JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

המחקר שלנו מתמקד בהשפעות של לפטין איתות בגוף העורק (CB) על התגובה ארוי מאווררים (HVR). ביצעת ' אובדן של פונקציה ' ניסויים מדידת ההשפעה של לפטין על HVR לאחר האצת CB ו ' להרוויח של פונקציה ' ניסויים מדידה HVR לאחר יתר ביטוי של קולטן לפטין ב-CB.

Abstract

הורמון מופק adipocyte הוא ממריץ נשימה חזקה, אשר עשוי לשחק תפקיד חשוב בהגנה על תפקוד הנשימה בהשמנה. הגופים הראשי (CB), איבר מפתח של רגישות ארוי היקפית, לבטא את התפקוד התפקודי ארוך של קולטן לפטין (LepRb) אבל את התפקיד של איתות לפטין בשליטה של נשימה לא הובהר במלואו. בדקנו את התגובה ארוי מאווררים (HVR) (1) ב C57BL/6J עכברים לפני ואחרי לפטין אינפוזיה בתוכנית הבסיסית ולאחר שימור CB; (2) ב- Leprb-שמנים לקויה db/db בעכבר בבסיס ואחרי leprb ביטוי יתר ב-CBs. ב C57BL/6J עכברים, לפטין גדל HVR ואפקטים של לפטין על HVR בוטלו על ידי CB denervation. ב- db/db , ביטוי leprb ב-CB מוגבר את hvr. לכן, אנו מסיקים כי לפטין פועל ב-CB כדי להגדיל את התגובות היפוקסיה.

Introduction

Adipocyte המיוצר הורמון לפטין פועל ההיפותלמוס לדכא את צריכת המזון ולהגדיל את קצב חילוף החומרים. מחקרים שבוצעו במעבדה שלנו1,2 ועל ידי חוקרים אחרים3,4 הראה כי לפטין מגביר את התגובה היפרקפיניק מאווררים (hvr) מניעת השמנה hypoventilation לפטין השמנה לקויה. עם זאת, רוב האנשים שמנים יש פלזמה גבוהה לפטין רמות ולהפגין עמידות השפעות מטבולית והנשימה של הורמון5,6,7,8. עמידות לפטין הוא רב עצרת, אבל חדירות מוגבלות של מחסום הדם-מוח (BBB) לפטין משחק תפקיד מרכזי. אנו מציעים כי לפטין פועל מתחת BBB באיבר מפתח של רגישות ארוי היקפית, הגופים הראשי (CB), כדי להגן על הנשימה של אנשים שמנים. הלמ ס לבטא את התפקוד הארוך isoform של קולטן לפטין, leprb, אבל התפקיד של CB באפקטי הנשימה של לפטין לא הובהר מספיק9,10.

המטרה של השיטה שלנו היתה לבחון את ההשפעה של לפטין איתות ב-CB על HVR. הרציונל שלנו היה לבצע (a) אובדן של הפונקציה ניסויים החדרת לפטין בעכברים עם גופים העורק שלמים וגופים העורק הראש denervated ואחריו מדידות HVR; (ב) להשיג ניסויים בפונקציה db/db בעכברים חסרים leprb, שבו אנו מדדו hvr בתוכנית הבסיסית ולאחר ביטוי של leprb בלעדית ב-CB. היתרון של הטכניקות שלנו היה שאנחנו ביצעו את כל הניסויים שלנו בעכברים ללא רסן בזמן שינה ועירות. חוקרים קודמים ביצעו את הניסויים שלהם תחת הרדמה9 או לא למדוד את ההשפעות של לפטין במהלך שינה10. בנוסף, המחקר שלנו הוא הראשון לנצל את הרווח הייחודי של גישת הפונקציה עם הביטוי LepRb סלקטיבי ב-CB שתוארו לעיל.

בהקשר הרחב, הגישה שלנו יכולה להיות כללית לקולטנים אחרים המבוטא ב-CB ותפקידם ברגישות ארוי. החוקרים יכולים להחדיר ליגאל ולקולטן של ריבית ולמדוד את HVR בתוכנית הבסיסית ולאחר השעה שימור. כגישה משלימה, ניתן לבטא את קולטן הריבית ב-CB ו-HVR מדידות שניתן לבצע לפני ואחרי ביטוי יתר באמצעות הטכנולוגיה שתוארה בכתב יד זה.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

כל הפרוטוקולים הניסיוניים אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים (MO18M211).

1. אינפוזיה לפטין

הערה: כדי לבחון את ההשפעה של לפטין על נשימה, התת-עורי לפטין C57BL/6J עכברים על ידי משאבת אוסמוטי להעלות במחזור רמות לפטין לאלה שנצפו עכברים שמנים.

  1. הכנת משאבת אוסמוטי
    1. שוקלים את המשאבה הריקה כדי לבדוק את משקל נטו של הפתרון טעון.
    2. הוסף לפטין (5 מ"ג/mL) למשאבה אוסמוטי (1 μL/h במשך 3 ימים). ממלאים את המשאבה במזרק קטן (1 מ ל). לאחר מילוי, לסגור את המשאבה עם סיפק בוטה משופעת 27 מד מילוי צינור.
      הערה: המזרק והשפופרת המצורפת צריכים להיות ללא בועות אוויר.
    3. לאחר מילוי, לשקול את המשאבה שוב כדי לבדוק את משקל נטו של הפתרון.
    4. הכנס את המשאבה לפטין תת-עורי באזור הגלימה.
      הערה:       אם אתה רוצה להתחיל את העירוי מיד, מומלץ להזרים את המשאבה שלפני המילוי בתמיסת המלח הסטרילית ב-37 ° c לפחות 4 עד 6 שעות (רצוי לילה).

2. ארוי מאווררים התגובה (HVR)

הערה: תנאי thermoneutral לחסל גורמים מלחיצים שהוטלו על ידי טמפרטורת הסביבה קריר ולשנות באופן משמעותי את חילוף החומרים בעכברים. לכן, יש לבצע את כל מדידות הנשימה בתנאים התרמותרמיים (t = 30 ° c) תוך שימוש באינקובטור התינוק12 (איור 1א). כל חדר המלא של הגוף (WBP) שימש עבור כל המדידות. כל בעלי החיים צריכים להיות מסתגלות לחדר החריץ הברומטרי ולצווארון צוואר מזויף עבור הקלטה מחמצן בעקבות הדופק במשך 3-5 ימים לפני מדידות HVR. HVR מוקלט בין השעות 10:00 ו-17:00. HVR מדוכאים במהלך השינה, ולכן זה יכול להיות נמדד בנפרד במהלך שינה ושקט ערות13. כדי להבטיח את השלב הספציפי להתעוררות שינה של בעל החיים במהלך מדידת HVR, אלקטרודות EEG/EMG צריך להיות מושתל כמו כותרת EEG/EMG כאשר תיאר בעבר14. בעלי חיים צריכים להיות מורשים להתאושש לפחות 72 h לאחר הר הראש. יש לבצע שינה בתקופות של 5 מנות. שינה NREM מזוהה על ידי הפעילות EEG גל איטי הכובש יותר מ 50% התקופה. ערות שקט באה לידי ביטוי בפעילות ה-EEG האלפא בהעדר תנועות. שינה REM מזוהה על-ידי הכוח השולט EEG ו תטא בנוכחות של טונוס שרירים מופחת ב EMG. בדרך כלל, השינה REM לא נצפתה במהלך אתגרי HVR גז.

  1. פרוטוקול ההקלטה של HVR
    1. השתמש בחדר WBP של הגודל הבא: קוטר פנימי של 80 מ"מ, גובה של 50.5 מ"מ, ונפח של 0.4 L. תא WBP מורכב משני תאים, תאי התייחסות, ופלטפורמה מעגלית למקום העכבר14 (איור 1ב). זרימה וזרימה בתוך התא נשלטים על ידי מקורות לחץ חיוביים ושליליים שמירה על לחץ אטמוספרי. שליטה זו יוצרת זרימת הטיה יציבה בחדר ומונעת שמירה של CO2 . לפרטים נוספים על הגדרת WBP, ראה הרננדז ועמיתיו15.
    2. למדוד את הטמפרטורה בתוך התא ואת הלחות יחסית בחדר לפני הצבת העכבר ב-WBP.
    3. למדוד את משקל הגוף ואת הטמפרטורה פי הטבעת.
    4. לשים את הצווארון חמצן סביב הצוואר של העכבר (האזור צריך להיות מגולח בעבר).
    5. מניחים את העכבר בתוך WBP ולוודא את החדר הוא אטום לחלוטין כדי למנוע leakages אוויר.
    6. המתן כ -30 דקות עד שהעכבר שקט והחדר נמצא בכרך קבוע.
    7. Normoxia: לאחר 30 דקות, אם העכבר שקט, להתחיל להקליט את אותות הנשימה ואת רוויית חמצן היקפית (SpO2) בשלב normoxia (21% fio2 ב 1 כספומט של לחץ) עבור 20 דקות, באמצעות labchart 7 Pro (גירסה 7.2).
    8. היפוקסיה: לאחר 20 דקות של normoxia שקט, להתחיל להקליט את המחזור הראשון של היפוקסיה חריפה ו-SpO2. לשלב היפוקסיה, לחשוף את החיות לתזרים קבוע גז מעורב מורכב על ידי 10% O2 ו 3% CO2 עבור 5 דקות.
      1. במהלך 30 השניות הראשונות של היפוקסיה, הגז המעורב זורם דרך החדר דרך 2 יציאות צד קטן בבסיס המאפשר FiO2 לרדת מ 21% (ב 1 כספומט של לחץ) עד 10%.
      2. לאחר 30 הראשונים, לסגור את אחד הנמלים בצד הקטן של חדר WBP ולשמור על הקלטת היפוקסיה קבוע ב 10% FiO2 עבור 5 דקות.
        הערה: התערובת של 10% O2 ו 3% CO2 ב היפוקסיה משמש כדי לשמור על eucapnea11.
    9. לאחר 5 דקות של היפוקסיה, לחשוף את העכבר על האוויר בחדר שוב (21% FiO2 ב 1 כספומט של הלחץ) על ידי החלפת מקור זרימה.
    10. המתן לפחות 30 דקות עד ההקלטה הבאה normoxia על מנת להתאושש מחשיפה ארוי הקודם כדי למנוע את התופעה מאווררים-off (כלומר, דיכוי מרכזי של נשימה במהלך היפוקסיה16).
      הערה: חזור על normoxia/היפוקסיה מחזורי שלוש פעמים בכל עכבר כדי להבטיח את הביסות של המידות. בניסיון שלנו, נוסף (יותר מ 3 פעמים ביום נתון) יש להימנע ארוי חשיפות, בגלל ההסתגלות מאווררים (התופעה מתגלגל).
    11. בסוף הניסוי, כיול את תא WBP (כאשר העכבר עדיין בפנים) על ידי הזרקת 1 מ ל של אוויר החדר 3 פעמים עם מזרק מחובר באחת היציאות בצד הקטן בבסיס החדר.
    12. למדוד את הטמפרטורה בחדר שוב עם בעל החיים בתוכו.
    13. פתח את התא ולמדוד את הטמפרטורה הרקטלית של העכבר לפני הצבת אותו בחזרה כלוב הבית שלו.
  2. חישוב HVR
    1. דיגיטייז כל האותות עבור חישוב HVR ב 1,000 Hz (תדר דגימה לערוץ).
      הערה: ניתוח כמות הגאות WBP מבוצע בתרשים Lab 7 מבוסס על משוואת Drorbaugh ו-Fenn17. המשתנים הנדרשים מהווים טמפרטורה רקטלית של העכבר והטמפרטורה הקאמרית (לפני ואחרי HVR מדידה), לחות יחסית, וקבוע הגז התאי. קבוע זה הוא תוצאה של הסטה לחץ WBP לאחר זריקות 1 mL של אוויר בשלב כיול. לפרטים נוספים, ראו הרננדז ועמיתיו15.
    2. לאחר חישוב משוואת Drorbaugh ו Fenn, להכפיל את נפח הגאות (Vt) הערוץ על ידי הקבוע.
    3. מבחר הקלטות לניתוח
      1. Normoxia: לבחור רק סעיפים של נשימה יציבה עם נפח הגאות קבוע. הימנע ממקטעים בקרבת תנועות של העכבר.
      2. היפוקסיה: להתעלם 30 s הראשון כאשר O2 רמות מתדרדר מ 21% כדי 10%, בחר מקטעים מ 30 כדי 2 דקות של 10% או2 חשיפה (מרווח 90 s). בתוך פרק זמן זה, בחר רק מקטעים עם נשימה יציבה עם נפח גאות קבוע. הימנע ממקטעים בקרבת תנועות של העכבר. הניתוח הוא אמין אם לפחות 10 s של היפוקסיה נבחרה בכל מחזור.
        הערה: הרכיב ההיקפי של מורפלקס נשלט על-ידי CB ב1-2 במהלך הראשון של המאה הקודמת של חשיפה16,18,19. בשלב השני, בין 2 דקות לבין 5 דקות של חשיפה ארוי, המרכיב ההיקפי והמרכזי ממלאים תפקיד. בסופו של דבר, השלב השלישי, > 5 דקות, מאופיין בהיפואפאיוורור (תופעת הגלגול) הנשלטת ברובו על ידי מרכז הכמורטורים. הניסיון שלנו מראה כי עכברים הם לעתים קרובות ערים במהלך ארוי התערוכה בגלל המתגים ידנית במקור זרימת האוויר.
    4. לאחר הבחירה, לחשב את אוורור הדקה ממוצע (VE) בתנאים normoxic ו ארוי באמצעות הנוסחה Ve = עוצמת הנשימה של שיעור X.
    5. לחשב את SpO ממוצע2 ב normoxia ובתנאי היפוקסיה.
    6. לחשב את HVR באופן ידני באמצעות הנוסחה HVR = (Ve (10% o2)-Ve (21% o2)/(Spo 2 (10 % o2) –spo2 (21% o 2)).
      הערה: בעכברים C57BL/6J, המשאבה האוסמוטי לפטין העירוי עלולה לפגוע בזיהוי האותות המדויק של SpO2 על ידי צווארון הצוואר. במקרה זה, HVR מחושבת על בסיס ערכי FiO2 בתנאים normoxic ו ארוי כמו hvr = ΔVE /ΔFiO211.

3. שימור הגוף העורק או ניתוח עצבי בעורק הראש (CSND)

הערה: ביצעת שילוב משולב כירורגי וכימי בהפרש של שבוע אחד בנפרד, מכיוון שסלסול כירורגי בלבד אינו מבטל את ארוי chemoreflex.

  1. הכנה כירורגית
    1. בצע את כל ההליכים על עכבר זכר מבוגר C57BL/6J. . לחטא את כל כלי הניתוח השתמש כפפות כירורגי סטרילי, מזרקים ומכשירי כותנה משופעת.
    2. הC57BL זכר/העכבר 6J באמצעות 1-2% באמצעות חרוט האף ומניחים שמיכה חמה כדי למנוע היפותרמיה. Isofלינה היא בקפידה מנסה לשמור על קצב הנשימה ב 1 הרץ (60 נשימות/דקות). הלימות ההרדמה לפני התחלת הניתוחים יהיה מוערך על ידי תדר נשימה, העדר תנועות ורעשים שומעים, העדר תגובה גירוי מישוש ו-forelimb או הדוושה הפדאל נסיגה רפלקס.
    3. ניהול בופראורפין (0.05 מ"ג/ק"ג) intraperitoneally כדי למנוע אי נוחות של כאב. הסירו את השיער באזור הצוואר ולחטא את האזור בבטאדין ובאלכוהול.
    4. כדי למנוע התייבשות, יש לשמן את עיני העכברים במשחה אופטלמולוגית בזמן ההרדמה.
  2. הליכי CSND
    שלב 1: שימור כירורגי
    1. לאחר החתך באמצע הדרך, לחשוף את החיתוך של העורקים העורק המשותף על ידי הסרת רקמות החיבור ואת רקמת השומן.
    2. לזהות את העצב ההיפוגלואל, אשר בדרך כלל בולט מאוד, ולאחר מכן להרים אותו כדי לחשוף את העצב הglossopharyngeal מיד מתחת. מבקיעים באמצעות מספריים. של מיקרו-קפיץ
    3. תסגור את החתך עם. תפר המשי 6-0
    4. מנהל 1 mL של תת-עורי מלוחים רגיל כדי למנוע התייבשות.
    5. הבית העכברים בתא התאוששות ולפקח על התנהגותם כל 15 דקות עבור הראשונית 1 h עד העכברים להחזיר את התודעה כדי לשמור על שכיבה. להחזיר את העכברים לכלובים הביתה שלהם לאחר שהם התאושש לחלוטין. המשיכו להשגיח על העכברים פעמיים ביום במשך 3 הימים הבאים. תן בופרנורפין נוספים אם עכברים מראים סימנים כלשהם של כאב (למשל, מופחתת תיאבון, חוסר משקט).
      שלב 2: שימור כימי
    6. שבוע לאחר הניתוח, צבעו את העורק הראשי בתמיסה של 2% פנול מדולל באתנול בנקודות הסתעפות מעצב הglossopharyngeal ועד לקוטב הגולגולת של ה-CB. אותו טיפול שלאחר הניתוח צריך להיות מסופק לאחר שימור כימי כמתואר לעיל בסעיף הניתוח הכירורגי.
      הערה: עבור קבוצת ניתוחים מזויפים, אותם הליכים מבוצעים מלבד ניתוח עצבי הסינוסים בעורק הראש.
    7. תן לחיות להתאושש 5-7 ימים לפני מדידות HVR.

4. ביטוי של LepRb ב-CB באמצעות וקטור אדנונגיפי (Ad-leprb) לעומת שליטה (ad-lacz)

  1. Ad-LepRb ו -ad-lacz השעיה
    1. העברה העכברים עם אדנווירוס (Ad-LepRb-gfp, 2-5X1010 Pfu/Ml עבור ביטוי יתר, Ad-Lacz, 1 x 1010 pfu/ml על השליטה) לאזור CB.
    2. הפשרת המטריצה של מטריקס על ידי מיזוג הבקבוקון בקרח במקרר של 4 ° c ללילה.
    3. בעדינות להשעות אדנווירוס ב מטריצה מטריקס נוזלית ב 1:5 (1 μL של מטריצה מטריקס ו 4 μL של אדנווירוס מוחל בקיעים).
    4. תמיד לשמור על השעיה ויראלי על הקרח עד שהוא מוחל ב-CB.
  2. הכנה כירורגית
    1. השתמש באותם כלים כירורגיים כמו פרוטוקול CSND.
    2. באמצעות חרוט החיות על שמיכה חמה כדי למנוע היפותרמיה, יש להשתמש באצטרובל לאחרלינה לקויה. Isofלינה היא בקפידה מנסה לשמור על קצב הנשימה ב 1 הרץ (60 נשימות/דקות). הלימות של הרדמה יהיה מוערך על ידי תדר נשימה, העדר תנועות ורעשים שומעים, העדר תגובה גירויים מישוש ואת forelimb או לנסיגה פדאל הדוושה רפלקס.
    3. ניהול בופרנורפין (0.05 מ"ג/ק"ג) intraperitoneally.
    4. להסיר את השיער באזור הגחוני של הצוואר לחטא את האזור עם betadine ואלכוהול כמו בפרוטוקול CSND.
    5. כדי למנוע התייבשות, יש לשמן את עיני העכברים במשחה אופטלמולוגית בזמן ההרדמה.
  3. אדנווירוס טיפול של CB
    1. לחשוף CBs כמתואר בפרוטוקול CSND ולהחיל 5 μL של הבולם הנגיפי לאזור CB בקיעים.
    2. המתן 2-3 דקות עד שהמטריצה הנוזלית הופכת לג. לאחר אישור כי הבולם הנגיפי היה מסוגר, לסגור את החתך עם תפר משי 6.0.
  4. לאחר הניתוח
    1. הבית העכברים בתא התאוששות ולפקח על התנהגותם כל 15 דקות עבור הראשונית 1 h עד העכברים להחזיר את התודעה כדי לשמור על שכיבה. להחזיר את העכברים לכלובים הביתה שלהם לאחר שהם התאושש לחלוטין. המשיכו להשגיח על העכברים פעמיים ביום במשך 3 הימים הבאים. תן בופרנורפין נוספים אם עכברים מראים סימנים כלשהם של כאב (למשל, מופחתת תיאבון, חוסר משקט).
    2. ניהול בופראורפין (0.05 מ"ג/ק"ג) intraperitoneally לפי הצורך כדי למנוע אי נוחות של כאב במהלך התקופה שלאחר הניתוח.
    3. למדוד HVR 9 ימים לאחר הזיהום אדנווירוס.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

אינפוזיה רציפה של לפטין גדל באופן משמעותי HVR ב רזה C57BL/6J עכברים מ 0.23 אל 0.31 mL/min/g/ΔFiO2 (P < 0.001, איור 2)11. CSND ביטלה את העלייה לפטין המושרה ב HVR (איור 2), בעוד לא השפעות מחליש של CSND על hvr נצפו בקבוצה ניתוח דמה לאחר לפטין אינפוזיה.

LepRb

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

המוקד העיקרי של המחקר שלנו היה לבחון את תופעות הנשימה של איתות לפטין ב-CB. מספר פרוטוקולים פותחו כדי להעריך את התפקיד של לפטין בצורה מכניסטית. ראשון, התרומה הספציפית של CB ל HVR נותחו על ידי כימות זהיר של HVR במהלך 2 הדקות הראשונות של חשיפה ארוי. שנית, הרלוונטיות של ה-CB בלפטין-בתיווך השליטה בנשימה ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

למחברים אין תחומי עניין או גילויים סותרים.

Acknowledgements

R01HL138932, RO1HL133100, RO1HL128970, AHACDA34700025

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL Insulin SyringesBD Biosciences309311
1x PBS (pH 7.4)Gibco10010-023500 ml
Ad-LaczDr. Christopher Rhodes (University of Chicago)1 x 1010 pfu/mL
Ad-LepRb-GFPVector BiolabsADV-2633802-5 x 1010 pfu/mL
Anesthetic cartAtlantic Biomedical
BetadinePurdue Products Ltd.12496-0757-5
Buprenorphine (Buprenex)Reckitt Benckiser Healthcare Ltd.12496-0757-50.3 mg/mL
C57Bl/6JJackson laboratory000664Mice Strain
Cotton Gauze SpongesFisherbrand22-362-178
db/dbJackson laboratory000697Mice Strain
EthanolPharmco-AAPER111000200
IsofluraneVetone502017
Lab ChartData Science International (DSI)Software
Matrigel MatrixBD Biosciences356234
Micro Spring ScissorsWorld Precision Instruments (WPI)14124
Mouse Ox PlusSTARR Life Sciences Corp.Software
Mouse Ox Plus Collar SensorSTARR Life Sciences Corp.015022-2Medium Collar Clip Special 7”
Mouse Whole Body Plethysmography ChamberData Science International (DSI)PLY3211
Ohio Care Plus IncubatorOhmedaHCHD000173
Operating ScissorsWorld Precision Instruments (WPI)501753-GStraight
Osmotic PumpAlzet1003D1 μL/h, 3 days
PhenolSigma-AldrichP4557
Recombinant Mouse Leptin proteinR&D systems498-OB-05M5 mg
SalineRICCA Chemical7210-160.9% Sodium Chloride
Sterile Surgical SutureDemeTechDT-639-1Silk, size 6-0
ThermometerInnovative Calibration Solutions (INNOCAL)EW 20250-91

References

  1. O'donnell, C. P., et al. Leptin prevents respiratory depression in obesity. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159, 1477-1484 (1999).
  2. Polotsky, V. Y., et al. Female gender exacerbates respiratory depression in leptin-deficient obesity. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 164, 1470-1475 (2001).
  3. Bassi, M., et al. Central leptin replacement enhances chemorespiratory responses in leptin-deficient mice independent of changes in body weight. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 464, 145-153 (2012).
  4. Inyushkina, E. M., Merkulova, N. A., Inyushkin, A. N. Mechanisms of the respiratory activity of leptin at the level of the solitary tract nucleus. Neuroscience and Behavioral Physiology. 40, 707-713 (2010).
  5. Considine, R. V., et al. Serum immunoreactive-leptin concentrations in normal-weight and obese humans. New England Journal of Medicine. 334, 292-295 (1996).
  6. Maffei, M., et al. Leptin levels in human and rodent: measurement of plasma leptin and ob RNA in obese and weight-reduced subjects. Nature Medicine. 1, 1155-1161 (1995).
  7. Phipps, P. R., Starritt, E., Caterson, I., Grunstein, R. R. Association of serum leptin with hypoventilation in human obesity. Thorax. 57, 75-76 (2002).
  8. Berger, S., Polotsky, V. Y. Leptin and Leptin Resistance in the Pathogenesis of Obstructive Sleep Apnea: A Possible Link to Oxidative Stress and Cardiovascular Complications. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2018, 5137947(2018).
  9. Ribeiro, M. J., et al. High fat diet blunts the effects of leptin on ventilation and on carotid body activity. The Journal of Physiology. 96, 3187-3199 (2018).
  10. Yuan, F., et al. Leptin signaling in the carotid body regulates a hypoxic ventilatory response through altering TASK channel expression. Frontiers in Physiology. 9, 249(2018).
  11. Caballero-Eraso, C., et al. Leptin acts in the carotid bodies to increase minute ventilation during wakefulness and sleep and augment the hypoxic ventilatory response. The Journal of Physiology. 591, 151-172 (2018).
  12. Jun, J. C., Shin, M. K., Yao, Q., Devera, R., Fonti-Bevans, S., Polotsky, V. Y. Thermoneutrality modifies the impact of hypoxia on lipid metabolism. American Journal of Physiology Endocrinology and Metabolism. 304, 424-435 (2012).
  13. Polotsky, V. Y., et al. Impact of interrupted leptin pathways on ventilatory control. Journal of Applied Physiology. 96, 991-998 (2004).
  14. Pho, H., et al. The effect of leptin replacement on sleep-disordered breathing in the leptin-deficient ob/ob mouse. Journal of Applied Physiology. 120, 78-86 (2016).
  15. Hernandez, A. B., et al. Novel whole body plethysmography system for the continuous characterization of sleep and breathing in a mouse. Journal of Applied Physiology. 112, 671-680 (2012).
  16. Powell, F. L., Milsom, W. K., Mitchell, G. S. Time domains of the hypoxic ventilatory response. Respiration Physiology. 112, 123-134 (1998).
  17. Drorbaugh, J. E., Fenn, W. O. A barometric method for measuring ventilation in newborn infants. Pediatrics. 16, 81-87 (1955).
  18. Duffin, J. Measuring the ventilatory response to hypoxia. The Journal of Physiology. 587, 285-293 (2007).
  19. Teppema, L. J., Dahan, A. The Ventilatory Response to Hypoxia in Mammals: Mechanisms, Measurement, and Analysis. Physiological Reviews. 90, 675-754 (2010).
  20. Nurse, C. A., Fearon, I. M. Carotid body chemoreceptors in dissociated cell culture. Microscopy Research and Technique. 59, 249-255 (2002).
  21. Kumar, P., Prabhakar, N. R. Peripheral chemoreceptors: function and plasticity of the carotid body. Comprehensive Physiology. 2, 141-219 (2012).
  22. Roux, J. C., Peyronnet, J., Pascual, O., Dalmaz, Y., Pequignot, J. M. Ventilatory and central neurochemical reorganisation of O2 chemoreflex after carotid sinus nerve transection in rat. The Journal of Physiology. 522, 493-501 (2000).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

152

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved