JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.

Abstract

Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented protocols, based on whole-plant bioassays performed in a greenhouse, can be readily adapted to a wide range of weed species and herbicides through appropriate variants. Seed samples from plants that survived a field herbicide treatment are collected and stored dry at low temperature until used. Germination methods differ according to weed species and seed dormancy type. Seedlings at similar growth stage are transplanted and maintained in the greenhouse under appropriate conditions until plants have reached the right growth stage for herbicide treatment. Accuracy is required to prepare the herbicide solution to avoid unverifiable mistakes. Other critical steps such as the application volume and spray speed are also evaluated. The advantages of this protocol, compared to others based on whole plant bioassays using one herbicide dose, are related to the higher reliability and the possibility of inferring the resistance level. Quicker and less expensive in vivo or in vitro diagnostic screening tests have been proposed (Petri dish bioassays, spectrophotometric tests), but they provide only qualitative information and their widespread use is hindered by the laborious set-up that some species may require. For routine resistance testing, the proposed whole plant bioassay can be applied at only one herbicide dose, so reducing the costs.

Introduction

קוטלי עשבים הם מידת שליטת העשב ביותר בשימוש נרחב, והיוו עד 50% משוק הגנת הצומח העולמי 1. הם כלים זולים יחסית, להימנע משיטות טיפוח אדמה עתירת עבודה וזמן רב, וסופו של דבר להביא לייצור חסכוני, בטוח ורווחי מזון 2. עם זאת, המתנה הגדולה phenological והגנטי השונות במינים עשבים רבים, יחד עם הסתמכות יתר על שימוש קוטל עשבים, לעתים קרובות גורמת לבחירה של אוכלוסיות עשבים עמידים בפני קוטלי עשבים. המבוא של קוטלי עשבים סלקטיביים עם יעד חילוף חומרים מאוד ספציפי 3-5 כבר עלה באופן משמעותי את מספר המקרים התנגדות לאורך השנים. עד כה, 240 מיני עשבים (140 dicots וmonocots 100) ברחבי העולם התפתחו התנגדות לאתרים שונים של קוטל עשבים פעולה (SOA) 4. זוהי דאגה גדולה לניהול עשב ויותר באופן כללי לייצור יבול בר-קיימא.

e_content "> גילוי מוקדם של התנגדות, המבוסס על בדיקות אמינות, מבוצעות לעתים קרובות בחממה, הוא צעד מפתח לנהל עשבים עמידים קוטל עשבים. גישות שונות פותחו בהתאם למטרות, הרמה הנדרשת של דיוק, זמן ומשאבים זמינים, כ גם מיני עשבים נחשבים 6-12. עם זאת, כאשר אישור של מעמד ההתנגדות של biotype עשב חדש נדרש (כלומר, קבוצה של אנשים שחולקות כמה מאפיינים פיסיולוגיים, כולל היכולת לשרוד אחד או יותר קוטלי עשבים השייכים ל קבוצה מסוימת בשימוש במינון שהיה בדרך כלל לשלוט בם), המבדק צמח שלם חזק צריכה להיות מבוצעת בסביבה מבוקרת 4, 11.

Biotype הוא לעתים רחוקות עמיד לקוטל עשבים רק אחד. כל biotype מתאפיין לכן בדפוס מסוים התנגדות, מספר כלומר, והסוג של SOA של קוטלי העשבים הוא עמיד ל, ועל ידי התנגדות ניתנהרמה לכל קוטלי עשבים 13. הקביעה המוקדמת ואמינה של הדפוס של צלב או התנגדות מרובה 5, 14 היא חשובה לניהול התנגדות שדה.

ראוי להזכיר כי התנגדות קוטל עשבים אין שום קשר עם הסובלנות הטבעית שכמה מיני תערוכת עשב כלפי כמה קוטלי עשבים, למשל, מיני dicot לעומת קוטלי עשבים ACCase-עיכוב, מיני monocot לעומת 2,4-D, Equisetum arvense לעומת גלייפוסט.

מאמר זה מציג גישה חזקה לבדיקת biotypes עמיד קוטל עשבים משוערים שנדגמו בתחומים שבם שליטה עניה על ידי קוטל עשבים (ים) שדווחו. גרסאות רלוונטיות לפרוטוקולים סטנדרטיים ביחס למיני העשבים המעורבים מוצגות. היתרונות על פני שיטות / פרוטוקולים חלופיים המבוססים על שני bioassays הצמח כולו רק באמצעות מנה אחת קוטל עשבים 15, או זרעי טיפול בצלחות פטרי 8 קשורים לreliab גבוה יותרility והאפשרות להסיק רמת ההתנגדות בגלל ההכללה של שני מינוני קוטל עשבים בניסויים. עם זאת, לבדיקת התנגדות שגרתית, יכולות להיות מיושמות באותן שיטות וברק מנה אחת קוטל עשבים, ולכן הפחתת העלויות.

כמו גם לאפשר אישור של מעמד ההתנגדות, המידע שהושג יכול לשמש לייעול פעולות המחקר הבא ו / או להמציא אסטרטגיות ניהול קול התנגדות.

Protocol

1. זרע דגימה ואחסון

  1. צג שדות מעובדים לביצועים ירודים קוטל עשבים לא מוצדקים, כלומר, לא בשל תנאי אקלים שליליים או טיפולי קוטל עשבים באיכות נמוכות ל.
  2. לאסוף דגימת זרע ממין אחד בכל פעם ולהקצות קוד ייחודי. זרעים בשלים בדרך כלל נאספים לפני יבול קציר מצמחים ששרדו את טיפול קוטל עשבים (ים). צג זמן להתבונן אם הזרעים לשפוך על ידי צמח אמא כשבוגר.
  3. למלא טופס עבור כל דגימה המציינת את הקוד שהוקצה ייחודי, שמו של מין, תאריך אוסף, GPS קואורדינטות, עירייה, את שמו של החקלאי, גודל שדה, רמת נגיעות, יבול, קוטל עשבים (ים) המשמש במהלך העונה ותיעוד ההיסטורי של השדה .
  4. לאסוף זרעים מלפחות 30 צמחים שנבחרו באקראי שמייצגים את התפשטות השדה. ודא שהמדגם הזרע מכיל לפחות 5,000 זרעים בשלים. למיני עשבים לחייב outcrossing (למשל, spp Lolium. או spp Amaranthus.), לצמצם את מספר הצמחים 10-15, שמירה על המספר הכולל של זרעים כ -5,000 11.
  5. תת מדגם השדה אם טלאים של עשבים פזורים על פני שטחים גדולים (יותר מ דונם) biotypes קוטל עשבים עמידים שונה כנבחרים.
  6. זרעי חנות בשקיות נייר unsealed שכותרתו עם הקוד הייחודי שהוקצה.
  7. לאפשר לחות להתאדות אבל אל תחשוף זרעים לטמפרטורה גבוהה (כלומר, להימנע מלהשאיר אותם במכונית תחת השמש) או לתנודות טמפרטורה קיצוניות, כדי למנוע גיוס של תרדמת משנית.
  8. נקי (להסיר מוץ, זרעי דה-גוף, וכו ') ולאחסן אותם בטמפרטורת הסביבה בחדר יבש. לאחר ביצוע בדיקות ההתנגדות הראשונות, לאחסן את הזרעים לפרקי זמן ארוכים בחדר חשוך ב 4 ° C, רצוי בשקיות ניילון אטום ואקום. בזרעים בדרך זו לשמר יכולת הקיום שלהם במשך זמן ארוך יותר באופן משמעותי.

= "Jove_title"> 2. זרעי תרדמת חמות

הערה: תרדמת זרעים מספקת מנגנון גמיש ויעיל המאפשר לעשבים להסתגל ולהתמיד באגרו מערכות אקולוגיות. כדי לשבור תרדמת ולאפשר נביטת זרעים, פרוטוקולים שונים צריכים להיות בשימוש בהתאם למיני עשבים, כלומר, הסוג של תרדמת 16.
ישנן שלוש דרכים עיקריות להסרת תרדמת:

  1. Vernalization
    הערה: כדי לקבל נביטה בו זמנית והופעת שתיל, תקופה של vernalization זרע הנעה בין כמה ימים עד שבוע נדרשה להסיר תרדמת פיזיולוגית ממינים רבים:. למשל, retroflexus Amaranthus, אלבום Chenopodium,, fatua Avena, persicaria Polygonum spp Lolium , Phalaris paradoxa 17-19. תקופה ארוכה יותר של עד 15 ימים נדרש לrhoeas פרג, difformis הגומא וcoccinea Ammania ועד 30 יום לSchoenoplectus mucronatus 20.
    1. שים קצת מים ללא יונים בצלחות פלסטיק. חותך שתי שכבות של נייר סינון ולהשרות אותם במים, להסיר את כל עודפים. מניחים את זרעי האוויר יבש על הנייר. העבר את צלחות פלסטיק למקרר ב 4 מעלות צלזיוס במשך התקופה הנדרשת של זמן.
  2. סְרִיטָה
    הערה: מיני עשבים חלקם יותר סרבנים לנביטה יותר מאחרים בגלל תרדמת מכאנית, כלומר מאפייני מעיל זרע, ומחייבים שימוש בשריטה כימית באמצעות חומצה גופרתית לנבוט 21.
    1. הכן כוס עם חומצה גופריתית מרוכזת (95-98%). הכן כוס מלאה במים. שים את הזרעים במעטפה בד לא ארוג.
    2. משרים למשל, זרעי halepense spp Echinochloa. או דורה במשך 20 דקות או 5 דקות, בהתאמה, בחומצה גופרתית מרוכזת.
    3. קח את המעטפה מהכוס באמצעות פינצטה ולשים אותו בכוס מלאה במים. פתח אתמעטפה, לשים את הזרעים במסננת קטנה ולשטוף אותם ביסודיות תחת מים זורמים.
    Variant: א חך-Aquatica צריך פרוטוקול שונה 22, 23
    1. משרים את הזרעים למשך 2 דקות בכלורופורם. יש לשטוף את הזרעים עם מים ללא יונים ולייבש אותם עם נייר סופג. דאנק הזרעים ב -80% חומצה גופרתית במשך 5 דקות.
    2. שים את הזרעים במסננת קטנה ולשטוף אותם ביסודיות תחת מים זורמים.
  3. הבשלת זרעים לאחר קטיף
    הערה: זרעים של מיני עשבים אחרים לא נובטים בכל כמה חודשים לאחר פירעון, ללא קשר לשיטה לשבור תרדמת.
    1. אחסן את הזרעים לתקופה של לפחות 3-4 חודשים ב RT ולחות נמוכה ולאחר מכן בצע את הפרוטוקולים מעל לשבירת תרדמת (למשל, Oryza סאטיבה var. Sylvatica או rhoeas פ).

נביטת זרע 3.

  1. זרעים מונבטים מקום להיות ביציקהמנות טיק מכילות 0.6% (מ '/ V) אגר עם 0.1% אשלגן חנקה (KNO 3) הוסיפו:
    1. הכן פתרון של אגר בשיעור של 0.6% KNO + 0.1% 3 שימוש במים ללא יונים. ממיסים את אגר במיקרוגל.
    2. יוצקים את הפתרון אגר לתוך צלחות פלסטיק. לקרר את המצע ואז לשים בזרעים.
    Variant: גם קרקע יכולה לשמש כמצע בצלחות פלסטיק. פרקטיקה זו היא יעילה במיוחד לspp Echinochloa., ס halepense וspp Lolium.
  2. הנח צלחות פלסטיק בארון נביטה במשך כשבוע עם תנאי אור וטמפרטורה בהתאם לתנאים האופטימליים לכל מיני עשבים. עבור רוב מיני החורף, טווח הטמפרטורה הוא 15/25 ° הלילה C / יום וphotoperiod 12 שעות עם צינורות ניאון מתן צפיפות הפוטוסינתזה פוטון שטף (PPFD) של 15-30 μmol מ '-2 שניות -1. למיני קיץ רבים, טווח הטמפרטורה הוא 15/30 לילה / יום ° C.
    Variant: Sשת מינים, כגון ס halepense, צריכים טיפול בחום. לכן לאחר השריטה, זרעיו של ס ' halepense כפוף לתנאים הבאים: מחזורים של 4 שעות ב 45 ° C ו -20 שעות ב 24 מעלות צלזיוס במשך שלושה ימים בממשלת הנביטה, ולאחר מכן שלושה ימים בתנאים נורמלים.

4. שתיל השתלה וצמיחה

  1. השתלה חמש עשרה עד עשרים שתילים למגשי פלסטיק (325 x 265 x 95 מ"מ) מלאים בתערובת שתילה סטנדרטית (60% אדמת חמרה בוצית, חול 15%, 15% וagriperlite כבול 10% - לפי נפח).
    הערה: השתלה, במקום זריעה ישירה, מאפשרת עמדה אחידה של צמחים באותו שלב הצמיחה שהושגה, שהוא תנאי מוקדם חשוב כדי למטב את הביצועים של טיפול קוטל העשבים.
  2. לזהות כל מגש עם ברקוד כולל את כל המידע לזיהוי הייחודי: קוד אוכלוסייה, נבדקים קוטל עשבים, לשכפל מספר ומספר מגש מתקדם <./ Li>
  3. מגשי מקום בצמחי חממה ומים מחוממים לפי צורך כדי לשמור על המצע ליד או קיבולת שדה.
    הערה: טמפרטורת הצמיחה משתנה בהתאם למין העשב. לעתים קרובות בדיקות נעשות בסתיו / חורף / אביב, כל כך קל הוא בתוספת שימוש במנורות 400 וואט המתכת-הליד, המספקות PPFD של מטר -2 שניות על 150 μmol -1 וphotoperiod 12 שעות 24, 19. מיני עשבי קיץ עם מחזור הפוטוסינתזה C 4 בדרך כלל דורש עוצמת אור גבוהה יותר, ולכן בדיקות נעשות באביב-הקיץ מאוחר או עוצמת אור בתוספת היא מ 'μmol כ -400 -2 שניות -1 עם photoperiod 14 שעות.
  4. משתמש בפרוטוקול שונה לכמה מיני עשבים שפשטו על אורז אורז, למשל, א ' חך-Aquatica, ס mucronatus וג difformis כפי שתואר ב -22.
    1. השתלת השתילים למגשי קלקר עם 24 תאים עגולים (קוטר 55 מ"מ, 64 מ"מ העמוק) filהוביל עם 60% אדמת חמרה בוצית, חול 30% וכבול% 10 (לפי נפח).
    2. הגדר את המגשים ב -12 סנטימטרים מכלי פלסטיק עמוקים מלאים במים והוברחו על ידי מוטות נירוסטה דפוקה כדי למנוע מהם צף (איור 1).
    3. לשמור על רמת מים במכל ב1-2 סנטימטר מתחת לרמה של פני השטח האדמה ולהוסיף 1.5 גרם של נחושת גופרתית לכל מכולה (המכיל 10-12 ליטר מים), כדי למנוע את ההתפשטות של אצות.

5. טיפולי קוטל עשבים

  1. טיפולים בקוטלי עשבים קדם-הופעה:
    1. לאחר כשלושה ימים בממשלת הנביטה כאמור בסעיף 3, השתלת הזרעים הנובטים למגשי פלסטיק המכילים את המצע שתואר לעיל ומכסה בשכבת האדמה (כ 1 סנטימטר). זהו צעד קריטי כדי להבטיח ששתילים לא נצא בשל השפעת קוטלי העשבים ולא עומק קבורה מופרז.
    2. קח את המצע לקאפה שדהעיר על ידי הצבת המגשים, שיש כמה חורים בתחתית, על צלחות מלאות במים.
    3. יום אחד לאחר ההשתלה, טיפול במגשים עם קוטל העשבים קדם-הופעת 25.
    4. שמור את המצע באו קיבולת שדה ליד על ידי הוספת מים לפי צורך גם מלמעלה ולמטה על ידי קפילריות מהצלחת. הליך זה מעדיף את הקביעות של קוטל העשבים בעומק הנכון (כלומר, שבו הזרעים הנובטים הם) ליעילות טיפול טובה.
  2. טיפולים בקוטלי עשבים הודעה הופעה-:
    1. ריסוס צמחים כאשר הם מגיעים לשלב 2-3 עלים (כלומר, שלב צמיחה 12-13 של סולם צמיחת BBCH המורחב 26).
    2. החל מהיום לאחר הטיפול, להגדיר את מערכת ההשקיה בהתאם לדרישות המים של מיני עשבים והעונה (לדוגמא, לspp Echinochloa. הוא מספק מים במשך 3 דקות 4 פעמים ביום, במרווחי זמן קבועים מ -9 בבוקר עד 9 בערב). מים הוא דיסtributed באמצעות מערכת השקיה ממטרה אוטומטית.
      Variant: גלייפוסט מיושם בBBCH שלב צמח 14-21.
  3. הכנת קוטל עשבים והפצה.
    הערה: כל קוטלי העשבים (לפני ואחרי הופעה-) מיושמות כניסוחים מסחריים עם שטח מומלץ בשתי מנות, מינון מומלץ שדה (1x) ושלוש פעמים ש( 3x).
    1. במידת הצורך, להכין את הפתרון פעילי שטח בכמויות גדולה פי הוראות התווית; הריכוז הסופי בדרך כלל בא לידי ביטוי כאחוז מהנפח הסופי (למשל, 0.3%) או כנפח לחלוקה ליחידת שטח (למשל, חה -1 1 ליטר).
    2. השתמש בפתרון השטח כממס לפתרון קוטל עשבים (מומס) על מנת לשמור על הריכוז הנכון של החומר הפעיל. הכן את פתרון קוטל עשבים המרוכז ביותר הראשונה (3x). לחשב את כמות המוצר מסחרי שמומסת בפתרון פעילי השטח (או במים ללא יונים אםפעילי שטח אין צורך) באמצעות המשוואה הבאה:
      עשב מנה = [(מנה x שדה מקסימום מנה) סנפיר V x] / V דל
      איפה: עשב = מנת מנה קוטל עשבים (מיליליטר), מינון שדה = שדה עשבים מינון (מיליליטר חה -1), המנה מקסימום = נמסר מינון מקסימאלי, סנפיר V = נפח סופי של הפתרון (L), V = הנפח דל נמסר על ידי מרסס ספסל (-1 חה L).
    3. לדלל (2: 1, נ / V) 3x פתרון קוטל העשבים להכין פחות מרוכז אחד (1x). הליך זה מפחית את הסיכוי לטעויות בעת שקילה או pipetting קוטלי העשבים. ריכוז פתרון קוטל עשבים מתבטא כנפח לחלוקה ליחידת שטח (-1 חה L).
    4. התחל הרצף של טיפול במינון נמוך יותר קוטל העשבים (1x). בדרך זו אין צורך לשטוף את ארון הריסוס בין שני טיפולים באותה קוטל העשבים.
    5. להפיץ solutio קוטל העשביםn באמצעות מרסס ספסל דיוק אספקה ​​חה 300 L -1 (± 1%), בלחץ של 215 kPa, ומהירות של 0.75 מ 'לשנייה -1, עם פריחה מצוידת בשלוש שטוח אוהד (טווח מורחב) חרירים הידראוליים .
    6. שטוף את ארון ריסוס פעמיים כאשר קוטל העשבים משתנה באמצעות אקונומיקה 1% (V / V) ולאחר מכן לשטוף.
      Variant: גלייפוסט מיושם עם תרסיס נפח של 200 דונם L -1 27.
      הערה: תשומת לב מיוחדת צריך להיות משולמת כאשר קוטלי עשבים ביולוגיים מאוד, כגון sulfometuron sulfonylureas או flazasulfuron, משמשים. במקרה האחרון לעשות כביסה אחת עם פתרון אקונומיקה ועוד עם אמוניה (2.5% v / v), ואחריו שטיפה זהירה עם מים.

6. איסוף וניתוח של נתונים

  1. באמצעות קורא ברקוד, שמזהה באופן אוטומטי כל מגש, לרשום את המספר של צמחים ששרדו את הטיפול, כמו גם ביומסה החזותית המשוערת (VEB). צמחים הם התחתessed כמת אם הם לא מראים צמיחה פעילה ללא קשר לצבע או מראה אחר.
    1. הפוך את ההערכה שלושה או ארבעה שבועות לאחר הטיפול (WAT) בהתאם לקוטלי עשבים שנבדקו (למשל, שלוש WAT למעכבי ACCase וארבעה WAT למעכבי ALS או גלייפוסט).
    2. להעריך את יעילות הטיפול הכללית בכולל אוכלוסייה רגישה (לבדוק S) בכל הניסויים, כלומר, אוכלוסייה שנאספו באתר שבו מעולם לא היה או רק לעתים רחוקות טופל בקוטלי עשבים.
    3. הישרדות צמח Express כאחוז ממספר הצמחים שטופלו, נספר רק לפני טיפול קוטל העשבים, ולחשב את סטיית ההתקן (SE) לערך ממוצע (כלומר ערך של שני משכפל).
    4. VEB מתקבל באמצעות השוואה ויזואלית של ביומסה במפעל בין מטופלים ולא טופל בדיקה של אותה האוכלוסייה 25, 28. ציון, הנע בין 10 לצמחים אינם מושפעים מקוטל העשבים (לעומת הבדיקה לא טופלה) ל0 מתיהצמחים הם בבירור מתים, ניתן לכל מגש שטופל.
  2. אוכלוסיות מייחסים לארבע קטגוריות המבוססים על התוצאות שהתקבלו מטיפולים עם שתי מנות קוטל עשבים: S כאשר פחות מ -5% מצמחים שרדו 1x מינון קוטל עשבים, SR כאשר ניצולים נעו בין 5% ל -20% ב1x קוטל העשבים מינון, R כאשר יותר מ 20% ממפעלים שרדו 1x מינון קוטל העשבים וRR כאשר ניצולים יותר מ -20% במינון העשבים 1x ויותר מ -10% במינון העשבים 3x 17.

תוצאות

כדי להעריך את המצב של התנגדות אוכלוסייה עמידה משוערת, זה הוא יסוד לכולל בדיקה רגישה בassay על מנת לוודא את יעילות קוטלי העשבים. התוצאות של בדיקת סקר שנערכו על פ אוכלוסיות rhoeas, עשב שפשט על שדות חיטה, מדווחות באיור 2, שבו היעילות של ארבעה קוטלי עשבים הודע?...

Discussion

כמה צעדים בפרוטוקולים הם קריטיים להערכה מוצלחת של התנגדות קוטל עשבים באוכלוסייה: 1) יש לאסוף זרעים כאשר בוגר מצמחים ששרדו את טיפול קוטל עשבים (ים). הבשלה של הזרעים על הצמח האם הוא חיוני כדי למנוע קשיים בנביטת זרעים מאוחר יותר; 2) האחסון הנכון של זרעים מומלץ להימנע התפשט?...

Disclosures

The authors declare that they have no competing financial interests.

Acknowledgements

The research was supported by the National Research Council (CNR) of Italy. The authors thank GIRE members for collecting seed samples and are grateful to Alison Garside for revising the English.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Paper bagsCelcar SAS
Plastic dishesISI plast S.p.A.SO600Transparent plastic
Sulfuric acid 95-98%Sigma-Aldrich320501
Non-woven fabricCarretta TessituraArt.TNT17Weight 17 g m-2
Chloroform >99.5%Sigma-AldrichC2432
AgarSigma-AldrichA1296
Potassium nitrate >99.0%Sigma-AldrichP8394
Plastic containersGiganplast1875/M600 x 400 x 110 mm
Plastic traysPiber plastG1210A325 x 265 x 95 mm
Polystyrene traysPlastisavioS24537 x 328 x 72 mm, 24 round cells (6x4)
Copper sulfateSigma-Aldrich451657
AgriperliteBlu Agroingross sasAGRI100
PeatBlu Agroingross sasTORBA250
Germination cabinetKWW87R
NozzlesTeejetXR11002-VK, TP11001-VHThe second type of nozzles are used only for glyphosate
Barcode generatorToshiba TECSX4
Labels with barcodeFelgaTT20200Stick-in labels with rounded corners
Barcode readerCipherlab8300-LPortable data terminal
Bench sprayerBuilt in house
Herbicides included in the results:
Commercial productActive ingredientCompanyComments
AltoreximazamoxBASF
AzimutflorasulamDow AgroSciences
BiopowerBayer Crop ScienceSurfact to be used with Hussar WG
DashBASFSurfact to be used with Altorex
Granstartribenuron-methylDupont
GulliverazimsulfuronDupont
Hussar WGiodosulfuronBayer Crop Science
Nomineebispyribac-NaBayer Crop Science
RoundupglyphosateMonsanto
TrendDupontSurfact to be used with Granstar and Gulliver
ViperpenoxsulamDow AgroSciences
Weedone LV42,4-DIsagro

References

  1. Massa, D., Kaiser, Y. I., Andújar-Sánchez, D., Carmona-Alférez, R., Mehrtens, J., Gerhards, R. Development of a geo-referenced database for weed mapping and analysis of agronomic factors affecting herbicide resistance in Apera spica-venti L. Beauv. (Silky Windgrass). Agronomy. 3 (1), 13-27 (2013).
  2. Powles, S. B., Shaner, D. L. . Herbicides Resistance and World Grains. , 308 (2001).
  3. Sattin, M. Herbicide resistance in Europe: an overview. Proc. BCPC International Congress. , 131-138 (2005).
  4. Jasieniuk, M., Le Corre, V. Deciphering the evolution of herbicide resistance in weeds. Trends Genet. 29 (11), 649-658 (2013).
  5. Heap, I. M. Identification and documentation of herbicide resistance. Phytoprotection. 75 (4), 85-90 (1994).
  6. Beckie, H. J., Heap, I. M., Smeda, R. J., Hall, L. M. Screening for herbicide resistance in weeds. Weed Technol. 14 (2), 428-445 (2000).
  7. Tal, A., Kotoula-Syka, E., Rubin, B. Seed-bioassay to detect grass weeds resistant to acetyl coenzyme A carboxylase inhibiting herbicides. Crop Prot. 19, 467-472 (2000).
  8. Boutsalis, P. Syngenta Quick-Test: a rapid whole-plant test for herbicide resistance. Weed Technol. 15 (2), 257-263 (2001).
  9. Menchari, Y., et al. Weed response to herbicides: regional-scale distribution of herbicide resistance alleles in the grass weed Alopecurus myosuroides. New Phytol. 171 (4), 861-874 (2006).
  10. Burgos, N. R., et al. Review: confirmation of resistance to herbicides and evaluation of resistance levels. Weed Sci. 61 (1), 4-20 (2013).
  11. Owen, M. J., Martinez, N. J., Powles, S. B. Multiple herbicide-resistant Lolium rigidum. (annual ryegrass) now dominates across the Western Australian grain belt. Weed Res. 54 (3), 314-324 (2014).
  12. Beckie, H. J., Tardif, F. J. Herbicide cross resistance in weeds). Crop Prot. 35, 15-28 (2012).
  13. Moss, S. R., et al. The occurrence of herbicide-resistant grass-weeds in the United Kingdom and a new system for designating resistance in screening assays. Proc. BCPC Weeds. , 179-184 (1999).
  14. Baskin, C. C., Baskin, J. M. . Seeds, Ecology, Biogeography and Evolution of dormancy and Germination. , 27-42 (1998).
  15. Sattin, M., Gasparetto, M. A., Campagna, C. Situation and management of Avena sterilis. ssp. ludoviciana. and Phalaris paradoxa. resistant to ACCase inhibitors in Italy. Proc. BCPC - Weeds. , 755-762 (2001).
  16. Scarabel, L., Varotto, S., Sattin, M. A European biotype of Amaranthus retroflexus. cross-resistant to ALS inhibitors and response to alternative herbicides. Weed Res. 47 (6), 527-533 (2007).
  17. Collavo, A., Panozzo, S., Lucchesi, G., Scarabel, L., Sattin, M. Characterisation and management of Phalaris paradoxa. resistant to ACCase-inhibitors. Crop Prot. 30 (3), 293-299 (2011).
  18. Scarabel, L., Carraro, N., Sattin, M., Varotto, S. Molecular basis and genetic characterisation of evolved resistance to ALS-inhibitors in Papaver rhoeas. Plant Sci. 166 (3), 703-709 (2004).
  19. Panozzo, S., Scarabel, L., Tranel, P. J., Sattin, M. Target-site resistance to ALS inhibitors in the polyploid species Echinochloa crus-galli. Pestic. Biochem. Phys. 105 (2), 93-101 (2013).
  20. Sattin, M., Berto, D., Zanin, G., Tabacchi, M. Resistance to ALS inhibitors in rice in north-western Italy. Proc. BCPC. Weeds. , 783-790 (1999).
  21. Scarabel, L., Berto, D., Sattin, M. Dormancy breaking and germination of Alisma plantago-aquatica. and Scirpus mucronatus. Aspects of Applied Biology. 69, 285-292 (2003).
  22. Collavo, A., Strek, H., Beffa, R., Sattin, M. Management of an ACCase-inhibitor-resistant Lolium rigidum. population based on the use of ALS inhibitors: weed population evolution observed over a 7 years field-scale investigation. Pest Manag. Sci. 69 (2), 200-208 (2013).
  23. Scarabel, L., Panozzo, S., Savoia, W., Sattin, M. Target-site ACCase-resistant Johnsongrass (Sorghum halepense). selected in summer dicot crops. Weed Technol. 28 (2), 307-315 (2014).
  24. Hess, M., Barralis, H., Bleiholder, H., Buhur, L., Eggers, T., Hack, H., Strauss, R. Use of the extended BBCH scale - general for the description of the growth stages of mono- and dicotyledonous weed species. Weed Res. 37 (6), 433-441 (1997).
  25. Collavo, A., Sattin, M. First glyphosate-resistant Lolium. spp. biotypes found in a European annual arable cropping system also affected by ACCase and ALS resistance. Weed Res. 54 (4), 325-334 (2014).
  26. Scarabel, L., Cenghialta, C., Manuello, D., Sattin, M. Monitoring and management of imidazolinone-resistant red rice (Oryza sativa. L., var. sylvatica.) in Clearfield® Italian paddy rice. Agronomy. 2 (4), 371-383 (2012).
  27. Zelaya, I. A., Anderson, J. A. H., Owen, M. D. K., Landes, R. D. Evaluation of spectrophotometric and HPLC methods for shikimic acid determination in plants: Models in glyphosate-resistant and-susceptible crops. J. Agric. Food Chem. 59 (6), 2202-2212 (2011).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

101biotypes

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved