JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

Radiotelemetry EEG ללא הרחקה הוא גישה מתודולוגית יקר להקליט in vivo פעילות המוח לזמן ארוך מתאגידים מכרסמים לנוע בחופשיות. פרוטוקול מפורט זה מתאר אפידורל stereotaxic ואת מיקום האלקטרודה תוך-מוחי עמוק באזורי מוח שונים על מנת להשיג הקלטות אמינות של מקצב CNS ושלבי התנהגותיות הקשורות במערכת עצבים המרכזית.

Abstract

radiotelemetry מושתלת EEG היא רלוונטית מרכזי באפיון הנוירולוגיות של דגמי עכבר מהונדסים של מחלות נוירו-פסיכיאטריות ו ניווניות, כמו גם אפילפסיה. טכניקה רבת עוצמה זו אינה רק לספק תובנות רבות ערך את מנגנוני pathophysiological הבסיסית, כלומר., את etiopathogenesis במחלות הקשורות למערכת העצבים המרכזית, זה גם מקל על הפיתוח של translational חדש, כלומר., גישות טיפוליות. בעוד טכניקות מתחרים העושים שימוש במערכות מקליטות המשמשות מעיילים או מערכות קשורות סובל ההרחקה לא הפיזיולוגית שלהם אופי חץ הרחקה, קלטות EEG radiotelemetric להתגבר על חסרונות אלה. מבחינה טכנית, radiotelemetry מושתלת EEG מאפשר מדידה מדויקת ורגישה ביותר של לתרשים אק"ג אפידורל ועמוק, תוך-מוחי בתנאים פיזיולוגיים pathophysiological שונים. ראשית, אנו מציגים פרוטוקול מפורט של ישר קדימה, מוצלח,טכניקה מהירה ויעילה אפידורל (משטח) קלטות EEG וכתוצאה מכך electrocorticograms באיכות גבוהה. שנית, אנו מדגימים כיצד להשתיל עמוק, אלקטרודות EEG תוך-מוחי, למשל, בהיפוקמפוס (electrohippocampogram). עבור שני הגישות, מערכת השתלת אלקטרודה stereotaxic 3D ממוחשבת משמשת. המשדר גלי רדיו עצמו הוא מושתל לתוך כיס תת עורית בשתי עכברים וחולדות. יש לשלם גם תשומת לב מיוחדת מראש, טיפול peri- ולאחר הניתוח של חיות ניסוי. הכנה לפני ניתוח של עכברים וחולדות, הרדמה מתאימה כמו גם ניהול טיפול וכאב לאחר ניתוח מתואר בפירוט.

Introduction

Radiotelemetry הוא גישה מתודולוגית היקרה ביותר למדידת מגוון של פרמטרים התנהגותיים ופיסיולוגיים בחיות מודעות, רסן בגדלים שונים, במיוחד בהקשר של EEG, ECG, EMG, לחץ דם, טמפרטורת ליבת גוף או מדידות פעילות 1-7. באופן תיאורטי, כל מין ניתן לנתח באמצעות radiotelemetry EEG מושתל מפני מכרסמי מעבדה כגון עכברים וחולדות לחתולים, כלבים, חזירים וקופים 3,8. גם דגים, זוחלים ודו כפופים החקירה radiotelemetric 9. במהלך שני העשורים האחרונים, radiotelemetry EEG המושתל הוכיח להיות יקר באפיון במודלים של בעלי חיים שונים מהונדסים של מחלות אנושיות, כגון אפילפסיה, הפרעות שינה, ניווניות והפרעות נוירו 7,10-12. בעבר, גישות מתודולוגיות רבות לאיסוף נתונים פיזיולוגיים כולל biopotentials מעכברים וחולדות כבר יורדribed. שחוק במערכות מקליטות ז'קט, שיטות ריסון פיסיות, radiotransmitters הלא מושתל ומערכות קשורות קבל את תשומת הלב העיקרית של 13,14 בעבר. כיום, מערכות שונות להשתלת radiotelemetric זמינות מסחרי. עם זאת, מסך בספרות גם גילה 29 פרסומים המתארים את התפתחות מערכות radiotelemetric מתוצרת עצמית 15-40. בעוד מערכות תוצרת הבית צפויות להיות פחות יקר ויותר מותאמים למשתמש, במערכות זמינות מסחרי הם ישר קדימה, יחסית קלות להתקנה יכולה להיות התקנה במהירות.

radiotelemetry מושתלת EEG יש מספר היתרונות לעומת טכניקות מתחרות כגון שיטות ריסון פיסיות, משוחקות במערכות ז'קט או גישות קשורות. אלה אחרוני הרחקה על פי הגדרתו, כלומר., החיה היא לא מסוגלת לזוז או ההתנהגות הנורמלית שלה נפגעת. זה יכול להיות גם צורך להרדים את החיה לרכישה מחדשנתונים עלולים. מערכות קשורות מודרניות עם זאת צפויות להיות מרסן פחות, אבל זה צריך להיות תוקף מדעי. Radiotelemetry ומצד שני מאפשר חיות להציג רפרטואר של התנהגות המלא שלהם ללא הגבלות spatiotemporal וכך, נחשב עדיף על ריסון גישות ולהיות חזוי יותר של תוצאות שיכולות להירכש בבני אדם 1,3. זה ידוע כבר זמן רב גישות המניעות שיכולים דרמטיים לשנות את הפרמטרים פיסיולוגיים בסיסיים, למשל., צריכת מזון, טמפרטורת ליבת גוף, לוחץ דם וקצב לב ופעילות גופנית למשל 3. מערכות Tethered מייצגים עדיין אחד הרחקה קלאסית בשימוש נרחב בגישה 13,14. האלקטרודות אשר הוא או אלקטרודות אפידורל או העמוקות מחוברות בדרך כלל שקע מיניאטורי מעוגן אל הגולגולת. השקע עצמו חשוף עבור התקשרות של כבל המאפשר תנועה חופשית יחסית של החיה. Although כיום מערכות קשורות הפכו פיליגרן מאוד וגמישות מאוד, אחד החסרונות העיקריים של הקבוצה הנו, כי זה עדיין-הרחקה למחצה. חוץ מזה, ייתכן שיש סיכון של זיהום במקום אלקטרודה ההשתלה כמו החיות נוטות לתמרן כל התקנים חיצוניים שמקורם גופם (ראש). למרות טכנולוגית radiotelemetry אלחוטית במינים שונים כבר תוארה בשנתי ה -60 המאוחרים וכך קיימת כבר עשרות שנים, זה רק באחרונה הפך זול, אמין, יחסית קל לשימוש 10,41,42, במיוחד אצל מכרסמי מעבדה קטנים כאלה כמו עכברים וחולדות. קטנים, משדרי EEG מיניאטורי מושתלים זמינים כעת מסחרי וניתן מושתל עכברים יותר מ -20 גרם (~ 10 שבועות). לפיכך, אפיון אלקטרו של דגמי עכבר מהונדסים בפרט הפך שדה שולט של יישום של radiotelemetry EEG המושתל בימים אלה. גודל Animal הוא כבר לא restric ניסיוני מוחלטtion ואילו תוחלת החיים של 'סוללת המשדרים אכן. למרות החיים לזמן המוגבל שלה, מערכות משדר מושתלות מסוגלות המזעור ביותר החסרונות הקשורים ללחץ הקלטה הקשורים פוטנציאל ירסן מערכות. מכרסמים יכולים להציג בארסנל שלהם המלא של התנהגות פיזיולוגית כוללים מנוחה, פעילות של תנועה (חקר) ושינה (REM, איטי גל לישון) 43,44. חשוב לציין, radiotelemetry המושתלת יכולה להפחית במידה רבה חית שימוש 3. נכון לעכשיו, יש דיון עז כיצד להגביל את מספר בעלי החיים הניסיונות במדע להקטין את סבלם. ברור, ניסויים בבעלי החיים ומודלים של בעלי החיים של מחלות בבני אדם ובעלי החיים חיוניים להבנת הפתופיזיולוגיה השורה התחתונה וההתקדמות הבאה בטיפול. יתר על כן, ניסויים בבעלי חיים הם קריטיים במחקר ופיתוח תרופות. הם באופן משמעותי תורמים במחקרים פרה / טוקסיקולוגית ברישוי סמיםובכך להתחייב הוא טיפול בני האדם ובעלי החיים. חשוב לציין, כי בשלב זה אין כל האלטרנטיבות הן זמינות עדיין מחקר בבעלי חיים כדי להבין את המנגנונים pathophysiological מורכבים אשר יהיה בלתי אפשרי אחרת כדי להיות שהושרו. במקביל, את 3R, כלומר., החלפה, הפחתה ואסטרטגית עידון באיחוד האירופי וארצות הברית ממליצה בחום מחקר לתוך שיטות משלימות ואלטרנטיביות. Radiotelemetry היא דוגמה חשובה של אסטרטגיה 3R מוצלח כפי שהוא יכול להפחית את מספר בעלי החיים ניסיוני וסבלם לעומת טכניקות אחרות.

כאן אנו מספקים מפורטת ורציפה צעד אחר צעד גישה כדי לבצע השתלת כיס תת עורית של משדר גלי רדיו בשני עכברים וחולדות. רצף הראשון זה ואחריו תיאור של אפידורל stereotaxic ומיצוב אלקטרודה EEG עמוק תוך-מוחי. תשומת לב מיוחדת מוקדשת תנאי דיור, הרדמה, peri- וכאב לאחר ניתוחניהול וטיפול אנטי זיהומיות אפשרית. הדגש הוא על גישת stereotaxic 3D הממוחשבת למקד באופן מהימן מבנים אפידורל ועמוקים תוך-מוחיים. אנחנו גם להגיב על חסרונות ניסיוניים תכופים השתלת אלקטרודה EEG ואסטרטגיות להפחתת טראומה ואופטימיזציה של ניהול כאב במהלך התאוששות שלאחר ניתוח. לבסוף, דוגמאות של משטח והקלטות EEG עמוקים מוצגות.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

משפט ואתיקה: כל הניסויים בבעלי-החיים בוצעו על פי הנחיות המועצה המקומית ומוסדית על טיפול בבעלי החיים (מאונ' בון, BfArM, LANUV, גרמניה). בנוסף, כל הניסויים בבעלי-החיים בוצעו בהתאם לחקיקה מעולה, למשל., הדירקטיבה מועצת הקהילה האירופית מיום 24 בנובמבר 1986 (86/609 / EEC) או בודדי חקיקה אזורית או לאומית. מאמץ מיוחד נעשה כדי למזער את מספר בעלי החיים המשמשים והסבל שלהם.

1. בחיות מעבדה

  1. מבחר חיות ניסוי ומינים
    1. לבצע מחקרי radiotelemetric במכרסמים, כלומר., עכברים וחולדות, אשר עונות על הדרישות של הומולוגיה, איזומורפיזם ויכולת חיזוי הקשורים למחלה אנושית ספציפית 7,9,45,46.
      הערה: עכבר וחולדה שונים זנים זמינים קשות יכולים נבדלים פיסיולוגי בסיסי characterist pathophysiologicalics 47-49.
    2. שקול או להעריך מאפיינים פיסיולוגיים pathophysiological של זני עכבר / עכברוש לפני ביצוע ניסויים אלקטרו עוקבים למשל, בתגובה במינונים רלוונטיים של הרדמה, אדריכלות שינה ותפיסת רגישות 50,51.
    3. הערת מאפיינים ספציפיים מגדרים בתכנון מחקר. מחזור הייחום יכול להשפיע מקצב מרכזי חזק, תלות יממה שלו, השינה ותפיסת פעילות 52-54. לפיכך, לבצע ניתוח מגדרים ספציפי.
      הערה: אם היכולת פיננסית וניסיוני מוגבלת, הגבלת עכברי זכרים מומלצת.
  2. דיור וטיפול בבעלי חיים
    1. עכברים וחולדות בית בכלובים מסננים העליונים או אפילו טוב יותר בכלובים מאווררים בנפרד.
    2. עבר עכברי ממתקן חית ארונות מאווררים להציב חדרי מעבדה מיוחדים המוקדשת אך ורק לבעלי חיים מושתלים וההקלטה הבאה שלהם (איור1).
    3. עבור התאקלמות לאחר שינוע יבשתי, חיות במקום במשך שבוע אחד בארון מאוורר בתנאים סטנדרטיים, כלומר, 21 ± 2 ° C טמפרטורת הסביבה, 50 -. 60% לחות יחסית, ואת מחזור קונבנציונלי 12 שעות אור / חושך.
    4. לפני ההשתלה כירורגית, עכברים הבית בקבוצות של 3 - 4 בסוג כלובים פוליקרבונט ברור השנייה (26.7 ס"מ x 20.7 ס"מ x 14.0 ס"מ, שטח 410 ס"מ 2) עם גישה כרצונך מודעה למי השתייה וכדוריות המזון הרגילה. השתמש כלובים פוליקרבונט ברור סוג III (42.5 ס"מ x 26.6 ס"מ x 18.5 ס"מ, שטח 800 ס"מ 2) לחולדות.
    5. אין להפריד / לבודד חיות בשלב זה כמו בידוד יכול לגרום ללחץ להשפיע על תוצאות הניסוי בשלב מאוחר יותר. עם זאת, בעקבות ומכשור כירורגי, בחיות בית בנפרד כמו החיות נוטות לתמרן stiches פצע / תפרים או קליפים מתכת (ראה להלן).
    6. הימנע תנאי דיור פתוחים כפי שהם נשפטים הולמים עבור מגוון רחב של היםשאלות cientific, למשל., חקר-השינה.
    7. השתמש בעכבר וציוד עכברוש ספציפי כך שאף אחד מהם העכברים ולא חולדות יכולים לחוש את הנוכחות של אחד את השני כמו זה מציב עומס נוסף על בעלי החיים.

מערכת 2. EEG Radiotelemetry

הערה: הפרוטוקול המתואר מבוסס על מערכות טלמטריה זמינות מסחרי המשמשות משטח והקלטות EEG תוך-מוחיות עמוקות (איור 2).

  1. השתמש שתל טלמטריה גל רדיו מתאים להשתלה בעכברים או חולדות, למשל., משדר אחד ערוצית או משדר דו ערוצים.
    הערה:. משדרי שניהם ליכולת למדוד biopotentials שונים, כלומר, אלקטרואנצפלוגרם (EEG), רל (אק"ג), electromyogram (EMG), אלא גם פעילות גופנית וטמפרטורה. יש להם מנגנון ב- off ומונע מגנטי. הלידים המשדר וחישה ניתנים סטרילי. אם המשדר הואכדי להשתמש בהן שוב ושוב פעל בהתאם להוראות היצרנים עבור resterilization.
  2. לניתוח גמא בתדירות גבוהה (עד 500 הרץ) למשל, לבחור משדרים עם קצב דגימה נומינלי (ו, עד 5,000 הרץ) ורוחב פס משדר (B, עד 500 הרץ). בפרט, לשקול את גבול דגימה נייקוויסט-שאנון, כלומר., נתוני ה- EEG ניתן לנתח עד המרבי המוחלט של f / 2, אבל לא מעבר. לקבלת ניתוח תדירות אמינה, רוחב פס תדרים (B) של f / 10 - f / 5 מומלץ.
    הערה: השאלה המדעית להתייחס לעמוד במפרט הטכני של המשדר.

הרדמה 3. טיפול בכאבים

  1. השתמש הרדמה משאיפת isoflurane.
    1. מניחים את חיה בתוך "תא אינדוקציה" מלא 4 - isoflurane 5% ו -0.8 - 1% חמצן או carbogen (5% CO 2 ו -95% O 2) L / min. לשמור על העומק הרצוי של הרדמה עם facemask סיליקון מתן זרימת 1.5- Isoflurane 3.0% ו -0.8 - חמצן 1% או carbogen L / min (איור 3 א).
      הערה: ריכוז isoflurane המתאים משתנה בהתאם למשקל הגוף (מהיקף החלוקה), גיל, מין ורקע הגנטי של החיה. אם ציוד הרדמה בגז אינו זמין, כלומר, "תא אינדוקציה", אספקת carbogen או חמצן, מד זרימה, מאדה isoflurane, הדחת מערכת, ראה סעיף 3.2. למשיכה על ידי מערכת יניקה (הדחת מערכת, איור 3 א) יותקן להימנע מחשיפת isoflurane של הנסיין (הצינורות אינם מוצג במסמך וידאו הדגמה).
  2. כאשר aneesthetics משאיפת הם לא אופציה, לבצע הרדמה על ידי הרדמה בזריקות. הכן שילוב של hydrochloride esketamine (המינון מכרסם 100 מ"ג / ק"ג) ו hydrochloride xylazine (המינון מכרסמים 10 מ"ג / ק"ג) ב 0.9% NaCl ולהזריק את החיה intraperitoneally מבוסס על משקל הגוף שלה.
  3. שימו לב החיות carefully עבור עומק ההרדמה באמצעות צביטה זנב, רגל קמצוץ ועל ידי ניטור קצב הנשימה (עכברים 150 - 220 נשימות / דקה; חולדות 70 - 115 נשימות / דקה). בדוק מתנשף אפשרי.
    הערה: קווי עכבר וחולדה שונים יכולים להציג רגישויות שונות כדי הרדמה. הדבר נכון גם עבור דגמי עכבר מהונדסים.
    הערה: אינטובציה Endotracheal אינה חובה במכרסמים. למעשה, אינטובציה מגביר את הסיכון לגרימת נזק קנה הנשימה.

4. ומכשור כירורגי - היבטים כלליים

  1. החל חום משלים במהלך שלאחר ניתוח באמצעות הסירקולציה המחודשת שמיכות מים חמות, צלחות התחממות חשמל, מנורות חימום, יחידות אוויר חם כפייה או מחממים בכיס כדי לשמור על טמפרטורת ליבת גוף. לשמור האחרון ב 36.5 - 38.0 מעלות צלזיוס (98.6 - 100.4 ° F).
    הערה: מכרסמים קטנים הם נוטים היפותרמיה בשל היחס הגבוה שלהם של משטח גוף (עכבר, 10.5 x (משקל ב ז) 2/3; חולדות, 10.5 x (משקל ב ז) 2/3)נפח הגוף.
  2. הימנע התייבשות קרנית לכסות את העיניים עם משחת דמעה מלאכותית מבוסס נפט או dexpanthenol (ראה מסמך וידאו) בתהליך ההשתלה כולו והתאוששות מוקדם עד רפלקס המצמוץ משוחזר לחלוטין.
  3. מכשירי ניתוח חיטוי (ראה טבלה של חומרים) עבור עיקור או למקם אותם חומרי חיטוי.
    הערה: דרך אלגנטית ומהירה היא השימוש מעקר מכשיר כירורגי מבוסס חום עם חרוזי זכוכית.
  4. יש מיקרוסקופ בהגדלה כירורגית המשקפת ומקור אור קר זמין עבור תאורה חזקה באמצעות גמישים או תמיכה עצמית, מדריכי אור מטלטלין.
  5. ללבוש מעיל מעבדה נקיים, facemask, כיסוי ראש וכפפות סטריליות.
    הערה: אספקה ​​ומכשירים אופטימליים עשויות להשתנות ממעבדה למעבדה וחייבות לעמוד בדרישות מעבדה ספציפית ומוסדיות.

5. כירורגיה - מיקום משדר

  1. הסר את הגוף hair מהקרקפת מעכברים בהרדמה מלאה / חולדות באמצעות גילוח. נקו את האזור המגולח באמצעות חיטוי, למשל, אתנול 70% ו לשפשף מבוסס יוד. הימנע עור גירוי או דלקת עקב חשיפה מוגזמת. מניח את החיה במצב נוטה על שמיכת חימום כדי לשמור על טמפרטורת גוף במהלך הרדמה.
  2. באמצעות אזמל, לעשות חתך קו אמצע על הקרקפת מן המצח (כך אתר גבחת הגולגולת הופך לגלוי) עד הצוואר (כך שריר הטרפז הופך לגלוי). החל מ באתר החתך העורפי ושימוש מספריים כירורגית, פתח כיס תת עורית לאורך האגף לרוחב של בעלי החיים על ידי דיסקציה הקהה.
  3. להזריק 1 מ"ל 0.9% NaCl בכיס תת עורית. מניחים את המשדר עם מוביל חישה אוריינטציה cranially לתוך הכיס תת עורית על אגפו קרוב באזור הבטן הגחון. אם המשדר בעל לשונית תפר, לתקן את המשדר על הגב / העור לרוחב באמצעות אחד או יותר Stiצ 'ס (יתר ו-מעל תפרים).
    שים לב קיבעון של המשדר אינו חובה. שים לב מיוחד למניעת זיהום של האתר כירורגית שתל משדר. וילונות צריך לשמש כדי לבודד כראוי סטרילי מאזורים שאינו סטרילי.
  4. לקבלת טיפול שלאחר ניתוח וניהול כאב, ראה סעיף 8.

6. Surface Stereotaxic אלקטרודה השרשה

  1. מניח את החיה על מסגרת stereotaxic בהרדמה ובזהירות לתפקיד הראש בעזרת הברים מהדקים האף כך ציוני דרך גבחת ו למבדה craniometrics של הגולגולת היא באותה הרמה (איור 3 ב). אל תגרמו נזק לאוזן הפנימית באמצעות מוטות אוזן. מכסי סורגי אוזן עם כדורי צמר גפן במידת צורך. אמצעי זהירות זה מאפשר קיבוע חזק של הראש בתוך מסגרת stereotaxic.
  2. נקה את periosteum עם טיפי כותנה מבלי לפגוע שרירים הזמניים עורפיים. טרום לטפל בשכבה דקה שטחית שלהגולגולת עם 0.3% H 2 O 2 עבור גולגולת העכבר 3% H 2 O 2 עבור גולגולת העכברוש. הליך זה בבירור חושף ציוני דרך תפר craniometrics גולגולתי כגון גבחת ו למבדה (איור 4 ב ', ג').
  3. השתמש מיוחדת להתקנה, מאובזר stereotaxic עבור עכברים וחולדות כולל מסגרת stereotaxic במוטות אוזן מהדק אף מותאם גודל לעכברים וחולדות, בהתאמה. ודא כי מסגרת stereotaxic גם מסכה הרדמה גז עם חיבורים המאייד isoflurane ואת מודול נבלות isoflurane.
    הערה: התקנה ממוחשבת 3D stereotaxic עם מוח עכבר וחולדה ספציפי לתאם תוכנה כולל ממשק משתמש לניווט אטלס 3D, המאפשרת נופים ציריים, עטרה ועל sagittal מומלצת.
  4. הר תרגיל דיוק על הזרוע האנכי של מסגרת stereotaxic. השתמש עיפרון או עט רכוב על הזרוע האנכית להשאיר סימן קטנטן בבית הקואורדינטות של בחירה על גבי הגולגולת אםאין מערכת ממוחשבת stereotaxic זמינה.
  5. לקדוח חורים לקחת בזהירות בחשבון כי עכברים וחולדות שונים קשות בעובי עצם neurocranial. בנוסף, יש לציין כי עובי של עצמות הגולגולת murine מאוד תלוי לוקליזציה, למשל, בעכברים, OS Frontale: סעיף קו האמצע: 320-390 מיקרומטר, סעיף לרוחב: 300 - 430 מיקרומטר; os parietale: סעיף קו האמצע: 210 - סעיף 250 מיקרומטר, לרוחב: 200 - 210 מיקרומטר; os occipitale: סעיף קו האמצע: 600 - 730 מיקרומטר, סעיף לרוחב: 380 - 420 מיקרומטר).
  6. לחץ ללא לקדוח חורים בבית המהירות המרבית.
    הערה: זה ימנע applanation טוניק של הגולגולת, דבר אשר עלול לגרום לפריצת דרך פתאומית של הראש מקדח נזק אפשרי בעיקר בתחום קליפת המוח. עבור craniotomy, מערכת תרגיל מנוע דיוק במהירות גבוהה נוירוכירורגיים מומלץ מאוד.
  7. חורי בר מקדחה על הקואורדינטות של בחירה עם קוטר ראש מקדח טיפוסישל 0.3 - 0.5 מ"מ.
    הערה: הקוטר של החורים עלול להיות קטן תלוי בקוטר האלקטרודה. ככלל, קטן יותר, בקוטר, הנזק פחות מופק.
  8. לכופף את קצה עופרת חישה 'משדרי אשר משמש אלקטרודה אפידורלית ולמקם אותו ישירות על דורה מאטר את החור בחלק הקואורדינטות של בחירה. לחלופין, להשתמש בברגים קליפת המוח ולצרף אותם מכנית מוביל חישה של המשדר (איור 4 א).
  9. . עבור הקלטות מפני השטח, למשל, הקורטקס המוטורי murine M1 / M2, למקם את האלקטרודה, למשל, ב: מ"מ 1 גולגולתי, לרוחב 1.5 מ"מ (אונה שמאלית). מניח את האלקטרודה ההתייחסות אפידורל על קליפת המוח הקטנה: גבחת -6 מ"מ, לרוחב של מ"מ גבחת 1 (אונה שמאלית) או גבחת -6 מ"מ, לרוחב של מ"מ גבחת 1 (אונה ימנית) (4D איור).
    הערה: המוח הקטן המשמש כנקודת התייחסות כפי שהוא אזור שקט electroencephalographically. Stereotניתן לגזור קואורדינטות axic מ אטלסים stereotaxic תקן עכברים וחולדות.
  10. תקן אלקטרודות במלט שיניים ionomer זכוכית (על בסיס מים), וזה מאוד קשה והוא נותן הדבקה חזקה neurocranium הבסיסית.
    הערה: אם דבק דנטלי ionomer הזכוכית משמש, אין ברגי עיגון נחוצים כדי להבטיח את האלקטרודות.
  11. השאר הבטון להתייבש במשך 5 דקות. סגור את הקרקפת בעזרת יתר ו-מעל תפרים עם חומר תפר שאינו נספג 5-0 / 6-0. לחלופין, דבק עור יכול לשמש. לעקוב מקרוב אחר האיכות של קלטות EEG מבוססות באתר ההשתלה האלקטרודה. הערה: התאבנות מן חורים שנקדחו יכול להתרחש כי יש לו את היכולת להרים את האלקטרודות עם הזמן. זה יכול לגרום באיכות מופחתת EEG עקב זיהום EMG ו א.ק.ג. ובכך יכול להגביל את משך ההקלטה האופטימלי.
  12. לקבלת טיפול שלאחר ניתוח וניהול כאב, ראה סעיף 8.
  13. אמת EEG אלקטרודה עמדה פוסט מורטם.
    1. המתת חסד, והמקום החי (ים) בתא דגירה להציג פחמן דו חמצני 100%. השתמש קצב מילוי של 10% - 30% מנפח התא לדקה עם פחמן דו חמצני מתווסף האוויר הקיים בתא הדגירה. זהו מתאים להשגת הכרה מהירה עם מצוקה מינימאלית לבעלי החיים.
      הערה: יש להימנע מחשיפה פתאומית של חיות בהכרה לריכוזי פחמן דו חמצני> 70% כמו זה הוכח להיות עגמומי.
    2. שים לב כל עכבר / עכברוש מחוסר נשימת צבע עיניים דהוי. לשמור על זרימת CO 2 למשך תקופה מינימלית של 1 דקות לאחר דום נשימה. זמן צפוי חוסר הכרה הוא בדרך כלל בתוך 2 עד 3 דקות.
    3. אם שני הסימנים הם נצפו, ולאחר מכן להסיר את המכרסמים מהכלוב; אחרת להמשיך לחשוף אותם ל- CO 2. אם ההכרה לא קרתה בתוך 2 עד 3 דקות, לבדוק את קצב המילוי הקאמרי.
    4. כדי לאמת את מיקום האלקטרודה הנכון, גם לעקור מוח לפרסם מורטם, למשל., באי CO 2 המתת חסד ולתקן אותם paraformaldehyde 4% ב PBS (pH 7.4) לילה. לחלופין, לבצע זלוף הלב של החיות באמצעות בופר פוספט קר כקרח (PBS; pH 7.4) ואחריו paraformaldehyde 4% (PFA) פתרון מומס PBS.
    5. Postfix מוחות עבור 2 - 4 שעות ב 4% PFA ב RT ואחריו cryoprotection ב סוכרוז 30% ב PBS והמוח ולאחסן ב 4 מעלות צלזיוס עד לעיבוד נוסף.
    6. באמצעות מטריצת הדגימה עבור חתך cryostat, להקפיא את המוח על בלוק stereotactic ופצע 60 מיקרומטר פרוסות העטרה באמצעות cryostat. פרוסות הר על גבי שקופיות זכוכית, אוויר יבש, ואת כתם עם כחול Nissl באמצעות טכניקות סטנדרטיות לדמיין תעלת הסניף ומצבת אלקטרודה לשעבר.
      הערה: גישה זו גם מגלה אם האלקטרודות המשטח הונח עמוק בטעות על ידי השארת פגיעת קטין על החלק העליון של קליפת המוח.

7. Stereotaxic עמוק תוך-מוחי EEG אלקטרודה Implantatיוֹן

  1. טרום לטפל הקרקפת והגולגולת של החיה כמתואר בסעיפים 6.1 - 6.2. בחר את סוג אלקטרודות עמוק בקפידה, לקחת בתמורת מאפייני החומר שלה, למשל., בקוטר העכבה וקשר אפשרי כדי מובילה החישה של המשדר.
    הערה: אלקטרודות פלדה טונגסטן מצופה Parylene נמצאים בשימוש נפוץ. המאפיינים אלקטרודה צריך להתאים לצרכים ניסיוניים בודדים. אם האלקטרודות אינן מסופקות סטרילית, הם צריכים להיות מודגרות ב -70% אתנול לפני השימוש. כמו אלקטרודות מצופות למטרה ניסיונית זה, עיקור מבוסס חום אינו ישים.
  2. לקדוח חורים על הקואורדינטות של בחירה כמפורט בסעיף 6 באמצעות מערכת stereotaxic. כדי למקד באזור CA1 murine למשל, המשמש כאזור מוח נחקר באינטנסיביות, במקום אלקטרודה ההפרש על הקואורדינטות הבאות בהתייחסו גבחת: זנב 2 מ"מ, לרוחב 1.5 מ"מ (אונה ימנית)ו dorsoventral (עומק) 2 מ"מ. מניחים אלקטרודה השוואתית אפידורל על קליפת המוח הקטן, למשל., מ"מ גבחת -6, לרוחב של מ"מ גבחת 1 (שמאלה או ימינה בחצי הכדור) (איור 4D, E).
    הערה: אלקטרודה המוח הקטן מגיש אלקטרודה פסאודו הפניה באזור שקט של המוח הקטן. ניתן לגזור קואורדינטות Stereotaxic מ אטלסים stereotaxic תקן עכברים וחולדות.
  3. לקצר את האלקטרודות העמוק אל האורך נדרש תלוי עד כמה עמוק לתוך המוח הם יוכנסו. חבר את חלק extracranial של האלקטרודה לסליל נירוסטה של ​​עופרת משדר ידי כיפוף שני החלקים לזווית של 90 מעלות בין.
  4. קליפ האלקטרודה העמוק את יתרון החישה של המשדר מכאני. אין לרתך בכל הזדמנות אפשרית כמו זה יכול לגרום רעש משמעותי הקלטת EEG. לחשוף את סליל הנירוסטה של ​​עופרת המשדר ידי הסרת קטע קצר של בידוד סיליקון החיצוני בקצהביתרון המשדר באמצעות סכין אזמל סטרילי.
  5. לחווט את ההובלה של המשדר אל האלקטרודה המוחי העמוק. להבטיח חיבור מתאים ויציב של שני המרכיבים (איור 4F). צרף האלקטרודה המושתל (אשר מחובר מכאני את יתרון המשדר) לזרוע האנכית של מכשיר stereotaxic.
  6. תקן האלקטרודה במלט שיניים ionomer זכוכית (על בסיס מים), וזה מאוד קשה והוא נותן הדבקה חזקה neurocranium הבסיסית. השאר הבטון להתייבש במשך 5 דקות. סגור את הקרקפת בעזרת יתר ו-מעל תפרים עם חומר תפר שאינו נספג 5-0 / 6-0. לחלופין, דבק עור יכול לשמש.
  7. לעקוב מקרוב אחר האיכות של קלטות EEG המבוססות בצד ההשתלה האלקטרודה.
    הערה: התאבנות מן חורים שנקדחו יכול להתרחש כי יש לו את היכולת להרים את האלקטרודות עם הזמן. זה יכול לגרום איכות מופחתת EEG עקב זיהום EMG ו א.ק.ג. ובכך יכול להגביל את rec האופטימליתמשך אורדינג. זהו רלוונטיים מיוחדים עבור מיקום האלקטרודה עמוק.
  8. לקבלת טיפול שלאחר ניתוח וניהול כאב, ראה סעיף 8.
  9. פוסט מיקום האלקטרודה אמת EEG מורטם מתואר בסעיף 6.13.

טיפול 8. לאחר ניתוח לאחר ניתוח טיפול בכאבים

  1. אל תשאירו חיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור שכיבה sternal.
  2. אל תחזרו בעל חיים אשר עבר ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים עד התאושש לחלוטין.
  3. לניהול כאב שלאחר ניתוח, לבחור תרופה של אחת הקבוצות הבאות: אופיואידים נרקוטיים, אופיואידים אגוניסטים / יריבים, אלפא 2 -agonists, הרדמה מקומית ותרופות נוגדות דלקת לא סטרואידיות (NSAID) 55-60 יש לציין כי בשל. חומרת הניתוח טיפול משכך כאבים 3 ימים הוא מומלצת.
    1. אם אתה משתמש עצירות, לנהל את המנה הבאה: העכבר: 0.05- 0.1 מ"ג / ק"ג, IP, SC, כל 6 - 12 שעות; חולדה: 0.01 - 0.05 מ"ג / ק"ג, IP, SC, כל 8 - 12 שעות.
    2. אם אתה משתמש butorphanol, לנהל את המנה הבאה: עכבר: 1.0 - 5.0 מ"ג / ק"ג, SC, כל 4 שעות; חולדה: 2.0 - 2.5 מ"ג / ק"ג, SC, כל 4 שעות.
    3. אם באמצעות tramadol, לנהל את המנה הבאה: עכבר, חולדה: 10 - 30 מ"ג / ק"ג, IP
    4. אם אתה משתמש flunixin, לנהל את המנה הבאה: עכבר: 2.5 מ"ג / ק"ג, sc, כל 12 שעות; חולדה: 1.1 מ"ג / ק"ג, sc, כל 12 שעות.
    5. אם אתה משתמש ketoprofen, לנהל את המנה הבאה: עכבר: 5 מ"ג / ק"ג, sc, כל 12 - 24 שעות; חולדה: 5 מ"ג / ק"ג, sc, כל 12 - 24 שעות.
    6. אם אתה משתמש דיפירון, לנהל את המנה הבאה: עכבר, חולדה: 100 מ"ג / ק"ג, IP, כל 8 שעות.
    7. אם אתה משתמש meloxicam, לנהל את המנה הבאה: עכבר, חולדה: 1 מ"ג / ק"ג sc, כל 24 שעות.
    8. אם אתה משתמש carprofen, לנהל את המנה הבאה: עכבר: 5-10 מ"ג / ק"ג, sc, כל 12 - 24 שעות; חולדה: 2.5 - 5.0 מ"ג / ק"ג, sc, כל 12 - 24 שעות.
    9. אם אתה משתמש acetaminophen, לנהל את המנה הבאה: עכבר: 300 מ"ג / ק"ג, PO, כל 4 שעות; חולדה: 100 - 300 מ"ג / ק"ג, כל 4 שעות.
    10. אם באמצעות לידוקאין (כמו משכך כאבים נלווים), לנהל את המנה הבאה: עכבר, חולדה: 1 - 4 מ"ג / קילו sc
  4. בעת שימוש carprofen (מכרסם המינון 5 - 10 מ"ג / ק"ג SC, מדולל 0.9% NaCl) לניהול לטווח ארוך שלאחר הניתוח כאבים, לבצע הזרקת הראשונית 10 - 15 דקות לפני סוף ומכשור כירורגי לחזור לשני עוקבות ימים פעם ביום.
  5. לאחר ניתוח, להאכיל כדורים לחלחו על מנת לאפשר ספיגת מזון. אנא קראו בעיון מזון (~ 15 גרם / 100 גרם / ד; ~ 5 גר '/ 24 hr) ומים (~ 15 מ"ל / 100 ג' / ד; ~ 5 מ"ל / 24 hr) הצריכה.
  6. צג חיות מקרוב לשובי של התנוחות וההתנהגויות הרגילות שלהם.
    הערה: ממשל מערכתי של אנטיביוטיקה כגון Enrofloxacin או-sulphonamides trimetroprim מומלץ לעתים קרובות אך לא חובה מוחלטת אלא אם כן סימנים דלקתיים של דלקת קרום מוח או דלקת קרום מוח ב האתרי e של השתלות מזוהים.
  7. תן עכברים לפחות 10 עד 14 ימים נוספים כדי להחלים לחלוטין לפני תחילת הקלטות EEG לניתוח נוסף.
    הערה: משימות ניסוי ספציפיות עשויות לדרוש תקופות התאוששות ארוכות.
  8. מעקב התאוששות לאחר ניתוח לאחר השתלה על ידי הערכת התפתחות שלאחר ניתוח של משקל גוף. הפחתה מקסימלית במשקל הגוף הוא ציין בדרך כלל סביב יום 4 - 5 הודעה הניתוח ואחריו עלייה קלה, אך יציבה של משקל במהלך 10 - תקופת ההחלמה 14 יום.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

סעיף זה ממחיש דוגמאות המתקבל משטח ועמוקה, קלטות EEG תוך-מוחיות. בתחילה יצוין כי קלטות בסיס בתנאים פיסיולוגיים הן חובה לפני ההקלטות הבאות הבאים למשל, טיפול תרופתי. קלטות בסיס כאמורות יכולות לספק מידע רב ערך על תלות הדדית תפקודית של מקצב המוח עם מצ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Radiotelemetry מושתלת EEG היא רלוונטית המרכזי כפי שהוא הוא טכניקה בלתי הרחקה המאפשרת בחיות מעבדה לבצע רפרטואר המלא שלהם של התנהגות 1,3. זהו עניין מרכזי כגישת telemetric מאפשרת לא רק קלטות EEG הספונטנית אלא גם הקלטות תחת משימות קוגניטיביות setups אנליטיים יממה, כגון T-מבוך, מבוך רד?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to thank Dr. Christina Ginkel (German Center for Neurodegenerative Diseases, DZNE), Dr. Michaela Möhring (DZNE) and Dr. Robert Stark (DZNE) for assistance in animal breeding and animal health care. This work was financially supported by the Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) Bonn, Germany.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung)PfizerPZN 011020820 ml
Binocular surgical magnification microscope Zeiss Stemi 20000000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Bulldog serrefineF.S.T.18051-2828 mm
Cages (Macrolon)Techniplast1264C, 1290D
Cold light sourceSchott KL2500 LCD9.705 202ordered at Th.Geyer
Cotton tip applicators (sterile)Carl Roth EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)BayerPZN: 1578818
Drapes (sterile)HartmannPZN 0366787
70% ethanolCarl Roth 9065.5
0.3%/3% hydrogene peroxide solutionSigma9532130% stock solution 
Gloves (sterile)Unigloves1570
Dental glas ionomer cementKentDental /NORDENTA957 321
2% glutaraldehyde solutionSigmaG6257
Graefe Forceps-curved, serratedF.S.T.11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten CarbideF.S.T.12500-1212.5 cm
Heat-based surgical instrument sterilizerF.S.T.18000-50
Heating padAEG HK5510520010ordered at myToolStore
High-speed dental drillAdeorSI-1708
Iris scissors extra thin F.S.T.14058-099 cm
Inhalation narcotic system (isoflurane)Harvard Apparatus GmbH34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
IsofluraneBaxter 250 mlPZN 6497131
KetaminePfizerPZN 07506004
Lactated Ringer’s solution (sterile)BraunL7502
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cmF.S.T.14078-1010 cm
Nissl staining solutionArmin BaackBAA31712159
Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile)SABANA (Sabafil)N-63123-45
Covidien (Sofsilk)S1172, S1173
Halsey Needle HolderF.S.T.12001-1313 cm
Pads (sterile)ReWa Krankenhausbedarf2003/01
0.9% saline (NaCl, sterile)BraunPZN:8609255
Scalpel blades with handle (sterile)propraxis2029/10
Standard Pattern ForcepsF.S.T.11000-12, 11000-1412 cm and 14.5 cm length
Steel and tungsten electrodes parylene coated FHC Inc., USA)UEWLGESEANND
Stereotaxic frameNeurostar51730Mordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
Tapes (sterile)BSN medical GmbH & Co. KG626225
TA10ETA-F20 DSI270-0042-001XRadiofrequency transmitter 3.9 g, 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, 
nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET DSI270-0124-001XRadiofrequency transmitter 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, 
nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 1.5 months
Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cmF.S.T.11021-1212 cm length
Tungsten carbide iris scissorsF.S.T.14558-1111.5 cm
Vibroslicer 5000 MZElectron Microscopy Sciences5000-005
Xylazine (Rompun)BayerPZN: 1320422

References

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Neuroscience112electrocorticogramelectrohippocampogramradiotelemetrystereotaxic

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved