JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

אנו מציגים גישה הצינור הפנימי לטכניקת השרוול של העכבר צוואר הרחם הטרוסקסואלים השתלת לב כדי לעזור אוורט הספינה על השרוול. שיתוף פעולה בין שני מנתחים. מנוסים מקצר את זמן הפעולה

Abstract

השתלת לב מוריין בוצעה במשך יותר מ 40 שנים. עם התקדמויות בניתוח מיקרו, טכניקות חדשות מסוימות שימשו כדי לשפר את יעילות כירורגית. במעבדה שלנו, אנחנו ממוטבים את טכניקת הרכיסה עם שני צעדים עיקריים. ראשית, השתמשנו בטכניקת הצינורית הפנימית כדי להכניס צינורית פנימית זמנית לתוך הווריד החיצוני של עורק הצוואר ולכלי הדם של עורקי העורק כדי להקל על הספינה על השרוול. שנית, אנו ביצעו השתלת לב הטרוסקסואלים מלאה דרך שיתוף פעולה של שני מנתחים מנוסים. שינויים אלה הפחיתו ביעילות את זמן הפעולה ל-25 דקות, עם שיעור הצלחה של 95%. בדוח זה, אנו מתארים הליכים אלה בפירוט ומספקים וידאו משלים. אנו מאמינים כי דו ח זה על טכניקת השרוול המשופר תציע הדרכה מעשית עבור השתלת הטרופית לב מורטין ולשפר את השירות של מודל זה העכבר עבור מחקר בסיסי.

Introduction

הקמת עכבר הטרופית הלב השתלת דרך החיבור מקצה לקצה בתוך הבטן ב 1973 היה אבן דרך מרכזית במחקר אימונולוגיה השתלת בסיסי1. מודל זה סיפק כלי חשוב ותקף לניתוח מנגנונים של איסכמיה reperfusion פציעה2, דחייה חיסונית, וסובלנות3,4. עם זאת, את האופי המורכב וגוזלת זמן של הניתוח, כמו גם את הפוטנציאל של זיהומים יכול לגרום הידבקות חמורה בבטן periאופרטיבית ותגובות דלקתיות, וכתוצאה מכך יעילות נמוכה עבור השתלת המודל לב הטרופית.

שיטת השתלת לב הטרופית של הרחם תוארה לראשונה על ידי חן ב 19915. במודל זה, וריד הצוואר החיצוני של המטופל מגיע לעורק הריאתי של השתל והעורק הראשי ממוקם במצב של העורקים העולה. היתרונות העיקריים של שיטה זו הם הנוחות של ניטור והפחתת הטראומה למטופל. באותה שנה תיאר מטסוורה טכניקה משופרת, שבה הסתיים העורק החיצוני של הווריד והעורק הראשי, והוא היה מקובע על מיכל טפלון ומתוקן עם ליגטורה ממשי6. חלק מהחוקרים גם תיקנו את השרוול לעורק הריאתי הימני בלב התורם לפני שהכנסת את השרוול לווריד העורק החיצוני של הנמען7. עד כה, טכניקת השרוול הוחל נרחב במודלים השתלת כלי דם שונים, כולל אלה עבור ריאה8, כבד9, ואת הכליה10 השתלת.

עד היום, ישנם מספר קשיים הקשורים טכניקת השרוול. לדוגמה, העורק הראשי קשה לעבור את השרוול בגלל האלסטיות הנוספות, וכתוצאה מכך הרקמה מרפרף הפוך. מכאן, תרגול נוסף ומיקרוקטור מיקרו-כירורגי עשויים להידרש להשלמת שלב זה. בנוסף, ההכנה של כלי הצוואר הצווארי יכולה להימשך עד 25 דקות.

כדי לפתור בעיות אלה, אנו מציגים את טכניקת הצינור הפנימי, אשר מבוסס על טכניקת השרוול וכולל תיקון השרוול על הווריד וריד הצוואר החיצוני באמצעות צינור העורק הפנימי כדי לסייע עם לציון של הקיר כלי. בנוסף, עם הכשרה פשוטה, ההכנה של המטופל מצטמצמת ל-15.5 דקות. טכניקה זו מפחיתה את מורכבות הפעולה ואינה דורשת פרקטיקה נוספת או שימוש במקצר כלי דם. זה יכול להיות מיושם בכל מחקר החיסונית השתלת, במיוחד עבור אימות העמידות החיסונית של צד שלישי במהלכו המקבל מקבל שני אלושתלים לב, אחד בתוך הבטן והשני בצוואר11. כמו כן, אנו ממליצים על שיתוף פעולה בין שני מנתחים מיומנים להקמת מודל זה, כאשר מנתח אחד מכין את בעל החיים של המטופל ואת הקציר והשתלת הלב התורם. שיתוף פעולה כזה יכול לקצר את זמן הפעולה ל -25 דקות. באמצעות הליך ממוטב זה, הקמנו syngeneic, allogeneic12,13,14,15,16,17,18,19, ועכבר xenogeneic מודלים לב השתלת20.

הרציונל לפיתוח טכניקת הצינורית הפנימית היה להקטין את זמן הפעולה להקמת מודל להשתלת לב העכבר עם שיעור הצלחה גבוה. אופטימיזציה של המודל הלב צוואר הרחם מקלה על רכישת שיעורי הצלחה גבוהה בתקופה קצרה של ניתוח זמן לעומת תפר המסורתית הטכניקה השרוול21. עוד, מודל שיתוף הפעולה יכול להקטין עוד יותר את זמן האיסכמי החם של הלב התורם לעומת ניתוחים שבוצעו עם אופרטור יחיד.

Protocol

בעלי חיים (BALB/c, C57BL/6, זכר, 8-12 שבועות) שוכנו במתקן ספציפי הפתוגן ללא מעבדה במרכז בעלי חיים של אוניברסיטת ש'יאמן. C57BL/6 משמש כנמען ו-BALB/c משמש כתורם. כל ההליכים מתבצעים בהתאם להנחיות הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים ולשימוש (IACUC).

הערה: סט של כלי מיקרו כירורגי, כולל מספריים מיקרו, מלקחיים ישר מיקרו, מלקחיים מיקרו מעוקל ומחזיקי מחט מיקרו, נחוצים עבור המבצע (טבלה וחומרים, איור 1B, C, D, E). יש צורך בזוג אחד של מלחציים לשימוש חד-בולדוג (איור 1F). שני אזיקים על וריד הצוואר החיצוני והעורק הראשי מוכנים על ידי חיתוך צינורות פוליאמיד מותאמים אישית עם אזמל מתחת למיקרוסקופ. קוטרו של הווריד והעורק הוא 0.9 מ"מ ו 0.55 מ"מ, בהתאמה. בנוסף, קוטרו של הצינור הפנימי לשרוול הווריד המתאים הוא 0.6 מ"מ, ואלה של הצינור הפנימי של השרוול העורק המקביל הוא 0.28 מ"מ (איור 1G).

1. הכנת הנמען

  1. הפנטוברביטל את העכבר הנמען באמצעות המצביע (60 מ"ג/ק"ג, i. p). השתמש בקוצץ מכני האצני כדי להסיר את השיער באזור הצוואר הימני לרוחב.
  2. השתמש המוליך מכותנה סטרילית עצה לנגב את האזור כירורגי עם יוד חיטוי ואחריו 70% אתנול.
  3. למקם את העכבר במיקום פרקדן על פלטפורמת הפעולה. לכסות את העכבר עם גזה סטרילית.
  4. השתמש מספריים אופטלמולוגי כדי לעשות חתך רוחבי מן הצוואר התחתון השלישי באמצע לפרק הכתף הימנית-הבריח.
  5. בודד את הווריד הימני של העורק החיצוני עם מלקחיים מיקרו מעוקל כדי לחשוף מספיק אורך, לחתוך את הענפים באמצעות אלקטרוקרישת, ולהוריד את הספינה בקצה המרוחק באמצעות תפר משי 6-0.
  6. הצמד את וריד העורק החיצוני באמצעות מהדק בולדוג ולאחר מכן העבר את הווריד לקשירה באמצעות מספריים זעירים.
  7. לרחוץ את כלי הקיבול עם 100 U/mL 0-4 ° c heparinized מלוחים כדי להסיר כל דם שרידי.
  8. משוך את וריד העורק החיצוני דרך הווריד באמצעות מלקחיים ישרים מיקרו; הכנס את צינור הווריד הפנימי לתוך לומן כמו סטנט, ו אוורט הקיר כלי מעל השרוול עם מלקחיים ישר מיקרו (איור 2A).
  9. לתקן את הספינה הארוכה ביותר על הקצה האבובית של השרוול באמצעות היקפי 8-0 תפר משי (איור 2B).
  10. השתמש מלקחיים ישר מיקרו לסגת הצינור הפנימי של הווריד מכלי הווריד.
  11. לבצע ניתוח קהה עם מלקחיים מיקרו מעוקל כדי לבודד את עורק העורק הימני הסמוך לקצה הפנימי של הסטרנוקלאדדואיד.
  12. הדק את עורק העורק הימני הראשי באמצעות מהדק בולדוג, העורק הראשי משתמש בתפר מ6-0 משי, והשתמש במספריים מיקרו כדי להפעיל את העורק הראשי באופן מבוקר.
  13. שטוף את העורק הראשי עם 100 U/mL 0-4 ° c heparinized מלוחים כדי להסיר דם שרידי.
  14. להעביר את העורק הראשי דרך השרוול העורק ולהכניס את צינור העורק הפנימי לתוך כלי העורק באמצעות מלקחיים ישר מיקרו (איור 2C).
  15. אוורט הספינה מעל השרוול באמצעות מלקחיים ישרים מיקרו; לתקן את כלי הקיבול באמצעות ב8-0 תפר משי (איור 2D).
  16. משיכת צינור העורק הפנימי מתוך כלי העורק עם מלקחיים ישר מיקרו.
    הערה: שמור על בלוטת הלסת התחתונה של הנמען.

2. הכנה לתורמים

  1. מורדם העכבר התורם עם פנטוברביטל (60 מ"ג/ק"ג, i. p). להסיר את השיער באזור הבטן.
  2. למקם את העכבר במיקום פרקדן על פלטפורמת הפעולה. לכסות את העכבר עם גזה סטרילית.
  3. השתמש המוליך מכותנה סטרילית עצה לנגב את האזור כירורגי עם יוד חיטוי ואחריו 70% אתנול.
  4. ליצור חתך בבטן באמצע עם מספריים אופטלמולוגי ולחשוף את חלל הבטן.
  5. השתמש מלקחיים מיקרו מעוקל כדי לחשוף את הווריד הנחותים הורד, ולאחר מכן באופן פנימי להזריק 200 μL של 100 U/mL 0-4 ° c heparinized מלוחים לכל 20 גרם של משקל גוף דרך הווריד הנחותים.
  6. לבצע כריתת האונה עם מספריים אופטלמולוגי, לחתוך את הצלעות דרך החתכים הדו של קו הלסת הצדדית, להפוך את קיר החזה הקדמי כלפי חוץ כדי לחשוף את החלל החזה.
  7. בלו התימוס עם מלקחיים מעוגלים מיקרו.
  8. לחשוף את אבי העורקים, ולאחר מכן מבשם 200 μL של 100 U/mL 0-4 ° c heparinized מלוחים לעורק הכלילי דרך קשת אבי העורקים.
    הערה: הימנע מלשיר בועות גז לתוך לב התורם.
  9. בתחילת קשת אבי העורקים.
  10. מעבר לעורק הריאתי בתחילת שני הענפים העיקריים עם מספריים זעירים.
  11. Ligate הוריד העליון מעולה והוריד הוריד הנחות באמצעות באמצעות תפר משי 6-0 ולהשתמש מספריים מיקרו כדי לחדור וריד לקשירה.
  12. לישער את הוורידים הריאתי יחד, באופן מכריע, באמצעות אחד 6-0 תפר משי תפרים, ולחתוך את הווריד ענפים קרוב לקשירה באמצעות מיקרו מספריים.
  13. הסירו את שתל הלב מהרקמות הרכות שמסביב; לשמור אותו ב 0-4 מעלות צלזיוס.

3. השתלת לב

  1. מניחים את לב התורם הפוך לאזור הצוואר הימני של המטופל.
  2. קלט את עורק הריאתי של לב התורם ללולאה מ6-0 משי עם מלקחיים ישרים מיקרו.
  3. לעטוף את כלי הקיבול סביב שחפת הווריד, ולאחר מכן להדק את 6-0 תפר משי לולאות סביב השרוול כדי להקה משותפת כלי.
  4. לבצע ההשקה של העורקים של השתל ואת השרוול העורק על ידי ביצוע השלבים המתוארים בשלב 3.2.
  5. שחררו את וריד העורק הראשי. ואחריו עורק הצוואר ההודק וודא שזרימת הדם. לא הייתה במקום
    הערה: קצב הסינוס החוזר ליותר מ-200 פעמים בתוך 1 דקות נחשב לנורמלי.
  6. מויסטן לב התורם באמצעות חם (37 ° c) תמיסת מלח ולבדוק אם השתל הוא דימום. , הגדר את שתל הלב הפועם לחלל התת עורי

4. טיפול שלאחר הניתוח והערכת השתל

  1. להקליט את הזמן לקצב סינוס נורמלי לשימור קצב סינוס נורמלי לפחות 5 דקות לאחר הצבת לשחרר לפקח על הפונקציה שלאחר הניתוח השתל.
  2. הנח את הנמען לבד על שמיכה חמה עד שהנמען יתעורר מהרדמה. מנהל כאבים בופרייתום, 0.05 mg/ק"ג, s. c, בסוף הניתוח וכל 12 שעות עבור 72 שעות לאחר הניתוח.
  3. הקלט את מצב ההתאוששות משקל וניתוח של הנמען מדי יום. במקרה של > 15% ירידה במשקל ביחס לזה בתאריך הניתוח, שיתוק מיניים או זיהום, המתת החסד של המטופל באמצעות מסוף שאיפת הטרמינל21.
  4. לפקח על הישרדות השתל. על ידי מישוש יומי הניתוח נחשב למוצלח אם השתל מורטין שורד במשך > 72 שעות. כיתה הפונקציה השתל, כפי שדווח בעבר22: קנה מידה 3-במרץ רטט ותדירות; בקנה מידה 2-פחות רטט; סקאלה 1-פרפור ודחייה מיידית; או סולם-0, אובדן פעימות לב ודחייה מוחלטת.

תוצאות

זמן ניתוח כירורגי

לאחר אימון, מנתח מיומן יכול בהצלחה לבצע את הפעולה בתוך 35 דקות באמצעות טכניקת הצינור הפנימי, שבו כ-15.5 דקות נדרשות להכנה לנמען, 10.9 דקות נדרשות עבור הכנה לתורמים, ו-4.4 דקות נדרשות עבור האנסטוזות לב התורם. הזמן הקר והחם של איסכמיה (מהכנת התורם להשתלת הלב...

Discussion

מודלים של השתלת לב העכבר הם כלים חשובים למחקר אימונולוגיה של ההשתלה, כמו כלים וחומרים להערכת מנגנונים החיסונית של מודל זה ומספר רב של עכברים ששונו גנים זמינים. עם זאת, אתגרים טכניים מיקרו כירורגי, כגון כלים תפר ו eversion, הוגבלה השימוש הנרחב שלה. במחקר הנוכחי, חקרנו אתגרים טכניים הליבה מסוימים...

Disclosures

. למחברים אין מה לגלות

Acknowledgements

עבודה זו הייתה נתמכת על ידי פרויקט מחקר משותף של החינוך הפרובינציאלי פוג'יין (WKJ2016-2-20), הקרן הלאומית למדע הטבע של סין (81771271 ו 81800664), המפתח הלאומי R & D תוכנית של סין (2018YFA0108304) ואת החינוך ואת פרויקט המחקר המדעי למורים צעירים ובגיל העמידה במחוז פוג'יין (JAT170714), מדעי הטבע הקרן של הונאן פרובינציה של סין (50842 RS2013).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Artery cuffSelf-madePolyamide tube. diameter: 0.55 mm,length: 1.0 mm
Artery inner tubeSelf-madePolyamide tube. Diameter: 0.28mm
Micro curved forcepsShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA30501/8 arc, 0.3-mm tip without a hook
Micro needle holdersShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA20500.2-mm tip
Micro scissorsShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA1050Straight, blade length: 10 mm
Micro straight forcepsShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA30600.15-mm tip without a hook
Scanlan Vascu-Statt Bulldog ClampsScanlan International Inc1001-531Clamping pressure 20–25 grams
Vein cuffSelf-madePolyamide tube. diameter: 0.9 mm,length: 1.2 mm
Vein inner tubeSelf-madePolyamide tube. Diameter: 0.6 mm

References

  1. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  2. Que, W., et al. Prolonged cold ischemia time in mouse heart transplantation using supercooling preservation. Transplantation. , (2019).
  3. Wang, C. Y., et al. Suppression of murine cardiac allograft arteriopathy by long-term blockade of CD40-CD154 interactions. Circulation. 105 (13), 1609-1614 (2002).
  4. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  8. Li, W., et al. Surgical technique for lung retransplantation in the mouse. Journal of Thoracic Disease. 5 (3), 321-325 (2013).
  9. Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
  10. Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis. PLoS One. 8 (10), 77278 (2013).
  11. Miller, M. L., et al. Spontaneous restoration of transplantation tolerance after acute rejection. Nature Communications. 6, 7566 (2015).
  12. Lin, Y., et al. Overexpression of Jagged-1 combined with blockade of CD40 pathway prolongs allograft survival. Immunology and Cell Biology. 93 (2), 213-217 (2015).
  13. Xie, B., et al. Combined costimulation blockade inhibits accelerated rejection mediated by alloantigen-primed memory T cells in mice. Immunological Investigations. 38 (7), 639-651 (2009).
  14. Shao, W., et al. Combination of monoclonal antibodies with DST inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells to induce long-lived heart allograft acceptance in mice. Immunology Letters. 138 (2), 122-128 (2011).
  15. Dai, H., et al. Blockade of CD27/CD70 pathway to reduce the generation of memory T cells and markedly prolong the survival of heart allografts in presensitized mice. Transplant Immunology. 24 (4), 195-202 (2011).
  16. Yan, G., et al. Inhibition of accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonged allograft survival by arsenic trioxide. Immunological Investigations. 42 (5), 438-454 (2013).
  17. Yan, G., et al. Inhibiting accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonging allograft survival by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D(3) in nude mice. Immunology Letters. 149 (1-2), 54-61 (2013).
  18. Lin, Y., et al. Arsenic trioxide is a novel agent for combination therapy to prolong heart allograft survival in allo-primed T cells transferred mice. Transplant Immunology. 25 (4), 194-201 (2011).
  19. Shao, W., et al. CD44/CD70 blockade and anti-CD154/LFA-1 treatment synergistically suppress accelerated rejection and prolong cardiac allograft survival in mice. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (5), 430-437 (2011).
  20. Li, Y., et al. A highly reproducible cervical cuff technique for rat-to-mouse heterotopic heart xenotransplantation. Xenotransplantation. , (2017).
  21. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
  22. Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
  23. Felix, N. J., et al. H2-DMalpha(-/-) mice show the importance of major histocompatibility complex-bound peptide in cardiac allograft rejection. Journal of Experimental Medicine. 192 (1), 31-40 (2000).
  24. Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  25. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  26. Wang, K., Zhang, N., Li, H. Improved technique of mouse heterotopic heart graft retransplantation. Microsurgery. 26 (3), 200-202 (2006).
  27. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), (2014).
  28. Ratschiller, T., et al. Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
  29. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Experimental and Clinical Transplantation. 8 (3), 245-249 (2010).
  30. Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Transplantation. 102 (11), 464-465 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

160

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved