חקירת התנהגות דמוית מיגרנה באמצעות סלידה קלה בעכברים

Mengya Wang; Bianca N. Mason; Levi P. Sowers; Adisa Kuburas; Brandon J. Rea; Andrew  F. Russo

doi:10.3791/62839

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

מכרסמים אינם מסוגלים לדווח על תסמיני מיגרנה. כאן, אנו מתארים פרדיגמת בדיקה הניתנת לניהול (בדיקות שדה בהירות/כהות ופתוחות) למדידת סלידה קלה, אחד הסימפטומים הנפוצים והמטרידים ביותר בחולים עם מיגרנות.

Abstract

מיגרנה היא הפרעה נוירולוגית מורכבת המאופיינת בכאבי ראש וחריגות חושיות, כגון רגישות יתר לאור, שנצפתה כפוטופוביה. אמנם אי אפשר לאשר כי עכבר חווה מיגרנה, סלידה קלה יכולה לשמש תחליף התנהגותי עבור סימפטום מיגרנה של פוטופוביה. כדי לבדוק סלידה קלה, אנו משתמשים בבדיקה הבהירה/כהה כדי למדוד את הזמן שעכברים בוחרים בחופשיות לבלות בסביבה בהירה או חשוכה. הבדיקה שופרה על ידי החדרת שני שינויים קריטיים: חשיפות מוקדמות לתא לפני הפעלת הליך הבדיקה ותאורה תאית מתכווננת, המאפשרת שימוש במגוון עוצמות אור מ-55 לוקס ל-27,000 לוקס. מכיוון שהבחירה לבלות יותר זמן בחושך מעידה גם על חרדה, אנו משתמשים גם במבחן חרדה עצמאי לאור, בדיקת השדה הפתוח, כדי להבחין בין חרדה להתנהגות מרתיעה לאור. כאן, אנו מתארים פרדיגמת בדיקה שונה עבור בדיקות שדה אור / כהה ופתוח. היישום של בדיקות אלה מתואר להזרקה תוך-אפריטונית של פפטיד הקשור לגן קלציטונין (CGRP) בשני זני עכבר ולמחקרי גירוי מוחי אופטוגנטי.

Introduction

מיגרנה היא מחלה נוירולוגית נפוצה, המשפיעה על כ -17% מהאמריקאים1 והיא הגורם המוביל השני לנכות ברחבי העולם ^2,3. חולים חווים כאב ראש שנמשך 4-72 שעות מלווה לפחות באחד מהתסמינים הבאים: בחילה ו /או הקאות, או פוטופוביה ופונופוביה4. ההתפתחויות האחרונות בפיתוח נוגדני פפטיד הקשורים לגן קלציטונין (CGRP) שאושרו כעת על ידי ה-FDA החלו עידן חדש לטיפול במיגרנה5,6,7. נוגדנים אלה חוסמים את CGRP או את הקולטן שלו ומונעים תסמיני מיגרנה בכ -50% מחולי ^{המיגרנה7}. בשנה האחרונה, שני אנטגוניסטים מולקולות קטנות של קולטן CGRP אושרו גם ה-FDA לטיפול בהפלה של מיגרנה, ושניים נוספים נמצאים ^בצנרת8. למרות התקדמות טיפולית זו, מנגנונים שבאמצעותם מתרחשים התקפי מיגרנה עדיין נשארים חמקמקים. לדוגמה, האתרים של פעולת CGRP אינם ידועים. היעילות של נוגדנים טיפוליים שאינם חוצים באופן ניכר את מחסום הדם - מוח מרמזת כי CGRP פועל באתרים היקפיים, כגון קרום המוח ו / או הגרעינים הטריגמינליים. עם זאת, איננו יכולים לשלול פעולות מרכזיות באיברים עקיפים, אשר חסרים מחסום דם - ^מוח9. לפחות עבור פוטופוביה, אנחנו חושבים שזה פחות סביר בהתחשב בתוצאות שלנו עם סלידה קלה באמצעות עכברי nestin / hRAMP1 מהונדסים שבהם hRAMP1 מתבטא יתר על המידה ברקמת ^{העצבים10}. הבנת מנגנונים של מיגרנה פתופיזיולוגיה תספק אפיקים חדשים להתפתחות של טיפולי מיגרנה.

מודלים פרה-קליניים של בעלי חיים הם קריטיים להבנת מנגנוני המחלה ופיתוח תרופות חדשות. עם זאת, הערכת מיגרנה בבעלי חיים היא מאתגרת שכן בעלי חיים אינם יכולים לדווח מילולית על תחושות הכאב שלהם. בהתחשב בעובדה כי 80-90% מחולי המיגרנה מפגינים ^{פוטופוביה11}, סלידה קלה נחשבת אינדיקטור למיגרנה במודלים של בעלי חיים. זה הוביל לצורך לפתח בדיקה כדי להעריך סלידה אור בעכברים.

הבדיקה הבהירה/כהה מכילה אזור אור ואזור חשוך. הוא נמצא בשימוש נרחב למדידת חרדה בעכברים בהתבסס על המחקר הספונטני שלהם של סביבות חדשניות כי הוא נגד על ידי הסלידה המולדת שלהם ^לאור12. מחקרים מסוימים מגדירים 1/3 של התא כאזור החשוך, בעוד שאחרים להגדיר 1/2 של התא כאזור החשוך. ההגדרה הקודמת משמשת לעתים קרובות כדי לזהות ^חרדה13. בעוד שבתחילה בחרנו בתאים בהירים/כהים בגודל שווה, לא השווינו את שני הגדלים היחסיים. אנו יכולים לציין כי הגודל הכולל של שני התאים אינו גורם מרכזי מאז תיבת הבדיקה ^{הראשונית14} היה גדול בהרבה מאשר המנגנון ^הבא15, עדיין התוצאות היו זהות במהותן.

שני שינויים קריטיים בבדיקה בהירה/כהה זו להערכת סלידה מאור היו: מצב הבדיקה ועוצמת האור (איור 1). ראשית, עכברים נחשפים מראש לתא הבהיר/כהה כדי להפחית את כונן האקספלורציה16 (איור 1A). הצורך והזמנים של חשיפות מוקדמות תלויים בזני עכברים ובדגמים. עכברי Wildtype C57BL/6J דורשים בדרך כלל שתי חשיפות ^{מוקדמות10}, בעוד שרק חשיפה מוקדמת אחת לעכברי CD1 ^{מספיקה17}. באופן זה, התנהגות מרתיעה קלה יכולה להיות חשוף בשני זני עכבר אלה. שנית, התאורה התאית הותאמה כך שתכלול מגוון מתכוונן של עוצמות אור מעומעם (55 לוקס) ועד בהיר (27,000 לוקס) שבו 55 לוקס דומים ליום מעונן כהה, ו-27,000 לוקס דומים ליום שמש בהיר ^בצל10. מצאנו שעוצמת האור הנדרשת משתנה בהתאם לזן ולמודל הגנטי. מסיבה זו, אנשים צריכים תחילה להעריך את עוצמת האור המינימלית עבור הפרדיגמה הניסיונית שלהם.

אפילו עם שינויים אלה לבדיקה, אשר יכול לחשוף פנוטיפ מרתיע אור, יש צורך לבדוק התנהגות דמוית חרדה כדי להבחין בין סלידה אור עקב אור לבד לעומת עקב חרדה. בדיקת השדה הפתוח היא דרך מסורתית למדוד חרדה המבוססת על חקר ספונטני של סביבות חדשניות. זה שונה מן הבדיקה הבהירה / כהה בכך שכונן האקספלורציה מנוגד לסלידה המולדת לשטחים פתוחים לא מוגנים. הן המרכז והן הקצוות של החדר נמצאים באור, כך שבדק השדה הפתוח הוא בדיקת חרדה עצמאית לאור. לפיכך, השילוב של בדיקות השדה הבהיר/הכהה והפתוח מאפשר לנו להבחין בין סלידה מאור עקב הימנעות מאור לעומת עלייה כוללת בחרדה.

CGRP הוא נוירופפטיד רב תכליתי המווסת את התרחבות כלי הדם, nociception, ^ודלקת18. זה בא לידי ביטוי נרחב במערכות העצבים ההיקפיות והמרכזיות. זה ממלא תפקיד חשוב מיגרנה פתופיזיולוגיה18. עם זאת, המנגנון שבבסיס פעולת CGRP במיגרנה אינו ברור. על-ידי שימוש בבדיקות השדה הבהירות/הכהות והפתוחות עם פרדיגמת בדיקה שונה זו, הצלחנו לזהות התנהגות מרתיעה של אור בעכברים בעקבות ^10,16 (איור 2) ומרכזי ^{14,15,15,16,19} ^ניהול CGRP. בנוסף לנוירופפטידים, זיהוי אזורי המוח המעורבים בסלידה קלה חשוב גם בהבנת פתולוגיה של מיגרנה. הגרעינים התלמיים האחוריים הם אזור מוחי אינטגרטיבי לכאב ועיבוד ^אור19, והתלמוס מופעל במהלך ^{מיגרנה20}. לכן, התמקדנו גרעינים תלמיים אחוריים על ידי הזרקת וירוס הקשור אדנו (AAV) המכיל channelrhodopsin-2 (ChR2) או eYFP לאזור זה. על ידי שילוב גישה אופטוגנטית זו עם שתי הבדיקות הללו, הדגמנו כי גירוי אופטי של נוירונים המבטאים ChR2 בגרעין התלמי האחורי עורר סלידה ^מאור19 (איור 3). בניסוי זה, בהתחשב בהשפעה הדרמטית על הסלידה האורית המעוררת בעכברים האופטוגנטיים האלה שעברו מניפולציה אופטוגנטית, דילגו על חשיפות מוקדמות לתא.

Protocol

נהלי בעלי חיים אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת איווה ובוצעו בהתאם לסטנדרטים שנקבעו על ידי המכונים הלאומיים לבריאות.

1. בדיקת אור/חושך

מנגנון תא בהיר/כהה (ראה טבלת חומרים) התקנה. כל הציוד בסעיף זה זמין מסחרית.
1. על המדף, הניחו את התא המוחלש בצליל (פנימי: 59.7 x 38 x 38 x 35.6 ס"מ ב- W x H x D) המכיל מגירה נשלפת לגישה נוחה לתא ולהכנסה כהה.
2. חבר את ספק הכוח DC ואת ספק הכוח המוסדר על-ידי DC לתא המוחלש באמצעות קול.
3. מקם את תא השדה הפתוח השקוף החלק (27.31 x 27.31 x 20.32 ס"מ ב- L x W x H) במגירה הנפתחת של התא.
4. מקם את החדר השחור, אינפרא-אדום שקוף מפלסטיק (IR) שקוף (28.7 X 15 X 20.6 ס"מ ב- L x W x H) בתא השדה הפתוח. ודא שהתא מחולק לשני אזורים בגודל שווה: אזור חשוך ואזור אור.
5. חבר שלוש ערכות של מערכי אינפרא-אדום בעלי 16 קורות בצירי X, Y ו- Z של תא השדה הפתוח לבקר ה- USB של IR באמצעות כבלים.
6. חבר את בקר ה- USB של IR למחשב.
7. התקן את תוכנת המעקב במחשב שיכולה להקליט ולאסוף את מיקום ופעילות העכבר.
8. להגדרת לוח התאורה, הסירו תחילה את לוח התאורה דיודה פולט אור (LED) (27.70 x 27.70 ס"מ ב-L x W; 360 נורות LED, צבע מאוזן באור יום, 5600K, התפשטות קרן הצפה של 60°) מהמארז המקורי שלו.
9. הרכב את לוח האור עם מנהל ההתקן LED, כיור החום ואספקת החשמל. ניתן לחבר לוחות תאורת LED מרובים לספק כוח אחד, לכיור חום ולמנהל התקן LED אחד כדי להשיג שליטה אחידה בלוח התאורה.
10. בנו פלטפורמת אקריליק מותאמת אישית (29.77 x 27.70 x 8.10 ס"מ ב-L x W x H) הכוללת 7 מדפים זהים במרווחים של 0.53 ס"מ (איור 1B). מצמידים לצמיתות את מדף האקריליק המותאם אישית לתקרה בתוך התא שמעל התא.
11. הכנס את לוח נורית ה-LED לחריץ שבין שני המדפים התחתונים. התאימו את לוח האור לגבהים שונים (איור 1B,C), במידת הצורך (למשל, אם משתמשים בעכברים אופטוגנטיים). הפרטים נידונים בסעיף 3).
12. הפעל את כיור החום, מנהל ההתקן LED ואספקת החשמל. ודא כי מנהל ההתקן LED יכול להכתיב את עוצמת אור LED על ידי מדידת עוצמת האור על רצפת התא ולאשר כי הרצפה מוארת באופן שווה.
הליך בדיקה התנהגותי
הערה: עכברים שוכנים במחזור אור של 12 שעות. כל הניסויים ההתנהגותיים מבוצעים במהלך מחזור האור. עכברים, כולל זכרים ונקבות, בגילאי 10-20 שבועות, משמשים. בפרוטוקול זה, עכברי CD1 ו- C57BL/6J תמימים חווים שתי חשיפות מוקדמות לתא הבהיר/כהה ואחריהן חשיפה לטיפול וחשיפה לאחר הטיפול. קיים מרווח של שלושה ימים בין כל חשיפה כדי לאפשר לעכברים להתאושש (יום 1, 4, 7 ו-10 כמתואר להלן ואיור 1A). עם זאת, עכברי CD1 אינם דורשים את החשיפה ^{המוקדמת השנייה} וניתן לבדוק אותם באור עמום.
1. ביום הראשון (טיפול מקדים 1), הפעל את מנגנון הבדיקה הבהיר/כהה והגדר את עוצמת האור ל-27,000 לוקס.
2. פתח את תוכנת המעקב והגדר פרוטוקול חדש. בהגדרה פרוטוקול חדש , הגדר את משך הזמן ל- 30 דקות. בהגדרה ניתוח חדש , הגדר את סלי הנתונים לפי משך זמן ל- 300 s.
3. בהגדרה אזור חדש , בחר אזורים מוגדרים מראש. בחר 2 ולאחר מכן אופקי. בדוק אם התא מחולק לשני אזורים בגודל שווה אופקית להקלטה.
4. להרגיל עכברים לחדר הבדיקות במשך 1 שעות לפני הבדיקה. במהלך ההרגלה, שמור על אור החדר כדי לא לשבש את השעון הביולוגי של העכבר. ודאו שכל הציוד לבדיקה הבהירה/כהה מופעל, ומאפשר לעכברים להסתגל באופן מלא לסביבת חדר הבדיקות.
5. בחר רכוש נתונים. הזן מזהי עכבר. הפעל את הפרוטוקול.
6. משוך את המגירה מחוץ לתא להחלשת הקול כדי לגשת לתא הבהיר/ הכהה ולהכנסה הכהה. הרימו בעדינות את העכבר על בסיס הזנב, הניחו אותו באזור האור של התא, ולדחוף את המגירה בתוך התא. ודא שהתוכנה מזהה את העכבר באופן מיידי ומתחילה להקליט פעילות.
7. המתן להפסקת ההקלטה באופן אוטומטי לאחר 30 דקות. תחזיר את העכבר לכלוב הביתי שלו.
8. נקה את התא והכנס כהה באמצעות מגבונים חד פעמיים של ריח אלכוהול המכילים 55.0% אלכוהול איזופרופיל, 0.25% אלקיל C12-18 דימתיל אתילבנזל אמוניום, ו 0.25% אלקיל C12-18 דימתיל בנזיל אמוניום כלוריד כמרכיבים פעילים אנטי מיקרוביאליים כדי לחסל את כל רמזי הריח שנותרו על ידי העכבר הקודם.
9. ביום 4 (טיפול מקדים 2), חזור על שלבים 1.2.1 עד 1.2.8.
10. ביום 7 (יום הטיפול), חזור על שלב 1.2.1 ו 1.2.4. לאחר ההרגלה, לנהל CGRP (0.1 מ"ג / קילוגרם, 10 μl / g מבוסס על משקל גוף העכבר, הזרקה תוך-אפריטונית (i.p.)), הטיית ראש העכבר קדימה והזרקה ברביע הימני התחתון. תחזיר את העכבר לכלוב הביתי.
11. לאחר 30 דקות, הפעל את הפרוטוקול והפעל את העכבר בתא הבהיר/כהה כאמור בשלבים 1.2.5 עד 1.2.7. זמן ההחלמה בכלובים ביתיים לאחר זריקות ניתן לקצר או להאריך בהתאם ^{לטיפול21}.
12. נקה את התא והכנס כהה כמתואר בשלב 1.2.8.
13. ביום 10 (יום לאחר הטיפול), חזור על שלבים 1.2.1 עד 1.2.8. ניתן להשהות את הניסוי בשלב 1.2.13 לפני תחילת בדיקת השדה הפתוח.

2. בדיקת שדה פתוח

התקנת המנגנון
1. הגדרת תא שדה פתוח: השתמש באותו תא להחלשת קול ותא שדה פתוח המשמשים בבדיקת האור/הכהה, מבלי להשתמש בהוספה הכהה.
2. הגדרת החלונית הקלה: השתמש/י באותה התקנה המשמשת בבדיקת האור/הכהה. ודא שעוצמת האור זהה לזו המשמשת בבדיקת האור/הכהה.
הליך בדיקה התנהגותי
1. תדליק את המנגנון. הגדר את עוצמת האור ל-27,000 לוקס.
2. פתח את תוכנת המעקב.
3. הגדר פרוטוקול חדש, זהה לזה המשמש בבדיקת האור/הכהה למעט הגדרות האזור החדש . בחר 1 ואחריו המרכז בהגדרות אזור חדש . הגדר את הפריפריה כ-3.97 ס"מ מהמתחם והמרכז כ-19.05 ×-19.05 ס"מ.
4. להרגיל עכברים לחדר הבדיקות כמתואר בשלב 1.2.4.
5. ניהול CGRP (0.1 מ"ג /ק"ג, 10 μl / g בהתבסס על משקל גוף העכבר, כלומר), הטיית ראש העכבר קדימה והזרקה ברביע הימני התחתון. תחזיר את העכבר לכלוב הביתי.
6. לאחר 30 דקות, להתחיל את הפרוטוקול. משוך את המגירה הנפתחת מחוץ לתא להחלשת הקול והנח את העכבר בעדינות באמצע תא השדה הפתוח. לדחוף את המגירה בתוך התא.
7. אופן הפעולה של מעקב במשך 30 דקות. ואז להחזיר עכברים לכלובי הבית שלהם.
8. נקה את המנגנון כמתואר בשלב 1.2.8.

3. בדיקת אור/כהה מותאמת לעכברים אופטוגנטיים

התקנת המנגנון
1. בצע שני שינויים בהוספה הכהה.
  1. שנה את הפתיחה של התוספת הכהה ל-5.08 x 5.08 ס"מ (W x H) עם חריץ קטן בגודל 0.95 x 10.16 ס"מ (W X H) בין החלק העליון לבין פתיחת התוספת הכהה (איור 1D למעלה משמאל).
    הערה: שינוי זה מאפשר לעכבר לעבור לאזור החשוך ללא קושי כאשר צינורית הסיבים האופטיים בראש העכבר מחוברת לכבל התיקון.
  2. הרחיבו את החלק העליון של התוספת הכהה על אזור האור כמרפסת משולשת (H=6.5 ס"מ) (איור 1D למעלה מימין ומשמאל תחתון). חותכים חור עגול (D = 1.7 ס"מ) מהמרפסת ומכניסים מחזיק לחור כדי למקם ולייצב את המפרק הסיבובי, המחבר את הלייזר ואת כבלי התיקון הסיבים האופטיים (איור 1D למעלה משמאל ומשמאל תחתון).
    הערה: השינויים גורמים לשינוי קטן בעוצמת האור המגיע לרצפת האזור החשוך (17 לוקס עם שינויים לעומת 14 לוקס ללא שינויים, נמדד בפינה האחורית-ימנית של האזור החשוך מתחת ל -27,000 לוקס).
2. הכנס את המפרק הסיבובי למחזיק על ההוספה הכהה.
3. חברו את כבל הסיבים האופטיים בקוטר 30.5 ס"מ למפרק הסיבובי. ודא כי המפרק הסיבובי יכול להסתובב בצורה חלקה, כך כבל התיקון יכול לסובב ללא קושי כמו העכבר חוצה את התא.
4. עבור שאר ההתקנה, השתמש באותה הגדרת מנגנון המשמשת בסעיף 1 (בדיקת אור/כהה).
הליך בדיקה התנהגותי
הערה: בניגוד לעכברי הפרא, העכברים האופטוגנטיים אינם מקבלים חשיפות מוקדמות (טיפול מקדים 1 ו -2).
1. ביום הבדיקה, הכנס את לוח תאורת ה- LED לחריץ השני הנמוך ביותר (28.23 ס"מ מרצפת הקמבר) כדי לאפשר מקום לחיבור כבל התיקון. הפעילו את מנגנון הבדיקה הבהיר/כהה והגדירו את עוצמת האור ל-55 לוקס.
2. השתמש באותה הגדרת פרוטוקול כמו זו ב- 1.2.2 ו- 1.2.3 למעט העובדה שסל נתונים לפי משך מוגדר ל- 60 s בהגדרה ניתוח חדש כך שיתאים לפרוטוקול גירוי הלייזר בשלב 3.2.3.
3. הפעל את לחצן ההפעלה של הלייזר. הגדר את בקר פעימת הלייזר כדי לעורר במשך 1 דקה ואחריו 1 דקה ללא גירוי מעל 30 דקות.
4. להרגיל עכברים לחדר הבדיקות עם האור דולק במשך 1 שעות לפני הבדיקה.
5. הפעל את הפרוטוקול. משוך את המגירה הנפתחת מחוץ לתא ההחלשה בצליל כדי לגשת לתא הבהיר/כהה ולהכנסה הכהה.
6. ריסנו בעדינות את העכבר והצמידו את צינורית הסיבים האופטיים לראש העכבר לכבל התיקון הסיבים האופטיים באמצעות שרוול ההזדווגות (איור 1D מימין למטה ). מניחים את העכבר בעדינות באזור האור ולדחוף את המגירה בתוך התא. ודא שהפרוטוקול יתחיל לתעד את אופן הפעולה של העכבר באופן אוטומטי.
7. בדקה אחת, הפעל את בקר הדופק ולאחר מכן הפעל את מפתח האל-כשל למצב פעיל. ודא גירוי לייזר של אזור המוח ממוקד מתרחש כל דקה שנייה.
8. לאחר 30 דקות כאשר הפרוטוקול מפסיק לפעול באופן אוטומטי, כבה את מפתח האל-כשל למצב כבוי. לאחר מכן כבה את בקר הדופק.
9. פתח את העכבר ואת כבל התיקון של הסיב האופטי. תחזיר את העכבר לכלוב הביתי.
10. נקה את התא והכנס כהה כמתואר בשלב 1.2.8.

4. בדיקת שדה פתוח שונה עבור עכברים אופטוגנטיים

התקנת המנגנון
1. ייצבו את המפרק הסיבובי מעל התא באמצעות מעמד ומהדק (איור 1E).
2. חברו את כבל הסיבים האופטיים באורך של 50 ס"מ למפרק הסיבובי. בדוק אם המפרק הסיבובי יכול להסתובב בצורה חלקה.
3. הגדר את המפרק הסיבובי לגובה המתאים על המעמד: ודא כי כבל תיקון סיבים אופטיים יכול רק להגיע לכל פינה של התא, אשר יסייע למנוע כל הפרעה עם תנועת העכבר.
4. עבור שאר ההתקנה, השתמש באותה הגדרת מנגנון המשמשת בסעיף 1 (בדיקת אור/כהה), אך ללא הוספה כהה.
הליך בדיקה התנהגותי
1. הפעילו את מנגנון הבדיקה הבהיר/כהה והגדירו את עוצמת האור ל-55 לוקס.
2. השתמש באותה הגדרת פרוטוקול כמו זו של בדיקת האור/הכהה שהשתנתה (סעיף 3) למעט הגדרות האזור החדש. בחר 1 להלן לפי הגדרות 'מרכז' באזור חדש. הגדר את הפריפריה כ-3.97 ס"מ מהמתחם והמרכז כ-19.05 ×-19.05 ס"מ.
3. הפעל את לחצן ההפעלה של הלייזר. הגדר בקר דופק לייזר כדי לעורר במשך 1 דקה ואחריו 1 דקה ללא גירוי מעל 30 דקות.
4. בצע הרגלה ואת שאר הבדיקה כמתואר בשלבים 3.2.4 עד 3.2.10 למעט שני שינויים לשלב 3.2.6: למקם את העכבר בעדינות באמצע התא במקום באזור האור; שמור את המגירה הנפתחת מחוץ לתא עקב כבל התיקון המתחבר לראש העכבר.

תוצאות

פרדיגמת בדיקה התנהגותית זו נועדה לבחון התנהגות מרתיעה אור. זה יכול להתבצע באמצעות עכברי wildtype נאיביים ועכברים אופטוגנטיים כדי לחקור סלידה אור בזמן אמת במהלך גירוי של אוכלוסייה עצבית ממוקדת.

הליך זה שימש לחקר ההשפעה של טיפול CGRP היקפי בעכברים CD1 ו- C57BL / ^6J10,16

Discussion

הבדיקה האור/כהה נמצאת בשימוש נרחב להערכת התנהגות דמוית ^חרדה12. הבדיקה מסתמכת על הסלידה המולדת של עכברים מאור ועל הדחף שלהם לחקור כאשר הם ממוקמים בסביבה חדשנית (אזור אור). עם זאת, כפי שאנו מדווחים כאן, בדיקה זו יכולה לשמש גם כדי להעריך התנהגות מרתיעה אור גם כן.

חשוב...

Disclosures

למחברים אין ניגוד אינטרסים לדווח.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים מ- NIH NS R01 NS075599 ו- RF1 NS113839. התוכן אינו מייצג את התצוגות של VA או ממשלת ארצות הברית.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Activity monitor	Med Assoc. Inc		Software tracking mouse behavior
Customized acrylic shelf			For adjusting the height of the LED panel
Dark box insert	Med Assoc. Inc	ENV-511
DC power supply	Med Assoc. Inc	SG-500T
DC regulated power supply	Med Assoc. Inc	SG-506
Fiber-optic cannula	Doric	MFC_200/ 240-0.22_4.5mm_ZF1.25_FLT
Germicidal disposable wipes	Sani-Cloth	SKU # Q55172
Heat Sink	Wakefield	490-6K	Connecting to LED panel
IR controller power cable	Med Assoc. Inc	SG-520USB-1
IR USB controller	Med Assoc. Inc	ENV-520USB
Mating sleeve	Doric	SLEEVE_ZR_1.25
Modified LED light panel	Genaray Spectro	SP-E-360D	Daylight-balanced color (5600K)
Power supply	MEAN WELL USA	SP-320-12	Connecting to LED panel
Seamless open field chamber	Med Assoc. Inc	ENV-510S
Sound-attenuating cubicle	Med Assoc. Inc	ENV-022MD-027
Stand and clamp
Three 16-beam IR arrays	Med Assoc. Inc	ENV-256

References

Loder, S., Sheikh, H. U., Loder, E. The prevalence, burden, and treatment of severe, frequent, and migraine headaches in US minority populations: statistics from National Survey studies. Headache. 55 (2), 214-228 (2015).
Collaborators, G. B. D. H. Global, regional, and national burden of migraine and tension-type headache, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet Neurology. 17 (11), 954-976 (2018).
GBD 2017 Disease and Injury Incidence and Prevalence Collaborators. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
international headache society. Headache classification committee of the international headache society (IHS). The international classification of headache disorders, 3rd edition. Cephalalgia. 38 (1), 1 (2018).
Edvinsson, L., Haanes, K. A., Warfvinge, K., Krause, D. N. CGRP as the target of new migraine therapies - successful translation from bench to clinic. Nature Reviews Neurology. 14 (6), 338-350 (2018).
Rapoport, A. M., McAllister, P. The headache pipeline: Excitement and uncertainty. Headache. 60 (1), 190-199 (2020).
Maasumi, K., Michael, R. L., Rapoport, A. M. CGRP and Migraine: The role of blocking calcitonin gene-related peptide ligand and receptor in the management of Migraine. Drugs. 78 (9), 913-928 (2018).
Caronna, E., Starling, A. J. Update on calcitonin gene-related peptide antagonism in the treatment of migraine. Neurologic Clinics. 39 (1), 1-19 (2021).
Eftekhari, S., Edvinsson, L. Possible sites of action of the new calcitonin gene-related peptide receptor antagonists. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 3 (6), 369-378 (2010).
Mason, B. N., et al. Induction of migraine-like photophobic behavior in mice by both peripheral and central cgrp mechanisms. Journal of Neuroscience. 37 (1), 204-216 (2017).
Russell, M. B., Rasmussen, B. K., Fenger, K., Olesen, J. Migraine without aura and migraine with aura are distinct clinical entities: A study of four hundred and eighty-four male and female migraineurs from the general population. Cephalalgia. 16 (4), 239-245 (1996).
Crawley, J. N. Exploratory behavior models of anxiety in mice. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 9 (1), 37-44 (1985).
Crawley, J., Goodwin, F. K. Preliminary report of a simple animal behavior model for the anxiolytic effects of benzodiazepines. Pharmacology, Biochemistry and Behavior. 13 (2), 167-170 (1980).
Recober, A., et al. Role of calcitonin gene-related peptide in light-aversive behavior: implications for migraine. Journal of Neuroscience. 29 (27), 8798-8804 (2009).
Recober, A., Kaiser, E. A., Kuburas, A., Russo, A. F. Induction of multiple photophobic behaviors in a transgenic mouse sensitized to CGRP. Neuropharmacology. 58 (1), 156-165 (2010).
Kaiser, E. A., Kuburas, A., Recober, A., Russo, A. F. Modulation of CGRP-induced light aversion in wild-type mice by a 5-HT(1B/D) agonist. Journal of Neuroscience. 32 (44), 15439-15449 (2012).
Kuburas, A., et al. PACAP induces light aversion in mice by an inheritable mechanism independent of CGRP. Journal of Neuroscience. , (2021).
Russo, A. F. Calcitonin gene-related peptide (CGRP): a new target for migraine. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 533-552 (2015).
Sowers, L. P., et al. Stimulation of Posterior Thalamic Nuclei Induces Photophobic Behavior in Mice. Headache. 60 (9), 1961-1981 (2020).
Afridi, S. K., et al. A positron emission tomographic study in spontaneous migraine. Archives of Neurology. 62 (8), 1270-1275 (2005).
Mason, B. N., et al. Vascular actions of peripheral CGRP in migraine-like photophobia in mice. Cephalalgia. 40 (14), 1585-1604 (2020).
Guo, S., Vollesen, A. L. H., Olesen, J., Ashina, M. Premonitory and nonheadache symptoms induced by CGRP and PACAP38 in patients with migraine. Pain. 157 (12), 2773-2781 (2016).
Christensen, C. E., et al. Migraine induction with calcitonin gene-related peptide in patients from erenumab trials. Journal of Headache and Pain. 19 (1), 105 (2018).
Younis, S., et al. Investigation of distinct molecular pathways in migraine induction using calcitonin gene-related peptide and sildenafil. Cephalalgia. 39 (14), 1776-1788 (2019).
Asghar, M. S., et al. Evidence for a vascular factor in migraine. Annals of Neurology. 69 (4), 635-645 (2011).
Ueno, H., et al. Effects of repetitive gentle handling of male C57BL/6NCrl mice on comparative behavioural test results. Scientific Reports. 10 (1), 3509 (2020).
Campos, A. C., Fogaca, M. V., Aguiar, D. C., Guimaraes, F. S. Animal models of anxiety disorders and stress. Revista Brasileira De Psiquiatria. 35, 101-111 (2013).
Kuburas, A., Thompson, S., Artemyev, N. O., Kardon, R. H., Russo, A. F. Photophobia and abnormally sustained pupil responses in a mouse model of bradyopsia. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (10), 6878-6885 (2014).
Goadsby, P. J., Edvinsson, L., Ekman, R. Vasoactive peptide release in the extracerebral circulation of humans during migraine headache. Annals of Neurology. 28 (2), 183-187 (1990).
Lassen, L. H., et al. CGRP may play a causative role in migraine. Cephalalgia. 22 (1), 54-61 (2002).
Cernuda-Morollon, E., et al. Interictal increase of CGRP levels in peripheral blood as a biomarker for chronic migraine. Neurology. 81 (14), 1191-1196 (2013).
Chanda, M. L., et al. Behavioral evidence for photophobia and stress-related ipsilateral head pain in transgenic Cacna1a mutant mice. Pain. 154 (8), 1254-1262 (2013).
Mahmoudi, J., et al. Cerebrolysin attenuates hyperalgesia, photophobia, and neuroinflammation in a nitroglycerin-induced migraine model in rats. Brain Research Bulletin. 140, 197-204 (2018).
Farajdokht, F., Babri, S., Karimi, P., Mohaddes, G. Ghrelin attenuates hyperalgesia and light aversion-induced by nitroglycerin in male rats. Neuroscience Letters. 630, 30-37 (2016).
Jacob, W., et al. Endocannabinoids render exploratory behaviour largely independent of the test aversiveness: Role of glutamatergic transmission. Genes, Brain, and Behavior. 8 (7), 685-698 (2009).
Thiels, E., Hoffman, E. K., Gorin, M. B. A reliable behavioral assay for the assessment of sustained photophobia in mice. Current Eye Research. 33 (5), 483-491 (2008).
Ramachandran, R., et al. Role of Toll-like receptor 4 signaling in mast cell-mediated migraine pain pathway. Molecular Pain. 15, 1744806919867842 (2019).
Marek, V., et al. Implication of Melanopsin and Trigeminal Neural Pathways in Blue Light Photosensitivity in vivo. Frontiers in Neuroscience. 13, 497 (2019).
Christensen, S. L. T., Petersen, S., Sorensen, D. B., Olesena, J., Jansen-Olesen, I. Infusion of low dose glyceryl trinitrate has no consistent effect on burrowing behavior, running wheel activity and light sensitivity in female rats. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 80, 43-50 (2016).
De Vera Mudry, M. C., Kronenberg, S., Komatsu, S., Aguirre, G. D. Blinded by the light: retinal phototoxicity in the context of safety studies. Toxicologic Pathology. 41 (6), 813-825 (2013).
White, D. A., Fritz, J. J., Hauswirth, W. W., Kaushal, S., Lewin, A. S. Increased sensitivity to light-induced damage in a mouse model of autosomal dominant retinal disease. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (5), 1942-1951 (2007).
Song, D., et al. Retinal pre-conditioning by CD59a knockout protects against light-induced photoreceptor degeneration. PloS One. 11 (11), 0166348 (2016).
Matynia, A., et al. Light aversion and corneal mechanical sensitivity are altered by intrinscally photosensitive retinal ganglion cells in a mouse model of corneal surface damage. Experimental Eye Research. 137, 57-62 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

174

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated: