השראת אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים

Summary

כאן אנו מתארים שיטה פשוטה וניתנת לשחזור שיכולה לגרום לאוטם שריר הלב או לפגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים על ידי קשירה מדויקת של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי באמצעות מיקרומניפולציה.

Abstract

אוטם שריר הלב חריף הוא מחלה קרדיווסקולרית נפוצה עם תמותה גבוהה. פגיעה בזילוח שריר הלב יכולה לנטרל את ההשפעות המועילות של זרימת הלב מחדש ולגרום לפגיעה משנית בשריר הלב. מודל פשוט וניתן לשחזור של אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב הוא כלי טוב לחוקרים. כאן מתוארת שיטה הניתנת להתאמה אישית ליצירת מודל אוטם שריר הלב (MI) ו- MIRI על ידי קשירה מדויקת של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי (LAD) באמצעות מיקרומניפולציה. מיקום ליגטורה מדויק וניתן לשחזור של LAD מסייע להשיג תוצאות עקביות עבור פגיעה בלב. שינויים במקטע ST יכולים לסייע בזיהוי דיוק הדגם. רמת הסרום של טרופונין T (cTnT) בסרום משמשת להערכת הפגיעה בשריר הלב, אולטרסאונד לב משמש להערכת תפקוד שריר הלב, וצביע כלוריד אוונס-בלו / טריפניל טטרזוליום משמש למדידת גודל אוטם. באופן כללי, פרוטוקול זה מקצר את משך ההליך, מבטיח גודל אוטם נשלט ומשפר את הישרדות העכבר.

Introduction

אוטם חריף של שריר הלב (AMI) היא מחלה קרדיווסקולרית נפוצה ברחבי העולם ונושאת תמותה גבוהה¹. ההתקדמות בטכנולוגיות הופכת רה-וסקולריזציה מוקדמת ויעילה לזמינה עבור חולי AMI. לאחר טיפולים אלה בחלק מהחולים, פגיעה איסכמיה שריר הלב (MIRI) יכולה להתרחש². לכן, יש חשיבות רבה להבנת מנגנוני הפעולה וכיצד לשפר את MI/MIRI. עכברים נמצאים בשימוש נרחב כמודלים בגלל עלותם הנמוכה, זמן הרבייה המהיר שלהם והקלות לביצוע שינויים גנטיים³. חוקרים פיתחו שיטות שונות למדל MIRI ו-MI בבעלי חיים 4,5,6,7,8,9. אסטרטגיה זו מקדמת מחקר, אך הקריטריונים והשיטות השונות הננקטים מסבכים את פרשנות התוצאות בקרב צוותי המחקר.

בעכברים, MI נגרם על ידי isoproterenol 10, cryoinjury 11,12^, או צריבה ¹³. MI יכול להיגרם בקלות על ידי isoproterenol, אבל התהליך הפתופיזיולוגי שונה מזה של MI קליני. MI המושרה Cryoinjury יש עקביות ירודה, מעורר נזק שריר הלב מוגזם סביב העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי (LAD), והוא יכול בקלות לגרום הפרעות קצב. MI המושרה על ידי צריבה שונה למדי מהתהליך הטבעי של אוטם שריר הלב, והתגובה הדלקתית באזור השריפה אינטנסיבית יותר; בנוסף, לגישה הניתוחית יש קשיים טכניים. יתר על כן, ישנן מעבדות¹⁴ המפתחות מודל MI במיני-חזירים באמצעות חסימת בלונים או אמבוליזציה או שיטת פקקת באמצעות טכניקה התערבותית. כל השיטות הללו יכולות לגרום לחסימת עורקים כליליים ישירות, אך הצורך במכשירי אנגיוגרפיה כלילית, ומעל לכל, העורקים הכליליים הדקים מדי של העכבר הופך פעולות אלה ללא מעשיות. עבור MIRI, ההבדלים בין דגמים שונים היו צנועים למדי, כגון שימוש במכונות הנשמה / מיקרומניפולציה או לא ^5,6.

כאן מתוארת שיטה פשוטה ואמינה שיכולה לגרום ל-MI ולמודל MIRI, המותאם משיטות 4,5,6,7,8,9,15 שפורסמו בעבר. שיטה זו יכולה לדמות תהליכים פתופיזיולוגיים על ידי חסימה ישירה של LAD באמצעות קשירה. יתר על כן, על ידי הקלה על הקשירה, מודל זה יכול גם לדמות פגיעה רפרפוזיה. בפרוטוקול זה, מיקרוסקופ מנתח משמש להדמיית LAD. לאחר מכן, החוקר יכול לזהות את LAD בקלות. לאחר מכן, קשירה מדויקת של LAD מובילה לחסימת דם ניתנת לשחזור וצפויה ולאיסכמיה חדרית. יתר על כן, שינויים אלקטרוקרדיוגרפיה (ECG) ניתן להשתמש כדי לאשר איסכמיה ו reperfusion בנוסף לשינויי צבע של LAD שנצפו תחת מיקרוסקופ. אסטרטגיה זו מובילה למשך הליך קצר יותר, סיכון נמוך יותר לסיבוכים כירורגיים ופחות עכברי ניסוי הדרושים. כמו כן מתוארות השיטות לבדיקת טרופונין-T, אולטרסאונד לב וצביעה של טריפניל טטרזוליום כלוריד (TTC). בסך הכל, פרוטוקול זה שימושי למחקרים של מנגנון MI/MIR, כמו גם לגילוי תרופות.

Protocol

מחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי הוועדה לטיפול וניצול בעלי חיים של אוניברסיטת Huazhong למדע וטכנולוגיה (ווהאן, סין).

הערה: עכברי C57BL/6J זכרים (8-10 שבועות) משמשים כמודלים. לעכברים יש גישה חופשית למזון ומים והם מגודלים בתנאים ספציפיים ללא פתוגנים. החדר נשמר תחת טמפרטורה מבוקרת (22 ° C ± 2 ° C) ולחות (45%-65%). עכברים נחשפים לסביבה בהירה / כהה של 12 שעות במתקן לטיפול בבעלי חיים של בית הספר לרפואה טונג'י (ווהאן, סין) על פי ההנחיות שנקבעו על ידי מוסד זה. השתמש במכשירים מיקרוכירורגיים סטריליים ובציוד כירורגי. כפפות כירורגיות ומסכות נדרשות לאורך כל ההליך. תהליך העבודה הניסיוני מוצג באיור 1A.

1. הכנה טרום ניתוחית

1. השתמשו בשולחן ניתוחים מלבני (OT) עם כרית חימום שחוממה מראש (37°C) לאורך כל ההליך הכירורגי (איור 1B). יש לחטא את הלוח באור אולטרה סגול ו-70% אלכוהול לפני תחילת ההליך.
2. לשקול את כל העכברים במדויק כדי לחשב את המינון של תרופות הרדמה הדרושות. לאחר מכן, הרדימו את העכברים עם קטמין (80 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) באמצעות הזרקה תוך צפקית. ודא עומק הרדמה מתאים על ידי היעדר רפלקס נסיגה לצביטה בבוהן ורפלקסים מצמוץ.
3. הניחו את העכבר שכיבה על OT עם גזה מתחת לראש כדי למנוע התחממות יתר של העיניים. החל משחה אופתלמית על העיניים כדי למנוע מהם להתייבש.
4. מגלחים את הפרווה על החזה השמאלי עם סכין גילוח חשמלי. יש להשתמש בקרם להסרת פרווה על בית החזה המגולח מראש ולעסות באופן שווה עם צמר גפן סטרילי למשך ~1 דקות. נגבו את עודפי הפרווה הרופפת עם גזה.
5. השתמש povidone-יוד, ואחריו 70% אלכוהול כדי לנקות את האזור. מכסים את בית החזה בגזה.
6. השתמש בתפר 4-0 מתחת לשיניים החותכות העליונות וחבר אותו לנקודת העיגון (קרוב לקצה ה- OT מעל האף) כדי לשמור על הפה פתוח מעט ולהקל על הקנולציה.
7. משוך את הזנב כדי לשמור על גוף ישר, וחבר את הזנב ל- OT באמצעות סרט הדבקה. הדקו את ארבעת הגפיים והדקו אותן על נקודות העוגן האחרות. חשוב לציין, לא למתוח יתר על המידה את הגפיים הקדמיות; אחרת, עלולה להתרחש פגיעה נשימתית.
8. השתמש במלקחיים ומלקחיים מעוקלים כדי לפתוח את הלסת ולהרים את הלשון. השתמש מאיר כדי לדמיין בבירור את הגרון ואת glottis.
9. הכנס צינורית 22-G בעדינות עם מחט קהה וקטועה לתוך קנה הנשימה דרך הפה ~ 1-cm במורד הגרון. השתמש ביד אחת כדי להחזיק את הלשון, להזיז אותה מעט כלפי מעלה עם מלקחיים קהה, ובמקביל להשתמש ביד השנייה כדי להחדיר בעדינות את הצינור לתוך קנה הנשימה. היזהר לא להכניס את הצינור לתוך הוושט.
10. הסר את המחט בעדינות. בדוק את האינטובציה על ידי הכנסת הצינור למים להיווצרות בועות לפני החיבור למכונת ההנשמה.
11. חבר את הצינור האנדוטרכאלי למכונת הנשמה המוגדרת ל-120/min ונפח הגאות מותאם ל-250 μL.
    הערה: הגדרת מכונת ההנשמה מותאמת לפי משקל הגוף (באופן כללי, משקל גוף גבוה יותר דורש נפח גאות גבוה יותר).
12. יש לוודא אינטובציה על ידי בדיקת הרחבת חזה סימטרית דו צדדית. לאחר מכן, החיבור מקובע ל- OT עם סרט כדי למנוע את נפילת הצינור.
13. הניחו אלקטרודות אק"ג על הכפות וחברו אותן לרשמקול האק"ג. עקוב אחר אלקטרופיזיולוגיה של הלב לאורך כל ההליך.

2. Thoracotomy

1. הסר את הגזה על בית החזה. יש לחטא שוב עם 70% אלכוהול לאזורי החתך באמצעות שלושה מחזורי קרצוף. לאחר מכן, לכסות את העכבר עם וילון כירורגי סטרילי עם חור מעל שדה הניתוח כדי להפחית את הזיהום של אתר הניתוח.
2. בצע חתך עור אלכסוני (0.8-1.0 ס"מ) לאורך קו אמצע הרחם השמאלי עם אזמל סטרילי.
3. בצע דיסקציה קהה של רקמות תת עוריות כדי לחשוף את הצלעות שמתחת. היזהר לא לפגוע בכלי דם, צלעות וריאות. עצור את הדימום באמצעות אפליקטורים כותנה סטרילית.
4. לזהות ולבצע חתך של כ 6-8 מ"מ בחלל intercostal השלישי. לאחר מכן, לבצע דיסקציה קהה של רקמות בחלל בין החוף כדי לפתוח את חלל החזה. היזהר לא לפגוע בעורק החזה הפנימי.
5. השתמש במלקחיים כדי להקיף את החלל הבין-קוסטלי. הכניסו מסירים תוצרת בית מעוקרים מראש (איור 1C) לכלוב הצלעות ומשכו לאחור כדי לפזר את החתך לרוחב ~6 מ"מ. חבר את המשחזרים ל- OT באמצעות גומיות.
6. הסר את הרקמות שמסביב בזהירות כדי לחשוף את הלב במלואו. משוך את קרום הלב בעדינות עם מלקחיים מעוקלים מבלי לפגוע בלב. עכשיו נוף ברור של הלב זמין.

3. קשירת LAD

הערה: ה-LAD מופיע כקו אדום דק העובר בניצב מקרוב לקודקוד ומטה דרך החדר השמאלי. ה- LAD הוא בצבע אדום בהיר, אז היזהר לא לטעות בו לווריד. בדרך כלל, אתר הקשירה הוא ~ 1-2 מ"מ מתחת לאוריקל השמאלי. תנוחת קשירה זו תייצר כ-40%-50% מהאיסכמיה בחדר השמאלי. מיקום גבוה יותר ייצור אזור אוטם נרחב יותר. אתר דיסטלי יותר ייצור אזור אוטם קטן יותר.

1. השתמש במיקרוסקופ מנתח וכוון אור ממוקד ומתאים להדמיית LAD. לחץ בעדינות על האתר מתחת לתנוחת הקשירה שנבחרה כדי להגדיל את ה- LAD באופן זמני (≤5 שניות בכל פעם). בדוק מחדש את LAD בדרך זו.
2. השתמש במחט מחודדת (3/8, 2.5 x 5) כדי להעביר 8-0 ליגטורת משי מתחת ל-LAD תחת מיקרוסקופ מנתח. היזהר עם עומק המחט: לא עמוק מדי כדי להיכנס לחדר השמאלי ולא רדוד מדי כדי למנוע פגיעה LAD.
3. לקשור את הרצועה עם קשר כפול רופף. קוטר הלולאה הוא כ 2-3 מ"מ.
4. מניחים צינור PE-10 בקוטר 2-3 מ"מ בלולאה מקבילה לעורק.
5. הדקו את לולאת הרצועה בעדינות עד שהיא סביב העורק והצינורית. לאחר מכן, אבטח את הלולאה באמצעות slipknot. היזהר לא לפגוע בקיר שריר הלב עם לחץ הידוק מוגזם.
   הערה: קשירה אינה מתבצעת עבור קבוצת ניתוח דמה.
6. לאשר הפסקת זרימת הדם ב- LAD: שימו לב לצבע חיוור יותר בקיר הקדמי של ה- LV לאחר הקשירה. בנוסף, העלאת ST משמעותית תוך מספר פעימות לב מצביעה גם על חסימה¹⁶. אם נדרשת קשירה קבועה (למשל, MI), הסר את צינור PE-10 וקשר את ה- LAD ישירות עם קשר. חדש את ההליך הנותר כמתואר בשלב 4.3 להלן.
7. הסר את המסירים מהחתך. לאחר מכן, סגור את הפצע באופן זמני עם מהדק בולדוג. משך האיסכמיה הוא על פי תכנון הניסוי. ודא שהעכבר ממשיך להיות מחובר למכונת ההנשמה.

4. רפרפוזיה

1. כאשר תקופת האיסכמיה מסתיימת, להסיר את מהדק בולדוג ולהכניס את retractors שוב כדי לפתוח את החתך ולחשוף את הלב (במיוחד את אתר הקשירה).
2. התירו את החלקה והסירו את צינור PE-10. אשר את שיקום זרימת הדם בשלב זה על ידי התבוננות בשינוי הצבע בחזרה לוורוד-אדום תוך 20 שניות. במקביל, התבוננו היטב באק"ג: פירוק פוטנציאלי של ST-elevation מצביע גם הוא על רפרפוזיה.
3. עזבו את ה-8-0 ligature in situ עבור צביעת אוונס-כחול ו- TTC הבאים. במקרים אחרים, הסר את התפר בשלב זה.
4. מוציאים את החוזרים וסוגרים את החתך על ידי תפירת הצלעות השלישית והרביעית בתפר ניילון 4-0. היזהר לא לפגוע בריאה. דחפו החוצה את האוויר שעלול להילכד בחלל החזה על ידי לחיצה עדינה על החזה תוך כדי קשירת קשרי התפרים.
5. סגור את שכבות השריר עם תפרים רציפים. סגור את העור בתפר ניילון 4-0; תפרים רציפים ותפרים קטועים מקובלים.

5. טיפול לאחר הניתוח

1. התבונן בעכבר בזהירות עבור סימני התאוששות מהרדמה, למשל, תנועה של הזנב או שפם. לאחר מכן, העכבר בדרך כלל חוזר דפוס נשימה רגיל עם קצב נשימה של סביב 150 bpm. להוציא את העכבר על ידי הסרת הצינור לאט.
2. עקוב אחר העכבר למשך 3-5 דקות נוספות כדי לוודא שאין מצוקה נשימתית.
3. מתן 100 μL של buprenorphine (0.1 מ"ג / מ"ל, s.c.) לאחר העכבר מתחיל לנשום. במשך 24 השעות הבאות, לספק מנה נוספת כל 4-6 שעות. לספק איבופרופן כהקלה נוספת בכאב במי השתייה כתמיסה של 0.2 מ"ג / מ"ל במשך יומיים לפני ו -≤7 ימים לאחר הניתוח.
4. שמור על חום העכברים והפחת את הסיכון לתמותה באמצעות שמיכות בידוד תרמי מכיוון שעכברים נוטים להיפותרמיה לאחר ההרדמה.

6. אימות לאחר ההליך

1. בדיקת טרופונין-T
   1. אספו דגימות דם מהמקלעים הרטרואורביטליים ובודדו את הסרומים באמצעות צנטריפוגה (3,000 × גרם, 10 דקות, טמפרטורת החדר).
   2. לדלל 20 μL של סרום ל 100 μL עם תמיסת מלח עבור בדיקת troponin-T. אחסןאת שאר הדגימות ב -80 ° C.
   3. זהה את Troponin T (cTnT באמצעות ערכה מסחרית בהתאם להוראות היצרן.
2. אולטרסאונד לב
   הערה: אולטרסאונד לב משמש להערכת תפקוד הלב והפרעות בתנועת הקיר בשלבים שונים לפני ואחרי הניתוח על פי תכנון הניסוי^17,18. נמדדים פרמטרים שונים כגון עובי דופן החדר, נפח החדר, קוטר חלל החדר, מקטע פליטה ומקטע קיצור ציר קצר.
   1. מרדימים את העכברים עם קטמין (80 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) באמצעות הזרקה תוך צפקית.
   2. לגלח את החזה עם סכין גילוח חשמלי. יש להשתמש בקרם להסרת פרווה ולעסות באופן שווה. נגבו את עודפי הפרווה הרופפת עם גזה.
   3. הניחו את העכבר על ה-OT ואבטחו את ארבעת הגפיים בעזרת סרט הדבקה.
   4. מקם את בדיקת האולטרסאונד (30 MHz) על האזור הקדמי של הלב ב ~ 30° לחזה. הגשושית בהשקפה זו מיושרת עם הציר הארוך של הלב. הגדר את האולטרסאונד במצב B; ניתן לזהות בבירור את החדר השמאלי, אטריום שמאלי, המסתם המיטרלי ואבי העורקים העולה. השתמש בלכידת וידאו כדי להשיג נתונים לניתוח הבא.
   5. על ידי סיבוב המתמר ב-90 מעלות בכיוון השעון, קבל מבט על הציר הקצר של עצם החזה ברמת השרירים הפפילריים כדי לזהות בבירור את החדר השמאלי והימני. לאחר מכן השתמש ב- B-Mode וב- M-Mode כדי להעריך את תפקוד הלב ואת המורפומטריה.
   6. חשב את הקוטר הדיאסטולי של החדר השמאלי (Dd), הקוטר הסיסטולי הסופי (Ds) ועובי המחיצה הבין-חדרית על-ידי ציון המיקום המתאים בתמונות האולטרסאונד.
      הערה: ההתקן יחשב ידנית נפח דיאסטולי קצה חדר שמאלי (LVEDV) ונפח סיסטולי קצה (LVESV). כמו כן, המכונה תחשב את הערכים עבור קיצור שברים (FS) ושבר פליטה (EF) באמצעות נוסחאות FS = (Dd-Ds)/Dd × 100% ו- EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV ×- 100%. בחר חמישה מחזורי לב רצופים וקבל את הערכים הממוצעים שלהם.
3. מדידת גודל אוטם שריר הלב
   הערה: צביעת Evans-Blue/TTC משמשת למדידת גודל האוטם מכיוון שהיא יכולה להעריך את כדאיות הרקמה¹⁹. מומלץ להכתים תוך 72 שעות מרגע הרפרפוזיה מכיוון שהצלקת תתכווץ. שלב זה מבוצע לאחר המתת חסד החיה עם 200 מ"ג / ק"ג נתרן pentobarbital באמצעות הזרקה intraperitoneal.
   1. חשוף את הלב שוב לאחר ההליכים הקודמים משלבים 2.2-2.5. לאחר מכן, יש לקשר מחדש את ה-LAD באתר הראשוני שאומת על ידי התפר שהוזכר בשלב 4.3 בתום משך הרפרפוזיה הרצוי.
   2. לערבב את אבי העורקים ולאחר מכן לנקב את הלב עם 0.3 מ"ל של 1% אוונס כחול פתרון. שריר הלב של האזור הלא איסכמי מוכתם בכחול. לאחר זילוח, להסיר את הלב במהירות על ידי חיתוך אבי העורקים עם מספריים.
   3. לאחר מכן, שטפו את הלב בתמיסת KCl (30 mM) כדי לעצור את הלב מלפעום. יש לאחסן בטמפרטורה של -20°C למשך ≥4 שעות לאחר הסרת רקמת השומן שמסביב.
   4. חותכים את הלב בכיוון הרוחבי לחמש פרוסות עובי 1 מ"מ באמצעות אזמל חד. שוקלים את הפרוסות ואז דוגרים עליהן עם 2% TTC למשך 40 דקות ב-37°C.
      הערה: לאחר הדגירה, אזורי האוטם מסומנים כלבנים, בעוד שרקמות קיימא באזורים שאינם אוטם נשארות אדומות.
   5. קבעו את הפרוסות עם 4% פורמלדהיד למשך הלילה.
      הערה: פעולה זו תשפר את הניגודיות בין אזור האוטם לאזור שאינו אוטם. זה גם יכווץ את הפרוסות.
   6. צלמו את הפרוסות במצלמה דיגיטלית. לאחר מכן, חשב את האזור בסיכון (AAR), אזור אוטם ואזור לא איסכמי באמצעות תוכנת גרפיקה.
      הערה: לאחר צביעה כפולה של Evans-Blue/TTC, האזור הכחול הוא האזור ה"רגיל". האזורים הנותרים (כולל לבן ואדום) הם אזורי "סיכון איסכמיה": האזור הלבן הוא אזור אוטם שריר הלב (IA), והאזור האדום הוא האזור האיסכמי (אך לא אוטם). אם ניקח בחשבון את חוסר העקביות של גדלים של פרוסות לב, התוצאות מותאמות למשקל.
      
      להקצות:
      A1-A5 עבור אזור אוטם / אזור פרוסת הלב;
      B1-B5 עבור אזור שאינו אזור אוטם / אזור פרוסת הלב;
      W1-W5 למשקל פרוסת הלב.
      
      ולאחר מכן:
      משקל כולל של שריר הלב האוטם: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5;
      משקל כולל של שריר הלב שאינו אוטם: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4+ W5 × B5;
      משקל כולל של AAR = (W1 + W2 + W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5)
      
      סוף סוף:
      אזור איסכמיה שריר הלב מחושב כאחוז AAR בחדר השמאלי:
      
      אזור אוטם שריר הלב מחושב כאחוז IA ב- AAR:
      

תוצאות

תהליך העבודה הניסיוני מוצג באיור 1A. החוקר יכול לתזמן את צמתי הזמן בהתאם לתכנון הניסוי עם תחילת המחקר. משך קשירת LAD הוא בהתאם למטרת המחקר. עבור MI, המחקר יכול להתעלם משלב הרפרפוזיה. אולטרסאונד לב זמין בשלבים שונים של המחקר מכיוון שהוא אינו פולשני, בעוד צביעת אוונס-בלו / TTC יכולה...

Discussion

בשנים האחרונות, יצירת מודלים עבור MI ו- MIRI במחקר קליני ומדעי התפתחה במהירות^20,21. עם זאת, יש עדיין כמה שאלות, כגון מנגנוני הפעולה וכיצד לשפר MI / MIRI, כי יש לפתור. כאן מתואר פרוטוקול שונה להקמת מודל מורין של MI ו- MIRI. יש לשקול בזהירות מספר נקודות מפתח.

נק...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9 % sodium chloride solution	Kelun Industry Group,China		-
4% paraformaldehyde fixing solution	Servicebio,China	G1101	-
4-0 silk suture	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China	C412	-
8-0 suture	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China	H801	-
Buprenorphine	IsoReag,China	IR-11190	-
Camera	Canon,Japan	EOS 80D	-
Depilatory cream	Veet,French		-
Elecsys Troponin T hs STAT	Roche,Germany		-
Electrochemical luminescence immunoanalyzer	Roche,Germany	Elecsys 2010	-
Evans blue	Sigma,America	E2129	-
Eye scissors	Shanghai Medical Instruments,China	JC2303	-
Haemostatic forceps	Shanghai Medical Instruments,China	J31020	-
High frequency in vivo imaging systems	Visualsonics,Canada	Vevo2100	-
Ibuprofen	PerFeMiKer,China	CLS-12921	-
Intravenous catheter	Introcan,Germany	4254090B	-
Ketamine	Sigma-Aldrich,America	K2753	-
Medical alcohol	Huichang ,China		-
Microneedle holders	Shanghai Medical Instruments,China	WA2040	-
Microscopic shears	Shanghai Medical Instruments,China	WA1040	-
Microsurgical forceps	Shanghai Medical Instruments,China	WA3020	-
Mouse electrocardiograph	Techman,China	BL-420F	-
Needle holders	Shanghai Medical Instruments,China	JC3202	-
operating floor	Chico,China	ZK-HJPT	-
PE-10 tube	Huamei,China		-
Pentobarbital	Merck,America	1030001	-
Rodent Ventilator	Shanghai Alcott Biotech,China	ALC-V8S-P	-
Stereo microscope	Aomei Industry,China	SZM0745-STL3-T3	-
Surgical thermostatic heating pad	Globalebio, China	GE0-20W	-
Triphenyltetrazolium chloride	Servicebio,China	G1017	-
Xylazine	Huamaike Biochemicals and Life Science Research Prouducts,China	323004	-