JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

המחקר הנוכחי מדגים מודל בעל חיים בעל יכולת שחזור גבוהה של איסכמיה אזורית חריפה של שריר הלב ופגיעה ברפרפוזיה בארנבים באמצעות מיני בית חזה שמאלי למקרי הישרדות או עצם סטרנטומיה בקו האמצע למקרים שאינם הישרדותיים.

Abstract

הפרוטוקול כאן מספק מתודולוגיה פשוטה וניתנת לשכפול כדי לגרום לאיסכמיה אזורית חריפה באתרו של שריר הלב בארנב לניסויים שאינם הישרדותיים והישרדותיים. ארנב בוגר לבן מניו זילנד מורדם באטרופין, אצפרומזין, בוטורפנול ואיזופלורן. החיה מוחדרת ומונחת על אוורור מכני. קטטר תוך ורידי מוכנס לווריד האוזן השולי לעירוי תרופות. בעל החיים מקבל תרופות מקדימות עם הפרין, לידוקאין ותמיסת רינגר הנקה. כריתת התרדמה מבוצעת כדי להשיג גישה לקו העורקים לניטור לחץ דם. פרמטרים פיזיולוגיים ומכניים נבחרים מנוטרים ונרשמים על ידי ניתוח רציף בזמן אמת.

עם בעל החיים מורדם ומורדם לחלוטין, או חלל בין-קוסטלי רביעי קטן בית החזה השמאלי (הישרדות) או סטרנטומיה קו האמצע (לא הישרדות) מבוצעת. קרום הלב נפתח, והעורק היורד הקדמי השמאלי (LAD) נמצא.

תפר פוליפרופילן מועבר סביב הענף האלכסוני השני או השלישי של עורק LAD, ונימה פוליפרופילן מושחל דרך צינור ויניל קטן, ויוצר snare. החיה נתונה ל -30 דקות של איסכמיה אזורית, המושגת על ידי הסתרת LAD על ידי הידוק הסנר. איסכמיה שריר הלב מאושרת חזותית על ידי ציאנוזה אזורית של אפיקרדיום. בעקבות איסכמיה אזורית, הרצועה מתרופפת, והלב מורשה לנקר מחדש.

הן בניסויי הישרדות והן בניסויים שאינם הישרדותיים, ניתן להעריך את תפקוד שריר הלב באמצעות מדידת אקוקרדיוגרפיה (ECHO) של קיצור השבר. עבור מחקרים שאינם הישרדותיים, ניתן לרכוש ברציפות נתונים מסונומיקרומטריה שנאספו באמצעות שלוש בדיקות על-קוליות פיאזואלקטריות דיגיטליות שהושתלו באזור האיסכמי והלחץ המפותח בחדר השמאלי (LVDP) באמצעות צנתר חדר שמאל (LV) המוחדר באופן אפי להערכת תפקוד שריר הלב האזורי והעולמי, בהתאמה.

עבור מחקרי הישרדות, החתך סגור, thoracentesis מחט שמאל מבוצעת עבור פינוי אוויר pleural, ולאחר הניתוח שליטה בכאב מושגת.

Introduction

מחלות לב וכלי דם הן סיבת המוות המובילה בעולם ותורמות ליותר מ -18 מיליון מקרי מוות מדי שנה 1,2,3. אוטם שריר הלב חריף (MI) הוא מצב חירום רפואי נפוץ המתפתח כאשר קריש דם או חתיכת רובד טרשתי חוסם את זרימת הדם של עורק כלילי. זה גורם איסכמיה שריר הלב באזור כי העורק מחורר.

המחקר הנוכחי מתאר פרוטוקול המשתמש במתודולוגיה פשוטה ואמינה ליצירת איסכמיה אזורית חריפה באתרה במודל ארנב לניסויים שאינם הישרדותיים והישרדותיים. המטרה הראשונית של שיטה זו הייתה להעריך את ההשפעות של השתלת מיטוכונדריה על ויסות נמק שריר הלב והגברת תפקוד הלב הפוסט-איסכמי לאחר אירוע איסכמי. מחקרים קודמים הדגימו התרחשות של שינויים במיטוכונדריה וירידה מהירה ברמות פוספט באנרגיה גבוהה בעקבות הופעת איסכמיה וירידה באספקת החמצן, וכתוצאה מכך ירידה דרסטית במאגרי האנרגיה הלבבית4. חוקרים ניסו לשפר את התפקוד הפוסט-איסכמי ולהפחית נמק של רקמת שריר הלב באמצעות התערבויות פרמקולוגיות ו / או טכניקות פרוצדורליות, אך טכניקות אלה מספקות הגנה מוגבלת על הלב ויש להן השפעה מינימלית על נזק מיטוכונדריאלי ותפקוד לקוי 5,6,7. הצוות שלנו ואחרים הראו בעבר כי נזק מיטוכונדריאלי מתרחש בעיקר במהלך איסכמיה וכי ניתן לשפר את התאוששות ההתכווצות ולהקטין את גודל אוטם שריר הלב עם שימור תפקוד הנשימה המיטוכונדריאלית במהלך זילוח 8,9,10. לפיכך, שיערנו כי השתלת מיטוכונדריה מרקמות שאינן מושפעות מאיסכמיה לאזור האיסכמיה לפני הזילוח תספק גישה חלופית להפחתת נמק שריר הלב ולשיפור תפקוד שריר הלב. במאמר זה אנו מפרטים את הפרוטוקול ששימש לבדיקת תיאוריה זו ואת התוצאות המייצגות שהתקבלו מניתוח המחקר הראשוני שלנו.

יתר על כן, מספר חוקרים התמקדו בנושאים אחרים המהווים חלק בלתי נפרד מהגדרת ההשפעה של פגיעה באיסכמיה של שריר הלב ובקביעת התערבויות טיפוליות מתאימות. תחום מחקר אחד כזה הוא זה של התניה מוקדמת. התניה מוקדמת איסכמית של שריר הלב היא מנגנון הגנה על הלב המופעל על ידי לחץ איסכמי קצר המביא לירידה בשיעור נמק תאי הלב במהלך פרקים עוקבים של איסכמיה ממושכת. מנגנונים אלה יכולים להיות מופעלים על ידי היפוקסיה או חסימה כלילית. מנדל ועמיתיו הדגימו כי התניה מוקדמת היפוקסית-היפראוקסית סייעה לשמור על איזון המטבוליטים של תחמוצת החנקן, הפחיתה את ייצור היתר של אנדותלין-1 ותמכה בהגנה על איברים11. יתר על כן, נחקר הרעיון של התניה מוקדמת איסכמית מרחוק, תופעה לפיה התניה מוקדמת של איבר יחיד מספקת הגנה מערכתית. עלי ועמיתיו מצאו כי בחולים שעברו תיקון אלקטיבי של מפרצת אבי העורקים הפתוח בבטן, התניה מוקדמת מרחוק, המבוצעת על ידי הידוק צולב לסירוגין של העורק האיליאק המשותף כדי לשמש כגירוי, הפחיתה את השכיחות של פגיעה בשריר הלב לאחר הניתוח, אוטם שריר הלב ופגיעה כלייתית12.

מודלים של ארנבים מציעים יתרונות פוטנציאליים על פני מודלים עם מינים אחרים ושימשו במספר תרחישים שונים במשך עשרות שנים, כולל השראת הפרעות קצב, מודלים איסכמיים גלובליים ואזוריים, ומחקר התכווצות לב, בין היתר13,14,15. למרות שלב הארנב קטן יותר מזה של כלב או חזיר, הוא גדול מספיק כדי לבצע בקלות הליכים כירורגיים בעלות נמוכה בהרבה13. לב הארנב משמש לעתים קרובות מכיוון שהוא מקביל מאוד ללב האנושי; ואכן, יש לו קצב חילוף חומרים דומה, מבטא שרשרת כבדה של β-מיוזין, וחסר קסנטין אוקסידאז משמעותי בשריר הלב16. הטכניקה המתוארת כאן לגרימת איסכמיה אזורית של שריר הלב היא פשוטה, חוזרת על עצמה וחסכונית. שיטה זו מאפשרת הן מקרי הישרדות והן מקרי הישרדות, שכן רק איסכמיה אזורית נגרמת ולא איסכמיה גלובלית, והחומרים הדרושים אינם מיוחדים. ניתן להשתמש בשתי גישות כירורגיות שונות (כלומר, סטרנוטומיה ומיני תורקוטומיה), ובכך לספק לפרוטוקול המפעיל והניסוי חופש רב יותר מבחינת תכנון המחקר. בנוסף, ההליך אינו מחייב שימוש במעקף לב-ריאה. בהקשר זה, גישות זעיר פולשניות להשתלת מעקפים של עורקים כליליים הפכו לחלופות בעלות ערך עבור חולים הזקוקים ל- multi-vessel revascularizaiton17,18. מודל זה יכול לשמש לחקר ההבדלים בין גישות אלה ולספק כלי למידה מבוסס בעלי חיים למתמחים כירורגיים. בנוסף, ביצוע צנתור לב באמצעות מודל זה עשוי להיות שימושי למחקר פיזיולוגי ו / או הכשרה כירורגית.

המודל שלנו מספק מתודולוגיה ליישומים שבהם יש חשיבות לגרימת איסכמיה אזורית של שריר הלב ולאחר מכן למדידת גודל האוטם, תפקוד שריר הלב ושינויים תאיים. בעזרת פרוטוקול זה, הצלחנו להעריך מספר סמנים של תפקוד תאי והסתגלות לאיסכמיה ואת ההתערבות הטיפולית המוצעת (כלומר, השתלת מיטוכונדריה) על ידי בחינת הפנמת אברונים, צריכת חמצן, סינתזת פוספט באנרגיה גבוהה והשראת מתווכי ציטוקינים ומסלולים פרוטאומיים. תוצאות אלה חשובות לשימור אנרגטיקת שריר הלב, יכולת הקיום של התאים ותפקוד הלב ומאפשרות הערכה אובייקטיבית של טכניקות הגנה על הלב לאחר פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה. מודל זה יכול לשמש לחקר מסלולים ביולוגיים דומים וחלופות בתחום הפתולוגיה וההתאוששות של שריר הלב הפוסט-איסכמי.

מטרת פרוטוקול זה היא לספק מתודולוגיה הניתנת לשחזור כדי לגרום לאיסכמיה אזורית חריפה באתרה של שריר הלב בארנב לניסויים שאינם הישרדותיים והישרדותיים. מודל זה מספק מתודולוגיה עם הישרדות גבוהה, תמותה תוך ניתוחית נמוכה ותחלואה מינימלית19. מודלים אחרים לאיסכמיה חריפה של שריר הלב תוארו באמצעות חומרים בעלי תווית רדיו, חומרי ניגוד, דימות תהודה מגנטית או הדמיות מחשב20,21,22. הפרוטוקול שלנו מספק מתודולוגיה אמינה ופשוטה, חסכונית, ניתנת לשחזור באופן עקבי ובעלת ביקוש טכני נמוך, ולכן יכולה להתבצע על ידי חוקרים ללא מומחיות כירורגית. פרוטוקול זה מתאים לפרויקט הישרדות באמצעות מיני חזה שמאלי או מודל שאינו הישרדותי באמצעות סטרנוטומיה בקו האמצע.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

חקירה זו נערכה בהתאם להנחיות המכונים הלאומיים לבריאות בנושא טיפול ושימוש בבעלי חיים ואושרה על ידי הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של בית החולים לילדים בבוסטון (פרוטוקול 20-08-4247R). כל בעלי החיים קיבלו טיפול הומני בהתאם למדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה.

1. מיני בעלי חיים, חומרי הרדמה ומשככי כאבים

  1. מיני בעלי חיים: השתמשו בארנבים לבנים מניו זילנד (זן פראי; מין נקבי; בוגרים מינית בני 15-20 שבועות; משקל גוף של 3-4 ק"ג) למחקרים ניסיוניים.
  2. חומרי הרדמה ומשככי כאבים:
    1. השתמש באטרופין במינון של 0.01 מ"ג/ק"ג תוך שרירי (IM)
    2. השתמש acepromazine במינון של 0.5 מ"ג / ק"ג IM עבור הרגעה ראשונית ו 0.5 מ"ג / ק"ג תוך ורידי (IV) עבור הרדמה מלאה.
    3. השתמש butorphanol במינון של 0.5 מ"ג / ק"ג IM.
    4. יש להשתמש באיזופלורן באמצעות מסכת פנים מדויקת עם מערכת אידוי ב-3% לזירוז, לאחר מכן אינטובציה ב-1%-2%, חמצן (O2) ב-100% ב-2 ליטר/דקה, והרדמה כללית ב-1% לתחזוקה.
    5. השתמש medetomidine במינון של 0.25 מ"ג / ק"ג IM.
    6. יש להשתמש בקטמין במינון של 10 מ"ג/ק"ג בעירוי.
    7. השתמש בלוק intercostal bupivacaine באתר thoracotomy במינון שאינו עולה על 3 מ"ג / ק"ג IM.
    8. יש להשתמש בלידוקאין 1% במינון של 1-1.5 מ"ל/ק"ג IV.
    9. יש להשתמש במדבקת פנטניל טרנסדרמיס 1-4 מק"ג/ק"ג למשך 72 שעות.

2. צעדים פרוצדורליים (איור 1)

  1. להרגיע ארנבים בוגרים לבנים מניו זילנד עם הזרקת IM משולבת אחת של אטרופין, אצפרומזין ובוטורפנול. השרו את בעל החיים עם איזופלורן 3% באמצעות מסכת פנים מדויקת עם מערכת אידוי.
  2. הכנה לפני אינטובציה אנדוטרכאלית עיוורת (כלומר, ללא הדמיה של הגלוטיס)
    1. לרסס את הגרון עם 1% לידוקאין כדי למנוע laryngospasm.
    2. מדדו מראש את אורך הצינור האנדוטרכאלי (ETT) בצד החיצוני של הארנב מהשיניים ועד לקרינה החזויה, והניחו את הארנב בתנוחת שכיבה עצם החזה עם צוואר מורחב.
  3. יש לבצע אינטובציה לבעל החיים עם גודל ילדים אזוק (קוטר פנימי 3-0 או 3-5), ETT תחת הרדמה רציפה בשאיפה ב-1%-2% ו-O 2 ב-100%ב-2 ליטר/דקה.
    1. הכנס את ETT לפה, וכוון אותו מעבר לטורוס לתוך הלוע.
    2. הקדמו את ה-ETT עד שקצה הצינור יבוא במגע עם הגלוטיס או עד שקולות הנשימה יאבדו, מה שמעיד על כך שקצה הצינור עבר דרך פתח הגלוטיקה.
    3. משכו מעט את הצינור עד שקולות הנשימה יוחזרו, ואז תתקדמו שוב, ואבטחו את הצינור במקומו.
  4. אווררו את בעל החיים בתמיכה מכנית (נפח גאות ושפל: 10 מ"ל/ק"ג, שבריר השראה O 2: 40%, קצב נשימה: 30-40 נשימות לדקה, לחץ חיובי בסוף ההפסקה: 5-10 ס"מ ג'2O).
    1. התאם את FiO2 כפי שנסבל כדי להשיג רוויה O2 גדול מ 92% כפי שנמדד על ידי אוקסימטריה הדופק כדי למנוע hyperoxia, אשר יכול לעורר תגובה דלקתית מערכתית.
  5. ודא את המיקום הנכון של ETT על ידי בדיקה גופנית (כלומר, auscultation), סימנים קליניים (כלומר, תצפית של עיבוי בקצה הצינור האנדוטרכאלי), ועם מדדים אובייקטיביים (כלומר, פחמן דו חמצני בסוף הגאות).
  6. לאחר כ -10 דקות, לספק הזרקת IM של medetomidine לארנב כדי לספק בו זמנית הרדמה ואפקטים משככי כאבים.
  7. לשמור על הרדמה כללית עם 1% isoflurane למשך ההליך הכירורגי.
  8. הכנס קטטר 22 G IV לווריד האוזן השולי וחבר אותו באמצעות סרט דבק כדי לקבל גישה ל- IV היקפי.
    הערה: וריד הירך יכול לשמש כאתר חלופי של גישה ורידית.
    1. להרדים לחלוטין את החיה עם acepromazine IV ו ketamine IV.
    2. לפני החתך, יש להזריק 1,000 U/mL הפרין במינון של 3 מ"ג/ק"ג IV.
      1. יש לתת 1,000 U/mL הפרין במינון של 3 מ"ג/ק"ג בתחילה, ומינון חוזר מדי שעה עד סוף הניסוי כדי לשמור על זמן קרישה פעיל של >400 שניות, בהתאם לפרוטוקול הכירורגי הנוכחי.
    3. יש לתת לידוקאין IV 1% ו/או דפיברילציה א-מסונכרנת אפיקרדיאלית לפי הצורך אם מתרחש פרפור חדרים במהלך הניתוח. פרפור חדרים בדרך כלל מפסיק עם מנה אחת או שתיים של לידוקאין.
    4. תמיסת לקטט רינגר מחוררת ברציפות במהירות של 10 מ"ל/ק"ג/שעה.
      הערה: בהתחשב בכמות הקטנה של נוזלים שניתנו וזמני הניתוח הקצרים, בעלי החיים במחקרי הישרדות בעבודה זו לא נזקקו להשתנה לפני אקסטובציה או במהלך תקופת ההחלמה. אם בעל החיים מפתח החמרה במצב הריאתי (כלומר, הגדלת הגדרות ההנשמה, עדות לבצקת ריאות בהדבקה וכו'), מומלץ לבצע בדיקת שתן.
  9. בצע חיתוך התרדמה, ומקם קו עורקי צרפתי 4 או 5 כדי להקל על ניטור תוך ניתוחי של לחץ הדם העורקי (BP).
    הערה: עורק הירך יכול לשמש כאתר חלופי של גישה עורקית.
  10. נטר ותעד את כל המשתנים הפיזיולוגיים והמכניים על ידי ניתוח רציף בזמן אמת.
    1. עקוב אחר BP העורקי עם קו עורקי התרדמה, ורשום את רוויית O2 באמצעות אוקסימטריה של דופק באמצעות חיישן הממוקם על כף מגולחת.
    2. צג עם אלקטרוקרדיוגרמה (ECG) עם שלושה מוליכי גפיים: I, II ו- III, ושלושה מוליכים מוגברים מחושבים: aVL, aVR ו- aVF.
      1. רשום את עקבות האק"ג בקו הבסיס הטרום איסכמי, במהלך איסכמיה, במהלך רפרפוזיה, ובאופן סדרתי במהלך ימים 7-28 של התאוששות (אם ביצוע מחקר הישרדות).
    3. נטר את רמת ההרגעה על ידי ניטור רציף של BP וקצב הלב (HR).
    4. עקוב אחר הטמפרטורה באמצעות בדיקה רקטלית.
    5. השתמש ב- ECHO דו-ממדי מהמבט הפארסטרנלי והאפיקלי השמאלי כדי להעריך את תפקוד שריר הלב בנקודות הזמן הרצויות הן במקרים של הישרדות והן במקרים שאינם הישרדותיים.
      1. הערך את תפקוד שריר הלב באמצעות קיצור שברים (FS) על ידי מדידת המרחק הדיאסטולי בקצה החדר השמאלי (LVEDD) והמרחק הסיסטולי בקצה החדר השמאלי (LVESD) ובאמצעות הנוסחה הבאה:
        FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100
  11. במהלך הניתוח, הניחו את בעל החיים על שמיכת מים חמים במחזור כדי לשמור על טמפרטורת גוף יציבה.
  12. הכינו ועטפו את בעל החיים בצורה סטרילית:
    1. יש לגלח את אתר הניתוח, ולהכין עם בטאדין ו-70% איזופרופיל אלכוהול, כל אחד מיושם במשולש. יבשו את האזור בטפיחות קלות עם רפידות גזה סטריליות, ועטפו את כל החיה במגבות סטריליות.
  13. מיני חזה שמאלי (מחקרי הישרדות)
    1. בצע בלוק intercostal באתר thoracotomy קבוע מראש עם bupivacaine IM.
    2. יש לתת לידוקאין IV 1% דרך הווריד האאוריקולרי לפני החתך.
    3. בצע מיני חזה שמאלי דרך החלל intercostal הרביעי לאורך החלק העליון של הצלע החמישית כדי למנוע את צרור neuromuscular, אשר ממוקם במקביל מתחת לפני השטח של כל צלע.
      1. בצע thoracotomy anterolateral עבור הדמיה הטובה ביותר של פני השטח anterolateral של הלב (כלומר, המיקום האנטומי של ענפים אלכסוניים LAD).
      2. מקמו את הארנב כשצד שמאל מורם בכ-30 מעלות בעזרת כרית או שקית שעועית.
      3. הדקו את רגלו האיפסילטרלית של הארנב מעל ראשו כדי לפנות מקום הן לשדה הניתוח והן בין חללי הצלעות.
      4. מישוש ושרטט את ציוני הדרך הגרמיים, כולל הצלעות, עצם החזה ועצם השכמה, בעזרת עט סימון מורגש. חתך את העור מעל הצלע החמישית באמצעות להב #10. יש לוודא שהחתך נשאר מקביל לצלע.
      5. השתמש electrocautery לחלק את שריר pectoralis הראשי ואת שריר serratus הקדמי. חלקו את השרירים הבין-חופיים ממש מעל הצלע החמישית עם אלקטרוקאוטריה כדי לשמר את הצרור הנוירו-וסקולרי.
      6. בזהירות להיכנס לחלל pleural דרך החלל intercostal הרביעי עם דיסקציה חדה או בוטה. יש להרחיב את החתך הפלאורלי הראשוני במקביל לצלע לשני הכיוונים בדיסקציה חדה או קהה עד להחדרת מפזר צלעות או מחזיר עצם החזה.
    4. הניחו מפזר צלעות או מסיר עצם החזה בתוך חלל הצלעות, והרחיבו כדי לספק הדמיה נאותה של הלב ושל שק קרום הלב. הרימו את קרום הלב בעזרת מלקחיים של דבייקי, ופתחו את קרום הלב בעזרת מספריים של מצנבאום.
    5. בידוד עורק LAD
      1. הקיפו את הענף האלכסוני השני או השלישי של עורק LAD בתפר פוליפרופילן (3-0) על מחט מחודדת. הסר את המחט, והשחיל את שני הקצוות של חוט הפוליפרופילן דרך צינור ויניל קטן כדי ליצור snare.
      2. הניחו התחייבות בין הסנר לעורק הכלילי כדי למנוע פגיעה בעורקים הכליליים ו/או גרימת וזוספאזם עם קשירה.
        1. בעזרת מלקחיים של DeBakey, הרימו לבד PTFE מלבני (בערך 7 מ"מ x 3 מ"מ). מניחים את ההתחייבות בין שני חוטי הפוליפרופילן כך שהיא דבוקה בין עורק LAD המבודד לבין צינור הוויניל כאשר החוטם מהודק.
  14. סטרנטומיה בקו האמצע (מחקרים שאינם הישרדותיים)
    הערה: גישת הסטרנוטומיה של קו האמצע אידיאלית למקרים שאינם הישרדותיים, עבורם ניתן להשתמש בניטור פולשני יותר עם LVDP וסונומיקרומטריה.
    1. בצע עצם החזה בקו האמצע באמצעות מספריים מעוקלים של מאיו. מניחים מסיר עצם החזה, ומרחיבים אותו כדי לספק הדמיה נאותה של הלב ושל שק קרום הלב.
    2. הרימו את קרום הלב בעזרת מלקחיים של דבייקי, ופתחו את קרום הלב בעזרת מספריים של מצנבאום.
    3. הצבת שלושת גבישי הסונומיקרומטריה הפיזואלקטריים:
      1. בצע שלושה חתכים קטנים של 1 מ"מ על אפיקרדיום של LV, ויוצרים את פינות המשולש. מניחים את גבישי הסונומיקרומטריה הפיזואלקטריים בתוך חתכי האפיקרדיום.
      2. הדקו את החוטים למשטח הלב באמצעות תפר U מפוליפרופילן 5-0. בעת הקלטה באמצעות סונומיקרומטריה, השהה את האוורור המכני כדי לאפשר הקלטה מדויקת על פני שתיים עד שלוש פעימות לב.
        הערה: אם פרפור הלב, לידוקאין 1% אינו יעיל, ויש צורך בדפיברילציה אפיקרדיאלית, כבה את הסונומיקרומטר ונתק אותו ממערכת איסוף הנתונים כדי להגן על שניהם מפני קלט חשמלי.
    4. בידוד עורק LAD:
      1. הקיפו את הענף האלכסוני השני או השלישי של עורק LAD בתפר פוליפרופילן (3-0) על מחט מחודדת.
      2. הסר את המחט, והשחיל את שני הקצוות של חוט הפוליפרופילן דרך צינור ויניל קטן כדי ליצור snare.
      3. יש להניח התחייבות בין הסנר לעורק הכלילי כדי למנוע פגיעה בעורק הכלילי ו/או גרימת וזוספאזם עם קשירה.
      4. בעזרת מלקחיים של DeBakey, הרימו לבד PTFE מלבני (בערך 7 מ"מ x 3 מ"מ). מניחים את ההתחייבות בין שני חוטי הפוליפרופילן כך שהיא דבוקה בין עורק LAD המבודד לבין צינור הוויניל כאשר החוטם מהודק.
    5. מדידת ה-LVDP:
      1. מניחים תפר U מפוליפרופילן 5-0 בקודקוד ה-LV. יש לבצע חתך קטן בקוטר 1 מ"מ עם להב 11 לתוך קודקוד ה-LV.
      2. הכנס קטטר בלון צרפתי 3 לתוך לומן LV. הצמידו את הצנתר ל-LV על ידי קשירתו לתפר U-תפר 5-0 מפוליפרופילן.
      3. חבר את הצנתר למתמר המחובר לצג כדי להקליט את ה- LVDP. הקלט את ה- LVDP באמצעות מערכת רכישת הנתונים (המתוארת להלן). אפס את הצנתר כדי לרשום את המשתנים ההמודינמיים על ידי פתיחת הסטופקוק התלת-כיווני לאוויר ואפס על הצג.
    6. מערכת איסוף נתונים
      1. הפעל את מערכת איסוף הנתונים (ראה טבלת חומרים) במחשב/מחשב נייד הנמצא בשימוש. חבר את החוט מהצג למחשב/מחשב נייד.
      2. בחר ערוץ 1 במערכת איסוף הנתונים, וקרא לו LVDP. אפס את המתמר באמצעות הצג.
        הערה: אם אתה מחבר את BP ומשאבי אנוש למערכת רכישת הנתונים, בצע את אותו תהליך: חבר את החוט למחשב הנייד, בחר ערוץ ואפס אם מודדים את BP.
  15. חסום את העורק הכלילי על ידי הידוק הסנר על ידי לחיצה על צינור הוויניל תוך משיכה למעלה על חוטי תפר הפוליפרופילן. שמור על ההידוק הרצוי עם מהדק יתושים על ידי הידוק ישיר של הצינור וקיבוע אותו למקומו.
  16. לאשר איסכמיה שריר הלב חזותית על ידי ציאנוזה אזורית של אפיקרדיום. איסכמיה אזורית יכולה להיות מאושרת גם על ECG עם נוכחות של קטע ST ושינויים גל T.
  17. לאחר אישור חזותי, יש לגרום לאיסכמיה אזורית למשך 30 דקות תחת הרדמה.
    1. ב 0 דקות, 10 דקות, 20 דקות, ו 30 דקות במהלך איסכמיה אזורית, להעריך את FS על ידי 2D ECHO עבור שני מקרים הישרדות ולא הישרדות.
    2. להעריך את LVDP ו sonomicrometry ברציפות במהלך הזמן טרום איסכמיה, זמן איסכמיה שריר הלב, וזמן פוסט-איסכמי עבור מקרים שאינם הישרדות.
    3. במידת הצורך, יש לתחום את האזור בסיכון על ידי קשירת העורק שוב עם תפר תפר הפוליפרופילן שנותר במקומו. מהדקים את אבי העורקים, ומזריקים פיגמנט כחול מונסטרלי 98% (מדולל 1:5 ב-PBS) דרך אבי העורקים באמצעות מחט קרדיופלגיה. האזורים המחוררים של שריר הלב יכתימו בכחול, והאזור בסיכון יישאר ללא כתמים.
    4. נטר והקלט ברציפות את רוויית HR, BP ו- O2 .
    5. לאפשר לחיה להתאושש במשך 2 שעות (לא הישרדות) או 28 ימים (הישרדות).
      הערה: ניתן להשתמש באק"ג כדי לאשר רפרפוזיה. למרות שלא נראה בניסוי שנערך במחקר זה, היפוקלמיה יכולה להתרחש לעתים קרובות במהלך זילוח וניתן לתקן אותה עם בקרת אשלגן או עירוי מתאים.
  18. סיום ההליך
    1. מקרי הישרדות
      1. במקרים הישרדותיים, חותכים את חוט הפוליפרופילן 3-0 המשמש לסנר, קושרים באופן רופף את הקצוות זה לזה, ומשאירים אותו במקומו. זהה את האזור בסיכון ואת אזור האוטם על ידי חוט פוליפרופילן 3-0.
      2. לאחר השלמת ההליך, סגור את החתך בשלוש שכבות.
        1. סגור את השכבה הראשונה על ידי קשירת שני תפרים 2-0 פוליגלקטין 910 דמות של שמונה סביב הצלעות.
        2. סוגרים את השכבות השריריות והתת עוריות בתפר פולידיוקסאנון 3-0 בצורת ריצה.
        3. סגור את העור בצורה תת עורית באמצעות תפר מונופילמנט 5-0. השתמש בתפר ריצה קבור כדי למזער את הגירוי שחש בעל החיים.
      3. לפנות את האוויר pleural על ידי ביצוע מחט thoracentesis.
      4. החל תיקון transdermal פנטניל במשך 72 שעות כדי להקל על ניהול הכאב לאחר הניתוח.
      5. בצע אקוקרדיוגרפיה transthoracic בנקודות זמן של שבוע ושבועיים לאחר הניתוח כדי להעריך את המגמות ב- FS.
      6. לאחר תקופת ההחלמה שנקבעה מראש, יש להרדים, לבצע אינטובציה ולהרדים את בעל החיים כאמור לעיל. בצע סטרנוטומיה חציונית. לחשוף ולפתוח את השק קרום הלב. הרדימו את הארנב בהרדמה עמוקה על ידי הסרת הלב בגוש, ואפשרו לבעל החיים לפוג על ידי הרדמה.
    2. מקרים שאינם הישרדותיים
      1. לאחר הניסוי ולאחר הרדמה עמוקה מובטחת, לחשוף לחלוטין את הלב, ולהסיר אותו בלוק לניתוח ביוכימי ורקמות. החיה פגה על ידי exsanguination.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

בעקבות הפרוטוקול (איור 1), איסכמיה של שריר הלב אושרה מיד על-ידי הדמיה ישירה של ציאנוזה של אפיקרדיום.

אק"ג סטנדרטי (שלושה מוליכי גפיים: I, II ו-III, ושלושה מוליכים מוגברים מחושבים: aVL, aVR ו-aVF) תועדו ברציפות לפני איסכמיה, במהלך איסכמיה וברפרפוזיה (איור 2...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

הפרוטוקול שלנו מדגים מתודולוגיה אמינה לביצוע איסכמיה אזורית חריפה של שריר הלב בארנב. גישת מיני חזה שמאל אידיאלית למקרי הישרדות, שעבורם יש למזער את החתך ואת הכאב הנלווה. חשוב לציין, טיפול משתן לא היה הכרחי לפני אקסטובציה, ולא הייתה תמותה תוך ניתוחית בקבוצת הלא הישרדות או 4 שבועות לאחר הניתו?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

לא מוצהרים ניגודי עניינים, כספיים או אחרים, על ידי המחברים.

Acknowledgements

המחקר המקורי שבו נעשה שימוש בפרוטוקול זה נתמך על ידי מענקי המכון הלאומי ללב, ריאות ודם HL-103642 ו- HL-088206

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
#10 bladeBard Parker371210
#11 bladeFisher ScientificB3L
22 G PIV needleBD Insyte381423
AcepromazineVETONENDC 13985-587-500.5 mg/kg IM and IV
Aline pressure bagInfu-Stat2139
AngiocathBecton Dickinson382512
Arterial CatheterTeleflexMC-004912
AtropineHikma PharmaceuticalsNDC 0641-6006-01 0.01 mg/kg IM
Betadine and 70% isopropyl alcoholMcKessonNDC 68599-2302-6
Blood gas machineSiemensMRK0025
BovieValleylabE6008
Bulldog clampsWorld Precision Instruments14119
BupivacaineAuromedicsNDC 55150-249-50 3 mg/kg IM
ButorphanolRoxaneNDC 2054-3090-360.5 mg/kg IM
Clear acetate sheetOxford InstrumentsID 51-1625-0213
ClipersAndisAGC2
DeBakey forcepsIntegraP6280
Echocardiography machinePhilipsIE33 F1
Electrocardiography machineMeditechMD908B
Endotracheal tubeMedline#922774
FentanylWest-WardNDC 0641-6030-011–4 µg/kg transdermal patch
Formaldehyde solution 10%Epredia94001
Glass plates United ScientificB01MUHX6MR
Heparin SodiumSagentNDC 69-0058-021000U in 1 mL 3 mg/kg
Hot water blanket3M55577
IsofluranePenn Veterinary Supply, INCNDC 50989-606-151%–3%
KetamineDechraNDC 42023-138-1010 mg/kg IV
Lab Chart 7 Acquisition SoftwareAdinstruments
Lactated Ringer's solutionICUmedicalNDC 0990-7953-0910 mL/kg/h
LaryngoscopeWelch Allyn68044
Left ventricule lumen catheter 3FrMcKesson385764-EA
Lidocaine (1%)Pfizer4276-011–1.5 mL/kg IV
LVDP transducerEdwardPDP-ED
Marking penViscot1451SR-100 Unsterile
Mayo scissorsMayoS7-1098
MedetomidineEntireoly Pets PharmacyNDC 015914-005-010.25 mg/kg IM
Metzenbaum scissorsCole-ParmerUX-10821-05
Monastra. Blue pigment 98%ChemsaversMBTR1100G
Monocryl 5-0EthiconY463G
Mosquito clampShioda802N
PDS 3-0Ethicon42312201
Piezoelectric sonomicrometry crystalsSonometricsSmall 2mm round
PlegetsDeRoyal32-363
Povuine Iodine Prep SolutionsMedlineMDS093940
Precision vaporized system face maskYuwellB07PNH69BF
Prolene 3-0Ethicon8665G
Proline 5-0Ethicon8661G
Pulse oximetry probeMasimo9216-U
Rib spreaderMedlineMDS5621025
S12 Pediatric Sector ProbePhillips21380A
SonomicrometerSonometricsBZ10123724
Sterile gauzeMedline3.00802E+13
Sterile towelsMcKessonMON 277860EA
Sternal retractorMedlineMDS5610321
Sutures for closureJ&J Dental8698G
Telemetriy monitorMeditechMD908B
Temperature probeOmegaKHSS-116G-RSC-12
Triphenyl tetrazolium chloride (1%)MilliporeMFCD00011963
VentilatorMedGroupMSLGA 11
Vicryl 2-0EthiconV635H
Vinyl tubingABEDISW 3001

References

  1. Selvin, E., Erlinger, T. P. Prevalence of and risk factors for peripheral arterial disease in the United States: Results from the National Health and Nutrition Examination Survey, 1999-2000. Circulation. 110 (6), 738-743 (2004).
  2. Bolli, R., et al. Myocardial protection at a crossroads: The need for translation into clinical therapy. Circulation Research. 95 (2), 125-134 (2004).
  3. Cohn, J. N., et al. Report of the National Heart, Lung, and Blood Institute Special Emphasis Panel on Heart Failure Research. Circulation. 95 (4), 766-770 (1997).
  4. Rousou, A. J., Ericsson, M., Federman, M., Levitsky, S., McCully, J. D. Opening of mitochondrial KATP channels enhances cardioprotection through the modulation of mitochondrial matrix volume, calcium accumulation, and respiration. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 287 (5), H1967-H1976 (2004).
  5. Rao, V., et al. Insulin cardioplegia for elective coronary bypass surgery. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 119 (6), 1176-1184 (2000).
  6. Vinten-Johansen, J., Zhao, Z. Q., Jiang, R., Zatta, A. J. Myocardial protection in reperfusion with postconditioning. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 3 (6), 1035-1045 (2005).
  7. Wakiyama, H., et al. Selective opening of mitochondrial ATP-sensitive potassium channels during surgically induced myocardial ischemia decreases necrosis and apoptosis. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 21 (3), 424-433 (2002).
  8. Chen, Q., Moghaddas, S., Hoppel, C. L., Lesnefsky, E. J. Reversible blockade of electron transport during ischemia protects mitochondria and decreases myocardial injury following reperfusion. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 319 (3), 1405-1412 (2006).
  9. Lesnefsky, E. J., et al. rather than reperfusion, inhibits respiration through cytochrome oxidase in the isolated, perfused rabbit heart: Role of cardiolipin. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 287 (1), H258-H267 (2004).
  10. McCully, J. D., Rousou, A. J., Parker, R. A., Levitsky, S. Age- and gender-related differences in mitochondrial oxygen consumption and calcium with cardioplegia and diazoxide. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (3), 1102-1109 (2007).
  11. Mandel, I. A., et al. Influence of hypoxic and hyperoxic preconditioning on endothelial function in a model of myocardial is-chemia-reperfusion injury with cardiopulmonary bypass (Experimental study). International Journal of Molecular Sciences. 21 (15), 5336(2020).
  12. Ali, Z. A., et al. Remote ischemic preconditioning reduces myocardial and renal injury after elective abdominal aortic aneurysm repair: A randomized controlled trial. Circulation. 116, 98-105 (2007).
  13. Pogwizd, S. M., Bers, D. M. Rabbit models of heart disease. Drug Discovery Today: Disease Models. 5 (3), 185-193 (2008).
  14. Tanaka, K., Hearse, D. J. Reperfusion-induced arrhythmias in the isolated rabbit heart: characterization of the influence of the duration of regional ischemia and the extracellular potassium concentration. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 20 (3), 201-211 (1988).
  15. Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacology & Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
  16. Gupta, M. P. Factors controlling cardiac myosin-isoform shift during hypertrophy and heart failure. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 43 (4), 388-403 (2007).
  17. Lapierre, H., Chan, V., Sohmer, B., Mesana, T. G., Ruel, M. Minimally invasive coronary artery bypass grafting via a small thoracotomy versus off-pump: A case-matched study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 40 (4), 804-810 (2011).
  18. Aubin, H., Akhyari, P., Lichtenberg, A., Albert, A. Additional right-sided upper "half-mini-thoracotomy" for aortocoronary bypass grafting during minimally invasive multivessel revascularization. Journal of Cardiothoracic Surgery. 10, 130(2015).
  19. Hu, N., et al. Ligation of the left circumflex coronary artery with subsequent MRI and histopathology in rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (6), 838-844 (2010).
  20. Sievers, R. E., et al. A model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion in the rat. Magnetic Resonance in Medicine. 10 (2), 172-181 (1989).
  21. Rodríguez, B., Trayanova, N., Noble, D. Modeling cardiac ischemia. Annals of the New York Academy of Sciences. 1080, 395-414 (2006).
  22. Sinusas, A. J., et al. Quantification of area at risk during coronary occlusion and degree of myocardial salvage after reperfusion with technetium-99m methoxyisobutyl isonitrile. Circulation. 82 (4), 1424-1437 (1990).
  23. Masuzawa, A., et al. Transplantation of autologously derived mitochondria protects the heart from ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 304 (7), H966-H982 (2013).
  24. Pombo, J. F., Troy, B. L., Russell, R. O. J. Left ventricular volumes and ejection fraction by echocardiography. Circulation. 43 (4), 480-490 (1971).
  25. McCully, J. D., Wakiyama, H., Hsieh, Y. J., Jones, M., Levitsky, S. Differential contribution of necrosis and apoptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 286 (5), H1923-H1935 (2004).
  26. Masuzawa, A., et al. Transplantation of autologously derived mitochondria protects the heart from ischemia-reperfusion injury. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 304 (7), 966-982 (2013).
  27. Abarbanell, A. M., et al. Animal models of myocardial and vascular injury. Journal of Surgical Research. 162 (2), 239-249 (2010).
  28. Pirat, B., et al. A novel feature-tracking echocardiographic method for the quantitation of regional myocardial function: Validation in an animal model of ischemia-reperfusion. Journal of the American College of Cardiology. 51 (6), 651-659 (2008).
  29. Verdouw, P. D., vanden Doel, M. A., de Zeeuw, S., Duncker, D. J. Animal models in the study of myocardial ischaemia and ischaemic syndromes. Cardiovascular Research. 39 (1), 121-135 (1998).
  30. Bolukoglu, H., et al. An animal model of chronic coronary stenosis resulting in hibernating myocardium. The American Journal of Physiology. 263, H20-H29 (1992).
  31. Heyndrickx, G. R., Millard, R. W., McRitchie, R. J., Maroko, P. R., Vatner, S. F. Regional myocardial functional and electrophysiological alterations after brief coronary artery occlusion in conscious dogs. Journal of Clinical Investigation. 56 (4), 978-985 (1975).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE201

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved