyfilament) בסביבות הסוף נחשף.
  5. לאחר arteriotomy, cannulate עורק הירך עם נדן 5-F. לשטוף את יציאת הצד של הנדן עם מי מלח.
  6. קידום צנתר 5-F לעורק brachiocephalic דרך הנדן תחת שיקוף. צור מפת דרכים, אז לקדם חוט מדריך לthמערכת vertebrobasilar דואר. הזרק בולוס של אי יוני Iopamidol (0.6 מ"ל / קילוגרם, 5 מ"ל / שנייה ב2 שניות) לDSA כמתואר בשלב 3.2.

.4 סיבוב למצב שכיבה

  1. בעקבות DSA תחילת המחקר, למקם מחדש את הארנב מפרקדן למצב שכיבה. היזהר שלא לעשות מניפולציות או מיקום מחדש של העמדה של הצנתרים תוך עורקים.
  2. מקם את הראש בראש של בעל בזווית 30 °, אוריינטציה ראש למטה.

.5 Cisterna Magna נקר

  1. לחטא את העור מעל הראש והצוואר עם 3 פעמים povidone- יוד 1 דקות כל אחד, ולכסות את אזור הניתוח עם סדינים סטריליים.
  2. הכנס 22 G x 40 מ"מ מחט גישת השדרה ילדים transcutaneously לתוך Cisterna magna ללא כל חתך בעור לפני או עקירת שריר.
  3. ודא שהחיה היא בהרדמה מלאה על ידי הבטחת חוסר תגובת הבוהן קמצוץ לפני הזזה המחט למטה לאורך בליטת הקודקוד החיצונית הגרמיתעד פער מזוהה; לא לדחוף את המחט יותר.
  4. לאשר את המיקום הנכון של המחט על ידי התבוננות טפטוף ספונטני של נוזל השדרתי עם הראש של הארנב המוטה כלפי מטה בזווית של ° 20 לכמה דקות.

.6 התקנה של לחץ תוך גולגולתי וניטור זרימת דם במוח

  1. לאחר עור קו האמצע וחתך Galea, להכניס מפשק כירורגים קטן.
  2. הפוך שלוש osteotomies העגול (קוטר 2 מ"מ) באמצעות microdrill במהירות גבוהה בחלקו הקדמי של הגולגולת על פי ציוני דרך הגולגולת החיצוניות (איור 1) 9, כלומר, מעל הנורה חוש הריח והחזיתי בין שתי המדינות עבור מיקום של מכשיר neuromonitoring אם הכרחי. השתמש בסרגל קנה מידה מילימטר כדי לקבוע את הקואורדינטות למיקום חור בר כדלקמן: ניטור לחץ תוך גולגולתי (ICP) בשורת midpupillary, 01:59 מ"מ מקו midsagittal; בדיקות לייזר דופלר intraparenchymalקדמי 4:56 מ"מ ורוחב לגבחת (איור 1).
  3. דמיינו את הדורה, ולבצע עצירת דימום מוקפדת: להשתמש בשעוות עצם לעצירת דימום עצם מכוח פעולת tamponade ולבצע עצירת דימום מקומית באמצעות קרישה דו קוטבית של הדורה.
  4. הנח את קצה צג לחץ תוך גולגולתי (ICP) intraparenchymal לתוך הנורה חוש הריח תקין עד לעומק של 2 מ"מ ואז לכייל.
  5. הנח בדיקות המחט דקות שני Flowmetry לייזר דופלר באמצעות מערכת מהדק חיצונית ולהכניס אותם לתוך החורים בר המקבילים מהימין ומהמוח קדמי השמאלי לרוחב מערכת חדרית, כלומר, בקו האמצע, כדי למנוע הפרעה בנוזל המוח והשדרה. הנח בדיקות מחט לעומק של 2.5 מ"מ.
  6. אחרי המיקום של חלליות neuromonitoring, לאטום את כל החורים בר עם תקע עבה של שעוות עצם על מנת לשמור על הנוזל חזק גולגולת.
  7. למדוד פרמטרים בסיסיים של לחץ דם עורקי ממוצע (MAP), ICP וזרימת דם במוח (CBF) באמצעות צג פרמטרים מרובה וצג זלוף דם רקמת לייזר דופלר ארבעה ערוץ.

.7 שאנט אינדוקציה

  1. חבר את מחט גישת השדרה בCisterna magna לעורק subclavian צינתור בעבר באמצעות צינורות ניטור לחץ מלא בדם. השתמש בברזלי 3 הכיוונים למדידת לחץ דם וכנמל דגימת דם.
    הערה: חומרת SAH תלויה בכמות של דם, וניתן להעריך בגסות על ידי הפשיטות של קרישים תת עכבישים בעת קציר המוח 5,11.
  2. לפקח באופן רציף MAP, HR, א.ק.ג., קצב נשימה וקצה של גאות ושפל CO 2 בקצב דגימה של 1 הרץ מ6 דקות לפני לפחות עד 20 דקות לאחר SAH.
  3. ודא שהחיה היא בהרדמה מלאה על ידי הבטחת חוסר תגובת קמצוץ הבוהן לפני פתיחת חיבור המחלף בין עורק subclavian וCisterna magna לגרום SAH ידי gradie הלחץnt.
    הערה: ניתן להשיג SAH נשלט על ידי סגירת המחלף בכל נקודת זמן (למשל, ברמה רצויה של ICP.).
  4. להקליט ערכי מצב יציבים בתקופה של כ 15 דקות זמן.
  5. לאחר ICP מגיע לשיאו, לשמור את מחט גישת השדרה במקום עד ICP חוזר למצב יציב קרוב לערכי בסיס. אם רמת ICP נשמר במשך יותר מ -10 שניות או אם ICP יורד באופן ספונטני, לסגור את המחלף.
  6. הסר בדיקות עדינות מחט CBF ובדיקת ICP, לחבר חורים בר בשעוות עצם, להסיר את כל הצנתרים (כולל צנתר subclavian, מאז המניפולציה קטטר עם דימום ברציפות קשורה לתחלואה גבוהה ותמותה, ומגבירה את קצב זיהום), לבצע השקיה פצע מחמירה עם סולפט נאומיצין ולתפור את העור.

ניהול לאחר ניתוח .8

  1. ההליך נמשך כשעה 2. בשל זמן מחצית החיים של קטמין ו xylazine, זמן ההתאוששות של האנימהl הוא די קצר - כ 1 שעות. בעלי החיים נשמרים תחת מנורת חימום במהלך התאוששות. נוזלים נוספים לא מסופקים. בשלב התאוששות ראשוני זה שלאחר ניתוח, חל עצירות 0.02 מ"ג / קילוגרם sc כל שעה 8 ל24 שעות.
  2. החל טלאי מטריצת פנטניל transdermal שחרור 12.5 מיקרוגרם / שעה באזור הצוואר המגולח של בעלי החיים לשיכוך כאבים יעילים על 72 שעות הבאות.
  3. אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על כיבה sternal.
  4. אל תחזור חיה שעברה ניתוח בחברתם של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא.

.9 מעקב הדיגיטלי חיסור אנגיוגרפיה להערכת DCVS ביום 3

  1. לבצע צעדים 1.1-3.6 כפי שתואר לעיל.
  2. להרדים את בעלי החיים על ידי הזרקת intraarterial בולוס של thiopenthal נתרן (40 מ"ג / קילוגרם) (הפנטוטאל, Ospedalia AG, Hünenberg, שווייץ). במקרים בהם היסטולוגיה וimmunohistochemistry יש צורך, לבצע זלוף-קיבעון intracardiac ב RT בלחץ זלוף של 100 סנטימטר H 2 O.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

מודל מחלף דם הארנב של SAH שתואר בדוח זה מייצר EBI בהיפוקמפוס (איור 2 א, ב '), בסיס קליפת המוח (איור 2 א, ב'), וכלי דם במוח (איור 2 ג) מוקדם ככל 24 שעות לאחר פציעה ומראה אופייני הפצת דם (איור 2 ד) 8. בנוסף, המודל מעורר מתון בדרגות חמורו...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

מודל המחלף מייצר פתולוגיה דומה לזה שנצפה בבני אדם לאחר אקוטי SAH 3,8,10. היה מי שהציע שEBI עלול להחמיר, לשמור ואפילו לעורר 12 DCVS, וכמודל כזה זה עשוי לסייע בחקירת שני שלבי DCVS המוקדמים ומאוחרים, כוללים אינטראקציות EBI וDCVS הבאות SAH. בפרט, הדיר in vivo DCVS טכניקות ניטור ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

None. The authors have no financial or commercial interest in any of the drugs, materials, or equipment used. No specific funding was received for this work. The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study and report no conflict of interest concerning the materials and methods used in this study or the findings specified in the paper. They confirm the adherence of ethical standards. The study was performed in accordance with the National Institutes of Health guidelines for the care and use of experimental animals and with the approval of the Animal Care Committee of the Canton of Bern, Switzerland (approval #109/07 and #107/09).

Acknowledgements

המחברים מודים לורי פון Melchner, ברן בית חולים של האוניברסיטה, מחלקה לנוירוכירורגיה, ברן, שווייץ, להגהה ועריכה של כתב היד וPaskus ירמיהו, בית החולים לילדים בבוסטון, בוסטון, MA להגהת הטיוטה הראשונית. אנו מעריכים את הניהול המיומן של טיפול בבעלי חיים, הרדמה, וסיוע אופרטיבי מדניאל Mettler, DVM, מקס מולר, רופאת וטרינרית, דניאל Zalokar, וOlgica Beslac, מכון כירורגי ניסויי, מחלקה למחקר קליני, האוניברסיטה ברן, ברן, שווייץ. אנו מודים למיכאל Lensch, ראש מחקר אחות, מחלקה לטיפול הנמרץ לרפואה, ברן בית חולים של האוניברסיטה והאוניברסיטה ברן, ברן, שווייץ, לניטור בזמן אמת נתונים ולאחר עיבוד של הפרמטרים הפיסיולוגיים. אנו מודים Edin Nevzati, קרל Muroi, וסלומה ארהרדט, לקבלת סיוע המעבדה המעולה שלהם טכני ותפעולי.

עבודה זו נתמכה על ידי המחלקה לIntensivדואר Care Medicine, ברן בית החולים של האוניברסיטה והאוניברסיטה ברן, ברן, שווייץ, המחלקה למחקר קליני, האוניברסיטה ברן, ברן, שווייץ, וקרן המחקר מהקנטונספיטל אראו, אראו, שווייץ. אנו מודים Elsevier, לרשות העתקה לאיורי 1 ו -2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
Operation microscopeZeiss, Jena, GermanyZeiss, OPMI-MD surgical microscope
Surgical equipmentB. Braun, GermanyForceps medical no. 5; vessel scissors 8 cm; microclip 4 mm
RespiratorHugo Sachs
Hair clipper3M Surgical Clipper Starter Kit 9667A
Body warm plateFHC
Blood gas analyzerRadiometer, Copenhagen, DenmarkABL 725
Cardiac monitoringCamino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, USAP-05
Software analysisBIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USABiopac MP100 and acqKnowledge software,version 3.8.1
Software analysisImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USAImage-Pro Plus version 
Angiography apparatusDFP 2000 A-ToshibaMIIXR0001EAA
ICP monitorCamino Laboratories, San Diego, CA, USAICP monitor, Model 110-4B
Blood flow monitorOxford Optronix Ltd., Oxford, UKCAL KIT microsphere solution
Laser-Doppler flowmetry fine needle probesOxford Optronix Ltd., Oxford, UKMNP110XP, 0.48 mm diameter
Pressure tubeB. Braun, GermayPE 1.0 mm × 2.0 mm
Anesthesia monitorGE Medical Systems, Switzerland Datex S5 Monitor
Material
20 G vascular catheterSmiths MedicalJelco i.v. catheter, REF 4057
5.5 F three-lumen central venous catheter Connectors, Tagelswangen, SwitzerlandSilicone catheter STH-C040
22 G x 40 mm needle Emergo Group Inc., Netherlands
High-speed microdrillStryker, Solothurn, Switzerland5400-15 
Bone waxEthicon, Johnson & Johnson,NJ, USAETHW31G
Bipolar forcepsAesculap, Inc., PA, USUS349SP 
KetaminAny generic product
XylazineAny generic product
BuprenorphineAny generic product
FentanylAny generic product
Transdermal fentanyl matrix patches Any generic product
Lidocaine 1% Any generic product
4% papaverin HCl Any generic product
Neomycin sulfate Research Organics Inc., OH, USAAny generic product
Povidone-iodine Any generic product
0.9% sodium chlorideAny generic product
Iopamidol Abott Laboratories, IL, USAAny generic product
3-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP824G
5-0 non absorbable sutureEthicon Inc., USA8618G
4-0 polyfilament suturesEthicon Inc., USAVCP284G

References

  1. Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
  2. Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
  3. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
  4. Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
  5. Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
  6. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
  7. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
  8. Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
  9. Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
  10. Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
  11. Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
  12. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
  13. Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
  14. Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
  15. Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
  16. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
  17. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
  18. Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
  19. Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
  20. Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045(2011).
  21. Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

92extracorporealvasospasm

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved