עבודה זו נתמכה על ידי היוזמה המובילה לחוקרים צעירים מצטיינים (מבית MEXT); מענק סיוע למחקר מדעי (ב) (מענק מספר JP21H02352); הסוכנות היפנית למחקר ופיתוח רפואי (AMED-RPIME, מספר מענק JP21gm6510009h0001, JP22gm6510009h9901); קרן הזיכרון אואהארה; קרן אסטלס לחקר הפרעות מטבוליות; Suzuken Memorial Foundation, Akiyama Life Science Foundation ו-Narishige Neuroscience Research Foundation. אנו מודים גם לנור פרחאן אסגר, Ph.D, על עריכת טיוטה של כתב יד זה.

כל הנהלים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) באוניברסיטת קומאמוטו.
הערה: להקלה על כאבים, איבופרופן ניתן במי שתייה (0.11 מ"ג / מ"ל) במשך 48 שעות, ובופרנורפין (0.05-0.1 מ"ג / ק"ג i.p.) ניתן 30 דקות לפני הניתוח. התנאים הסטריליים כוללים כפפות, מסכות ומכשירים אוטוקלאביים מעוקרים עם אתילן אוקסיד בין בעלי חיים. הניתוח בוצע על כרית חימום בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס וכוסה בשטיחון מעבדה חדש לכל חיה. לפני הניתוח נוקה אזור הניתוח בתמיסת בטאדין ואלכוהול. כל כלי הניתוח עוקרו עם אוטוקלאבה (לא יותר משני ניתוחים). לפני ביצוע החתך, נבדקו עכברים כדי לוודא שהם מורדמים באופן מלא. עומק ההרדמה של כל עכבר הוערך לפני ובמהלך הניתוח על ידי צביטת בוהן. תקופת ההתאקלמות הייתה לא יותר מ 5 דקות בכל פעם. בצע את ההוראות של IACUC במוסד המתאים.
1. הכנת צינורות לווריד הצוואר ועורק התרדמה
<ol><li>יש לעקר את כל הצינורות, חומרי הפוליפרופילן (למשל, קצות הצינורות) והתפרים באמצעות אוטוקלאבה או אתילן אוקסיד. עבור הווריד הצווארי, חברו 8 ס"מ של צינורות1 (ראו חומרים) ו-3 ס"מ של צינורות2 באמצעות דבק (איור 2A). שים 2 מ"מ של אבובים1 על החלק העליון כי צינורות 2 (פוליאתילן) קשה מדי ועלול לפגוע בכלי הדם (Tubing1.1).</li>
	<li>צינור הארכה לווריד הצוואר (Tubing1.2) להחדרת גלוקוז ואינסולין<ol><li>הכינו שני צינורות בקוטר 30 ס"מ וצינור אחד בקוטר 10 ס"מ עם אבובים2 (איור 2A). חותכים את הקצה החד של קצה פיפטה 20 μL (או כל דבר שיש לו קצה צר עם OD < 0.5 מ"מ לחיבור עם צינורות 1.1) ומניחים בו שלושה צינורות 2 (30 ס"מ, 30 ס"מ ו-10 ס"מ). חותמים בדבק דבק.</li>
		<li>מניחים 5 ס"מ של אבובים1 בקצה השני של הצינור2.</li>
	</ol></li>
	<li>לעורק התרדמה (אבובינג1.3): יש למתוח את הצינור2 כדי להפוך אותו לדק יותר. חברו 8 ס"מ של צינור1 ו-3 ס"מ של הצינור המתוח2 באמצעות דבק (איור 2A). יש לסמן בקוטר 9 מ"מ מהקצה.</li>
	<li>מחט עם קצה לא חד שמחברת את הצינור למזרק: יוצרים שריטה ליד הקצה החד של המחט (23 גרם) עם קובץ מתכת, מכופפים אותה בעדינות קדימה ואחורה כמה פעמים עם צבת, ושוברים אותה. בצעו את אותו חיתוך באמצע המחט כדי ליצור חתיכת מחבר מתכת (איור 2A).</li>
	<li>צינור מאריך לעורק לשאיבת דם (סט צינורות 1.4): חבר 10 ס"מ של צינור1 עם מחבר המתכת והמחט הלא חדה שנעשתה בשלב 1.4. הערה: כל הצינורות והתפרים מעוקרים עם אוטוקלאבה או אתילן אוקסיד</li>
</ol>2. ניתוח
<ol><li>להרדים עכבר עם איזופלורן (1.5-2.0%) או קטמין/קסילזין (קטמין 10 מ"ג/מ"ל, קסילזין 1 מ"ג/מ"ל במי מלח סטריליים 0.9%, 0.1 מ"ל/10 גרם משקל גוף (BW) באמצעות הזרקה תוך צפקית [ip]). שמור את העכבר על כרית חמה (37 ° C) כדי להפחית את הלחץ הפיזי. יש להמתין להרדמה עמוקה למשך 5-10 דקות. אשר את עומק ההרדמה על ידי רפלקס הדוושה, הנשימה וקצב הלב, ותגובה לגירויים על ידי צביטת בוהן. במהלך הניתוח, יש להשתמש בסרט כירורגי כדי להצמיד את כובע האף לשולחן הניתוחים לשאיפה מתמשכת של הרדמה. יש למרוח משחה אופתלמית על העיניים כדי למנוע יובש בזמן הרדמה.</li>
	<li>מלאו מלח הפריני (100 U/mL) בצינורות 1.1 ו-1.3 וחברו אותם למזרק 1 מ"ל עם מחט לא חדה (איור 2B). סגור את קצה הצינור3 (ראה טבלת חומרים) על ידי התכתו במגהץ הלחמה, שישמש כמכסים לאבובים1.1 ואבובים1.3.</li>
	<li>יש לגלח ולנגב את אזור החתך הראשון (interscapular מאחור) והשני (צוואר מלפנים) עם שלושה מחזורים של 10% betadine ולאחר מכן הכנה לפני הניתוח עם 70% אלכוהול סטרילי. בצע חתך אנכי קטן בקו האמצע 5 מ"מ עד עצם החזה, נתח את הרקמות בצורה קהה וחשף את העורק. להפריד את העצב התועה מן העורק. זה מקטין את ההשפעות השליליות של הסרת עצב הואגוס על חילוף החומרים גלוקוז. הערה: השלב מהחתך הגחוני לשלב בו מוחדר הצנתר לווריד ומאובטח באמצעות תפרי משי מתבצע תחת מיקרוסקופ.</li>
	<li>מניחים שני תפרי משי מתחת לעורק. עצרו את זרימת הדם על-ידי קשירת תפר אחד בחוזקה בצד הגולגולתי (איור 2C-1) והשני באופן רופף בצד הקאודלי (איור 2C-2), וזה מספיק כדי לעצור את זרימת הדם אבל מספיק כדי להיפתח שוב מאוחר יותר. הניחו תפר אחד נוסף מתחת לעורק (איור 2C-3).</li>
	<li>חתכו את העורק ליד איור 2C-1 בעזרת מספריים קפיציים והכניסו צינורות 1.3 לתוך העורק. צרו קשירה רופפת גם בעורק וגם בצינורית (איור 2C-3, אל תקשרו היטב. הצינורית תוכנס עמוק יותר לתוך העורק). פתחו את הקשר בצד הקאודלי (איור 2C-2) כדי להחדיר את הצינור עד שסימן 9 מ"מ יגיע לקשר באמצע (איור 2C-3). קשרו היטב את כל הליגטורות ושטפו במי מלח סטריליים שעברו הפריניזציה.</li>
	<li>חשוף את וריד הצוואר הימני מאותו חתך כמו עורק התרדמה הימני עבור קטטר הצוואר. בודדו את קצה הגולגולת וקשרו אותו בתפר משי (איור 2D-1, טבלת חומרים). הניחו חתיכת תפר נוספת בקצה הקאודלי של הווריד החשוף (איור 2D-2). חתכו את הווריד ליד הסימן איור 2D-1 עם מספריים קפיציים.</li>
	<li>הכניסו את הצנתר (לא עמוק מדי כדי למנוע חדירה של כלי דם), קשרו אותו ואשרו ויזואלית שהוא דוגם דם. סומק עם מלוחים סטריליים heparinized (0.2 מ"ל) ולוודא חזותית כי לא נשאר דם בצנתר.</li>
	<li>הניחו את העכבר על הווילונות הכירורגיים הסטריליים החדשים כדי למנוע זיהום מהפצע הראשון. הופכים את העכבר, מנגבים עם שלושה מחזורים של בטדין ואחריו הכנה לפני הניתוח עם אלכוהול סטרילי, ולעשות חתך קטן בין השכמות.</li>
	<li>מעבירים מחזיק מחט מתחת לעור מהחתך בגב לצד הגחוני. הדקו את הצנתרים עם מחזיק המחט, העבירו אותם מתחת לעור והחזירו אותם. נקו את אתר החתך וסגרו את החתכים הגחונים בתפר סינתטי (קוטר 0.15-0.2 מ"מ). הדקו את הצנתר הוורידי עם מיקרו סרפדיין באזור החתך בין השכמות.</li>
	<li>חותכים את הקטטר 1 ס"מ מעל המהדק, לשטוף אותו עם מלוחים heparinized, ולסגור אותו עם מכסה (שלב 2.4). בצע את אותו הליך עבור קטטר עורקי. סגור את החתך הגבי בתפר סינתטי (קוטר 0.15-0.2 מ"מ).</li>
	<li>הניחו את העכבר בכלוב חם ונקי (איור 2E). בצע טיפול לאחר הניתוח מדי יום.</li>
</ol>3. התאוששות
<ol><li>בית יחיד העכבר כי עכבר אחר עלול לנשוך את הצנתר בבית הקבוצה.<ol><li>כדי להפחית את הלחץ על ידי בידוד חברתי, החזיקו עכברים עם העשרה סביבתית (למשל, מקלטים). בצע טיפול לאחר הניתוח מדי יום. כדי להקל על כאב, מצוקה ואי נוחות, לספק טיפול לאחר הניתוח, כולל שיכוך כאבים (איבופרופן במי שתייה (0.11 מ"ג / מ"ל).</li>
		<li>שימו לב לעכברים לסימנים של זיהום, כגון הדבקה, עייפות או כאב באתר החתך. רוב העכברים הבריאים מתחילים ללכת ולהאכיל כשעתיים לאחר הניתוח. יציבה כפופה, פרווה פרועה וצריכת מזון מופחתת עשויים להצביע על כאב. אם סימנים אלה נצפים, מיד להרדים את העכברים על ידי עריפת ראשיהם תחת הרדמה עמוקה או חנק פחמן דו חמצני.</li>
	</ol></li>
	<li>הדם ייכנס לקטטר בעורק וייצור קריש. כדי לשמור על קווי הצנתר, הסר את הקריש מדי יום, לפי שלבים 3-6.</li>
	<li>ממלאים מזרק 1 מ"ל ומחט 23 גרם (קצה לא חד) במי מלח הפרינים (100 U/mL). באמצעות תא אינדוקציה, להרדים את העכבר קלות עם isoflurane (1.0%-1.5%). לאחר מכן, הסר את העכבר מהחדר ובצע הסרת קריש תחת הרדמה isoflurane עם כובע האף.</li>
	<li>מהדק את הצינור לעורק על גב העכבר עם מיקרו serrefine, להסיר את הכובע, לחלץ את הדם ואת קרישי הדם. לשטוף את הצנתר עם מלוחים heparinized באמצעות מזרק נוסף 1 מ"ל עם מחט 23 G (קצה לא חד) ולסגור אותו מחדש. נקו את הקו הוורידי כמו קו העורקים במקרה של קרישה קשה.</li>
	<li>בצע את אותו הליך כדי לנקות את הצנתר פעם ביום במשך 3-5 ימים.</li>
	<li>בדוק את משקל הגוף של העכבר. אם משקל הגוף יורד ביותר מ -10% מיום הניתוח, פנה לטיפול תומך ונסה לשפר את ציון מצב הגוף הרגיל, והשתמש בעכבר לניסוי נוסף. הערה: הירידה במשקל של בעלי חיים הייתה פחות מ -10% בניסויים במחקר זה. ירידה במשקל תשפיע מאוד על חילוף החומרים המערכתי של גלוקוז. לכן, מומלץ להמתין להתאוששות משקל הגוף או להסיר מניסוי המהדק.</li>
</ol>4. הגדר את מערכת המשאבה (למהדק היפוגליקמי)
<ol><li>הכינו 1 U/mL אינסולין במי מלח 0.1% BSA, 30% גלוקוז במי מלח ומלוחים הפריניזציה.</li>
	<li>מדוד את משקל הגוף של העכבר. חשב את נפח האינסולין 1 U/mL כדי לגרום לאינסולין להחדיר (10 mU / kg / min). החדירו 1.7 מיקרוליטר/דקה של תמיסת אינסולין לעכברים בניסוי המהדק. כדי לגרום ל-300 מיקרוליטר אינסולין להחדיר, הנפח הנדרש עבור 1 U/mL אינסולין (μL) הוא 2.647 (μL/g) x משקל גוף (g). נפח של 300 μL של אינסולין להחדיר מספיק כדי לסיים את ניסוי מהדק על עכבר אחד. טבלה 1 מציגה דוגמה להחדרת אינסולין.</li>
	<li>מלאו אינפוזיה של אינסולין ו-30% גלוקוז בכל מזרק המילטון, חברו אותם לצינורות 1.2, והניחו את המזרק על משאבת המזרק (איור 3A). מלא כל פתרון בצינורות 1.2. מלאו מי מלח במזרק 1 מ"ל ובערכת צינורות 1.4 (איור 2A).</li>
	<li>מרדימים את העכבר עם איזופלורן (1.0%-1.5%) ומחברים צינורית 1.2 לצנתר ורידי וצינורית 1.4 לצנתר העורקי (איור 3A). השתמש בסרט צלופן כדי להחזיק את הצינורות יחד.</li>
	<li>הניחו את העכבר בכד ריק של 500 מ"ל. הערה: עבור מהדק היפרגליקמי, השתמש במי מלח במקום 1 U/mL אינסולין.</li>
</ol>5. מהדק היפוגליקמי
<ol><li>מדדו את רמות הגלוקוז בדם כל 5-10 דקות, כפי שמוצג באיור 3B, ואספו דגימות דם למדידות הורמונים ב-15- דקות, 10 דקות, 20 דקות, 40 דקות, 60 דקות, 80 דקות, 100 דקות ו-120 דקות. בצע את שלב 5.2 כדי למדוד גלוקוז בדם. הערה: אין צורך למדוד גלוקוז בדם בכל נקודות זמן, אבל מומלץ למדוד את זה לפחות כל 10 דקות. למדוד גלוקוז בדם כל 5 דקות כאשר רמתו וקצב עירוי הגלוקוז אינם יציבים.</li>
	<li>מהדקים את הקצה העליון של סט הצינורות1.4 ומחברים מזרק חדש, מוציאים 50 מיקרוליטר דם ומניחים אותו בצינור 1.5 מ"ל לשטיפה. למדוד את רמת הגלוקוז בדם. הערה: זהו הדם המדולל על ידי תמיסת המלח בצינור בגלל שטיפת קטטר לאחר הדגימה הקודמת. נפח של 50 μL מספיק כדי להחליף דם מדולל בדם טהור.</li>
	<li>לאחסן את הדם המדולל (תאי דם אדומים). לשטוף את הדם המצטבר (~ 500 μL) עם מלוחים (ראה שלבים 5.11-5.12) ולחזור לגוף כדי למנוע היפוקסיה.</li>
	<li>הצנתר מחובר לעורק בלחץ דם גבוה, כך שכאשר המהדק משתחרר, הדם יזרום החוצה וישמש למדידת גלוקוז עם מד גלוקוז שימושי. להחדיר 50 μL של מלוחים כדי לשמור על כמות מספקת של נוזל הדם.</li>
	<li>לדגימת דם, לחלץ 50 μL נוספים של דם ומניחים אותו בתוך צינור 1.5 מ"ל על קרח. להחדיר 100 μL (50 μL של החלפה + 50 μL של דגימה) של מלוחים.</li>
	<li>לאחר 0 דקות של מדידת גלוקוז בדם, הפעל את משאבת מזרק האינסולין. ראשית, להחדיר 30 mU / kg / min בולוס במשך 2 דקות (5.1 μL / min), ולאחר מכן 10 mU / kg / min (1.7 μL / min) עירוי למשך שארית הזמן.</li>
	<li>למדוד את רמת הגלוקוז בדם ולשנות את קצב עירוי גלוקוז כל 5-10 דקות במשך 120 דקות.</li>
	<li>צור מצב יציב שבו קצב עירוי הגלוקוז אינו משתנה, ורמת הגלוקוז בדם היא 50 מ"ג / ד"ל.</li>
	<li>לאחר איסוף דגימת הדם ב t = 120 דקות, להחדיר סוכן המתת חסד לתוך הווריד jugular ולאסוף רקמות עבור RNA או ניתוח חלבון.</li>
	<li>דם צנטריפוגה ב 1000 x גרם במשך 5 דקות ולמדוד ריכוז הורמונים כגון אינסולין או c-peptide באמצעות ערכת ELISA על פי פרוטוקול היצרן.</li>
	<li>לשטיפת דם, צנטריפוגה את הדם ב 1000 x גרם במשך 3 דקות. מוציאים את הסופרנטנט, מוסיפים 500 מיקרוליטר מי מלח הפריניזציה ומבצעים פיפטינג.</li>
	<li>חזור על השטיפה שוב ומקם את תאי הדם האדומים שטופים מזרק 1 מ"ל עבור העורק. תאי הדם יוחדרו מחדש באופן אוטומטי כאשר 50 או 100 מיקרוליטר של מי מלח מוחדרים בשלבים 5.2 ו -5.3. לפקח על המטוקריט בזהירות כדי למנוע היפוקסיה. הערה: למדידת גלוקוז בדם, נעשה שימוש במד גלוקוז שימושי מסחרי.</li>
</ol>6. מהדק היפרגליקמי
<ol><li>בצע את השלבים כמו טכניקת מהדק היפוגליקמי, אך ללא עירוי אינסולין ועם גלוקוז בדם מותאם 250-300 מ"ג / ד"ל. מדדו את רמות הגלוקוז בדם כל 5-10 דקות, כפי שמוצג באיור 3B, ואספו דגימות דם למדידות הורמונים ב-15- דקות, 10 דקות, 20 דקות, 40 דקות, 60 דקות, 80 דקות, 100 דקות ו-120 דקות.</li>
	<li>חבר מזרק חדש למערכת הצינורות1.4, הוציא 50 מיקרוליטר דם והכנס אותו לצינור 1.5 מ"ל לשטיפה.</li>
	<li>לדגימת דם, לחלץ 50 μL נוספים של דם ומניחים אותו בתוך צינור 1.5 מ"ל על קרח. להחדיר 100 μL (50 μL של החלפה + 50 μL של דגימה) של מלוחים.</li>
	<li>לאחר 0 דקות של מדידת גלוקוז בדם, הפעל את משאבת מזרק הגלוקוז. ראשית, יש להחדיר 30 גרם/ק"ג/דקה לבולוס למשך 2 דקות (5.1 מיקרוליטר/דקה), ולאחר מכן 10 גרם/ק"ג/דקה (1.7 מיקרוליטר/דקה) למשך שארית הזמן.</li>
	<li>למדוד את רמת הגלוקוז בדם ולשנות את קצב עירוי גלוקוז כל 5 -10 דקות במשך 120 דקות. צור מצב יציב שבו קצב עירוי הגלוקוז אינו משתנה, ורמת הגלוקוז בדם היא 250-300 מ"ג / ד"ל, מצב היפרגליקמי מהודק.</li>
</ol>

התקנה כירורגית של מלחציים היפרגליקמיים והיפוגליקמיים בעכברים

<ol>
	<li>Seaquist, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoglycemia+and+diabetes:+A+report+of+a+workgroup+of+the+american+diabetes+association+and+the+endocrine+society.">Hypoglycemia and diabetes: A report of a workgroup of the american diabetes association and the endocrine society.</a> Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 98 (5), 1845-1859 (2013).</li><li>Amiel, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoglycaemia,+cardiovascular+disease,+and+mortality+in+diabetes:+epidemiology,+pathogenesis,+and+management.">Hypoglycaemia, cardiovascular disease, and mortality in diabetes: epidemiology, pathogenesis, and management.</a> The Lancet Diabetes and Endocrinology. 7 (5), 385-396 (2019).</li><li>. Leanne Riley Mean fasting blood glucose Available from: <a target="_blank" href="https://www.who.int/data/gho/indicator-metadata-registry/imr-details/2380">https://www.who.int/data/gho/indicator-metadata-registry/imr-details/2380</a> (2022)</li><li>Umpierrez, G., Korytkowski, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diabetic+emergencies-ketoacidosis,+hyperglycaemic+hyperosmolar+state+and+hypoglycaemia.">Diabetic emergencies-ketoacidosis, hyperglycaemic hyperosmolar state and hypoglycaemia.</a> Nature Reviews Endocrinology. 12 (4), 222-232 (2016).</li><li>Sprague, J. E., Arbel&#225;ez, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucose+counterregulatory+responses+to+hypoglycemia.">Glucose counterregulatory responses to hypoglycemia.</a> Pediatric Endocrinology Reviews. 9 (1), 463-473 (2011).</li><li>Toda, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+effects+of+leptin+and+a+melanocortin+receptor+agonist+injected+into+medial+hypothalamic+nuclei+on+glucose+uptake+in+peripheral+tissues.">Distinct effects of leptin and a melanocortin receptor agonist injected into medial hypothalamic nuclei on glucose uptake in peripheral tissues.</a> Diabetes. 58 (12), 2757-2765 (2009).</li><li>Toda, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+signal-regulated+kinase+in+the+ventromedial+hypothalamus+mediates+leptin-Induced+glucose+uptake+in+red-type+skeletal+muscle.">Extracellular signal-regulated kinase in the ventromedial hypothalamus mediates leptin-Induced glucose uptake in red-type skeletal muscle.</a> Diabetes. 62 (7), 2295-2307 (2013).</li><li>Toda, C., Kim, J. D., Impellizzeri, D., Cuzzocrea, S., Liu, Z. -. W., Diano, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=UCP2+regulates+mitochondrial+fission+and+ventromedial+nucleus+control+of+glucose+responsiveness.">UCP2 regulates mitochondrial fission and ventromedial nucleus control of glucose responsiveness.</a> Cell. 164 (5), 872-883 (2016).</li><li>Lee, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostaglandin+in+the+ventromedial+hypothalamus+regulates+peripheral+glucose+metabolism.">Prostaglandin in the ventromedial hypothalamus regulates peripheral glucose metabolism.</a> Nature Communications. 12 (1), 2330 (2021).</li><li>Jessen, N., Goodyear, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contraction+signaling+to+glucose+transport+in+skeletal+muscle.">Contraction signaling to glucose transport in skeletal muscle.</a> Journal of Applied Physiology. 99 (1), 330-337 (2005).</li><li>Shiuchi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+glucose+uptake+in+skeletal+muscle+by+central+leptin+is+mediated+by+muscle+&#946;2-adrenergic+receptor+but+not+by+AMPK.">Induction of glucose uptake in skeletal muscle by central leptin is mediated by muscle &#946;2-adrenergic receptor but not by AMPK.</a> Scientific Reports. 7 (1), 15141 (2017).</li><li>Ayala, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperinsulinemic-euglycemic+clamps+in+conscious,+unrestrained+mice.">Hyperinsulinemic-euglycemic clamps in conscious, unrestrained mice.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. 57, e3188 (2011).</li><li>Hughey, C. C., Hittel, D. S., Johnsen, V. L., Shearer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperinsulinemic-euglycemic+clamp+in+the+conscious+rat.">Hyperinsulinemic-euglycemic clamp in the conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. 48, e2432 (2010).</li><li>Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Considerations+in+the+design+of+hyperinsulinemic-euglycemic+clamps+in+the+conscious+mouse.">Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse.</a> Diabetes. 55 (2), 390-397 (2006).</li><li>DeFronzo, R. A., Soman, V., Sherwin, R. S., Hendler, R., Felig, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insulin+binding+to+monocytes+and+insulin+action+in+human+obesity,+starvation,+and+refeeding.">Insulin binding to monocytes and insulin action in human obesity, starvation, and refeeding.</a> Journal of Clinical Investigation. 62 (1), 204-213 (1978).</li><li>Czech, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insulin+action+and+resistance+in+obesity+and+type+2+diabetes.">Insulin action and resistance in obesity and type 2 diabetes.</a> Nature Medicine. 23 (7), 804-814 (2017).</li><li>Saisho, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#946;-cell+dysfunction:+Its+critical+role+in+prevention+and+management+of+type+2+diabetes.">&#946;-cell dysfunction: Its critical role in prevention and management of type 2 diabetes.</a> World Journal of Diabetes. 6 (1), 109 (2015).</li><li>Mittendorfer, B., Patterson, B. W., Smith, G. I., Yoshino, M., Klein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#946;+Cell+function+and+plasma+insulin+clearance+in+people+with+obesity+and+different+glycemic+status.">&#946; Cell function and plasma insulin clearance in people with obesity and different glycemic status.</a> Journal of Clinical Investigation. 132 (3), 154068 (2022).</li><li>Nchienzia, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hedgehog+interacting+protein+(Hhip)+regulates+insulin+secretion+in+mice+fed+high+fat+diets.">Hedgehog interacting protein (Hhip) regulates insulin secretion in mice fed high fat diets.</a> Scientific reports. 9 (1), 11183 (2019).</li><li>Tomita, T., Doull, V., Pollock, H. G., Krizsan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreatic+islets+of+obese+hyperglycemic+mice+(ob/ob).">Pancreatic islets of obese hyperglycemic mice (ob/ob).</a> Pancreas. 7 (3), 367-375 (1992).</li><li>Uchida, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+TRPM2+impaired+insulin+secretion+and+glucose+metabolisms+in+mice.">Lack of TRPM2 impaired insulin secretion and glucose metabolisms in mice.</a> Diabetes. 60 (1), 119-126 (2011).</li><li>Zhu, Y. X., Zhou, Y. C., Zhang, Y., Sun, P., Chang, X. A., Han, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocol+for+in+vivo+and+ex+vivo+assessments+of+glucose-stimulated+insulin+secretion+in+mouse+islet+&#946;+cells.">Protocol for in vivo and ex vivo assessments of glucose-stimulated insulin secretion in mouse islet &#946; cells.</a> STAR Protocols. 2 (3), 100728 (2021).</li><li>Moull&#233;, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autonomic+control+of+pancreatic+beta+cells:+What+is+known+on+the+regulation+of+insulin+secretion+and+beta-cell+proliferation+in+rodents+and+humans.">Autonomic control of pancreatic beta cells: What is known on the regulation of insulin secretion and beta-cell proliferation in rodents and humans.</a> Peptides. 148, 170709 (2022).</li><li>Honzawa, N., Fujimoto, K., Kitamura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+autonomous+dysfunction+and+insulin+resistance+in+pancreatic+&#945;+cells.">Cell autonomous dysfunction and insulin resistance in pancreatic &#945; cells.</a> International Journal of Molecular Sciences. 20 (15), 3699 (2019).</li><li>Siddiqui, A., Madhu, S. V., Sharma, S. B., Desai, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endocrine+stress+responses+and+risk+of+type+2+diabetes+mellitus.">Endocrine stress responses and risk of type 2 diabetes mellitus.</a> Stress. 18 (5), 498-506 (2015).</li><li>Chan, O., Sherwin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+VMH+fuel+sensing+on+hypoglycemic+responses.">Influence of VMH fuel sensing on hypoglycemic responses.</a> Trends in Endocrinology &amp; Metabolism. 24 (12), 616-624 (2013).</li><li>Donovan, C. M., Watts, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+and+central+glucose+sensing+in+hypoglycemic+detection.">Peripheral and central glucose sensing in hypoglycemic detection.</a> Physiology. 29 (5), 314-324 (2014).</li><li>TeSlaa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+source+of+glycolytic+intermediates+in+mammalian+tissues.">The source of glycolytic intermediates in mammalian tissues.</a> Cell Metabolism. 33 (2), 367-378.e5 (2021).</li></ol>

המחברים מצהירים כי אין אינטרסים מתחרים.

השיטה המתוארת כאן היא פשוטה שניתן לעשות עם קצוות פיפטה, מזרקים, ופריטים אחרים הנמצאים במעבדות רגילות. למרות שייתכן שהחוקרים יצטרכו לרכוש צינורות ומשאבות נוספים, אין צורך בציוד יקר. לכן, פרוטוקול זה של צנתור ומהדק קל יותר להתחיל בהשוואה לדיווחים קודמים 12,13,14....

גלוקוז הוא מקור אנרגיה חשוב לתאים, ומחסור בגלוקוז יכול להוביל למגוון תסמינים וסיבוכים. במקרה של גלוקוז נמוך (היפוגליקמיה, בדרך כלל פחות מ 70 מ"ג / ד"ל ברמת גלוקוז בדם בצום, אבל לא צריך להיקבע על ידי ערך יחיד1), הסימפטומים הנפוצים ביותר כוללים חולשה, בלבול, הזעה, וכאבי ראש. זה יכול גם לשבש את תפקוד המוח ולהגדיל את הסיכון לאירועים קרדיווסקולריים ותמותה2. לעומת זאת, היפרגליקמיה היא מצב רפואי שבו ריכוז הגלוקוז בפלזמה עולה על רמות נורמליות (בדרך כלל > 126 מ"ג / ד"ל ברמת גלוקוז בדם בצוםרמה 3). זה יכול להתרחש אצל אנשים עם סוכרת שיש להם או גירעון בייצור אינסולין או ניצול. היפרגליקמיה עלולה להוביל לחמצת קטוטית סוכרתית, המתרחשת כאשר הגוף אינו יכול להשתמש בגלוקוז לאנרגיה אלא במקום זאת מפרק חומצות שומן לדלק. המצב היפרגליקמי היפראוסמולרי גם מגביר תמותה4. היפרגליקמיה ארוכת טווח עלולה לגרום נזק לכלי דם, עצבים ואיברים, מה שמוביל להתפתחות של מספר סיבוכים כרוניים כגון מחלות לב וכלי דם, רטינופתיות ומחלות כליות. לכן, ריכוז הגלוקוז בדם חייב להישמר בטווח הדוק בין 100 מ"ג / ד"ל ו 120 מ"ג / ד"ל.
רמת הגלוקוז בדם מווסתת על-ידי האיזון בין קלט ופלט הגלוקוז במודל של תא אחד (איור 1A). קלט גלוקוז כולל גלוקוז נספג ממזון וייצור גלוקוז מהכבד, הכליות והמעי הדק. תפוקת הגלוקוז כוללת ספיגת גלוקוז ברקמות וסילוק גלוקוז מהכליות. הן כמות הקלט והפלט של גלוקוז מוסדרים על ידי הורמונים אנדוקריניים. לדוגמה, גלוקגון, קורטיקוסטרון וקטכולאמינים, הידועים כהורמונים נגד ויסות, משתחררים כאשר רמות הגלוקוז בדם יורדות5. הם מעוררים את התמוטטות הגליקוגן ואת הסינתזה של גלוקוז, בעיקר מן הכבד; תהליכים אלה ידועים בשם glycogenolysis ו gluconeogenesis, בהתאמה. היפרגליקמיה מגבירה את שחרור האינסולין מתאי β הלבלב ומעוררת ספיגת גלוקוז בשרירים, ברקמות השומן ובלב 6,7,8,9. פעילות גופנית מגבירה את ספיגת הגלוקוז שאינה תלויה באינסולין10. מערכת העצבים הסימפתטית מגבירה את ספיגת הגלוקוז בשרירים וברקמת השומן החומה 6,11. כדי למדוד את היכולת לווסת את חילוף החומרים של גלוקוז ברקמות היקפיות, חוקרים בדרך כלל משתמשים במבחן סבילות לגלוקוז (GTT) ובמבחן סבילות לאינסולין (ITT) (איור 1B,C). ב-GTT יש לקחת בחשבון שני גורמים: שחרור אינסולין ורגישות לאינסולין (איור 1B). עם זאת, עקומת ריכוז הגלוקוז במהלך הבדיקה של 120 דקות שונה בכל עכבר, מה שעשוי להשפיע על כמויות שונות של שחרור הורמונים. ב- ITT, גלוקוז בדם מווסת הן על ידי רגישות לאינסולין והן על ידי שחרור הורמונים נגד ויסות. לכן, קשה לקבוע את המשמעות המדויקת של חילוף החומרים של גלוקוז, שחרור אינסולין ורגישות לאינסולין ב- GTT ו- ITT, במצבים בהם רמות הגלוקוז בדם אינן קבועות.
כדי להתגבר על בעיות אלה, רצוי לשמור על רמת הגלוקוז בדם ברמה קבועה (או "מהדק"). במהדק היפרגליקמי, גלוקוז מוחדר לזרם הדם כדי להעלות את רמות הגלוקוז בדם לרמה מסוימת ולאחר מכן נשמר ברמה זו למשך תקופה של זמן. כמות הגלוקוז המוחדרת מותאמת על סמך מדידות של רמות הגלוקוז בדם כל 5-10 דקות כדי לשמור על מצב יציב. טכניקה זו שימושית במיוחד להבנת הפרמטרים של הפרשת אינסולין ברמת גלוקוז מהודקת. מהדק היפוגליקמי היא שיטה לשמירה על רמות גלוקוז נמוכות בדם על ידי עירוי אינסולין. גלוקוז הוא חדורים בקצב משתנה כדי לשמור על רמת גלוקוז ספציפית בדם. אם העכבר לא יכול להתאושש היפוגליקמיה, יותר גלוקוז צריך להיות חדורים.
למרות שישנם יתרונות רבים לביצוע מלחציים היפרגליקמיים והיפוגליקמיים, ההליכים הכירורגיים והניסיוניים נחשבים קשים מבחינה טכנית. לכן, קבוצות מחקר מעטות הצליחו לעשות זאת. מטרתנו הייתה לתאר שיטות אלה עבור חוקרים עם אילוצים פיננסיים וכוח אדם להתחיל ניסויים אלה בתקציב נמוך יותר.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Adhesive glue</td>
			<td>Henkel AG &#38; Co. KGaA</td>
			<td>LOCTITE 454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ELISA kit (C-peptide)</td>
			<td>Morinaga Institute of Bilogical Science Inc</td>
			<td>M1304</td>
			<td>Mouse C-peptide ELISA Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ELISA kit (insulin)</td>
			<td>FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation</td>
			<td>633-03411</td>
			<td>LBIS Mouse Insulin ELISA Kit (U-type)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handy glucose meter</td>
			<td>Nipro Co.</td>
			<td>11-777</td>
			<td>Free Style Freedom Lite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin (100U/ml)</td>
			<td>Eli Lilly &#38; Co.</td>
			<td>428021014</td>
			<td>Humulin R (100U/ml)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse</td>
			<td>Japan SLC Inc.</td>
			<td>C57BL/6NCrSlc</td>
			<td>C57BL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Natsume seisakusho</td>
			<td>C-23S-560 No.2</td>
			<td>Sterilized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Pump</td>
			<td>Pump Systems Inc.</td>
			<td>NE-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Synthetic suture</td>
			<td>V&#214;MEL</td>
			<td>HR-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing1</td>
			<td>AS ONE Corporation</td>
			<td>9-869-01</td>
			<td>LABORAN(R) Silicone Tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing2</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>427400</td>
			<td>BD Intramedic PE Tubing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing3</td>
			<td>IGARASHI IKA KOGYO CO., LTD.</td>
			<td>size5</td>
			<td>Polyethylene tubing size5</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

hyperglycemic clamp and hypoglycemic clamp in conscious mice

סוכרת (DM) נגרמת על ידי שחרור אינסולין לא מספיק מתאי β הלבלב (סוג 1 DM) ורגישות לאינסולין בשרירים, בכבד וברקמות השומן (סוג 2 DM). הזרקת אינסולין מטפלת בחולי DM אך מובילה להיפוגליקמיה כתופעת לוואי. קורטיזול וקטכולאמינים משתחררים כדי להפעיל את ייצור הגלוקוז מהכבד כדי לשחזר היפוגליקמיה, הנקראת תגובות נגד ויסות (CRR). במחקר DM באמצעות מודלים של מכרסמים, בדיקות סבילות לגלוקוז והזרקת 2-דאוקסי-גלוקוז משמשות למדידת שחרור אינסולין ו-CRR, בהתאמה. עם זאת, ריכוזי הגלוקוז בדם משתנים באופן מתמשך במהלך ניסויים, מה שגורם לקשיים בהערכת שחרור אינסולין נטו ו- CRR. מאמר זה מתאר שיטה שבה גלוקוז בדם נשמר על 250 מ"ג / ד"ל או 50 מ"ג / ד"ל בעכברים מודעים כדי להשוות את שחרור הורמוני אינסולין ו- CRR, בהתאמה.
צינורות פוליאתילן מושתלים בעורק התרדמה ובווריד הצוואר של העכברים, והעכברים מורשים להתאושש מהניתוח. צינור הוורידים הצווארי מחובר למזרק המילטון עם משאבת מזרק כדי לאפשר עירוי אינסולין או גלוקוז בקצב קבוע ומשתנה. צינורות עורק התרדמה מיועדים לאיסוף דם. עבור מהדק היפרגליקמי, 30% גלוקוז הוא חדורים לתוך הווריד, ואת רמות הגלוקוז בדם נמדדים מן הדם העורקי כל 5 דקות או 10 דקות. שיעור העירוי של 30% גלוקוז מוגבר עד רמת הגלוקוז בדם הופך 250 מ"ג / ד"ל. הדם נאסף כדי למדוד את ריכוזי האינסולין. עבור מהדק היפוגליקמי, אינסולין של 10 mU / kg / min מוחדר יחד עם 30% גלוקוז, ששיעור העירוי שלו משתנה כדי לשמור על 50 מ"ג / ד"ל של רמת הגלוקוז בדם. הדם נאסף כדי למדוד הורמונים נגד ויסות כאשר גם עירוי גלוקוז וגם גלוקוז בדם מגיעים למצב יציב. גם מלחציים היפרגליקמיים וגם מהדקים היפוגליקמיים יש את אותו הליך כירורגי ומערך ניסיוני. לפיכך, שיטה זו שימושית עבור חוקרים של מטבוליזם גלוקוז מערכתי.

Glucose is an important source of energy for cells, and a lack of glucose can lead to a variety of symptoms and complications. In the event of low glucose (hypoglycemia, generally less than 70 mg/dL in fasting blood glucose level, but should not be determined by a single value1), the most common symptoms include weakness, confusion, sweating, and headache. It can also disrupt cerebral function and increase the risk of cardiovascular events and mortality2. Conversely, hyperglycemia is a medical condition in which the plasma glucose concentration exceeds normal levels (generally &#62; 126 mg/dL in fasting blood glucose level3). This can occur in individuals with diabetes who have either a deficit in insulin production or utilization. Hyperglycemia can lead to diabetic ketoacidosis, which occurs when the body cannot use glucose for energy but instead breaks down fatty acids for fuel. The hyperglycemic hyperosmolar state also increases mortality4. Long-term hyperglycemia can cause damage to blood vessels, nerves, and organs, leading to the development of several chronic complications such as cardiovascular disease, retinopathies, and kidney diseases. Thus, the blood glucose concentration must be maintained in a tight range between 100 mg/dL and 120 mg/dL.
Blood glucose is regulated by the balance between glucose input and output in a one-compartment model (Figure 1A). Glucose input includes absorbed glucose from food and glucose production from the liver, kidneys, and small intestine. Glucose output comprises glucose uptake in tissues and glucose disposal from the kidneys. Both the amount of glucose input and output are regulated by endocrine hormones. For example, glucagon, corticosterone, and catecholamines, known as counter-regulatory hormones, are released when blood glucose levels decrease5. They stimulate the breakdown of glycogen and the synthesis of glucose, mainly from the liver; these processes are known as glycogenolysis and gluconeogenesis, respectively. Hyperglycemia increases insulin release from pancreatic &#946;-cells and stimulates glucose uptake in the muscles, adipose tissues, and heart6,7,8,9. Exercise increases insulin-independent glucose uptake10. The sympathetic nervous system increases glucose uptake in muscles and brown adipose tissue6,11. To measure the ability to regulate glucose metabolism in peripheral tissues, researchers typically use the glucose tolerance test (GTT) and the insulin tolerance test (ITT) (Figure 1B,C). In GTT, two factors must be considered: insulin release and insulin sensitivity (Figure 1B). However, the glucose concentration curve during the 120 min test is different in each mouse, which may affect different amounts of hormone release. In ITT, blood glucose is regulated by both insulin sensitivity and the release of counter-regulatory hormones. Therefore, it is difficult to determine the precise meaning of glucose metabolism, insulin release, and insulin sensitivity in GTT and ITT, in situations where blood glucose levels are not constant.
To overcome these problems, it is desirable to keep blood glucose at a constant level (or &#34;clamp&#34;). In hyperglycemic clamp, glucose is infused into the bloodstream to raise blood glucose levels to a specific level and then maintained at that level for a period of time. The amount of infused glucose is adjusted based on measurements of blood glucose levels every 5-10 min to maintain a steady state. This technique is particularly useful for understanding the parameters of insulin secretion at a clamped glucose level. Hypoglycemic clamp is a method to maintain low blood glucose levels by infusing insulin. Glucose is infused at a variable rate to maintain a specific blood glucose level. If the mouse cannot recover from hypoglycemia, more glucose should be infused.
Although there are many advantages to performing hyperglycemic and hypoglycemic clamps, the surgical and experimental procedures are considered technically difficult. Thus, few research groups have been able to do them. We aimed to describe these methods for researchers with financial and workforce constraints to start these experiments at a lower budget.

מחבר זרקור: חקירת הומאוסטזיס גלוקוז בדם במוח מורין באמצעות טכניקת הידוק היפרגליקמי והיפוגליקמי חסכונית

מהדק היפרגליקמי ומהדק היפוגליקמי בעכברים מודעים

Our research investigates how our brain regulates the homeo status of blood glucose levels, and what kind of neurons, neuropeptides, and neuron circuits do that. Additionally, how does our memory of food, psychological stress, pain, and other somatic sensations affect it? It is difficult to assess glucose metabolism precisely.We must check in insulin sensitivity or resistance, insulin secretion and counter regulatory responses. We should also check which tissue changes glucose uptake and glucose production regarding insulin sensitivity or resistance. We believe that not only insulin sensitivity, but also insulin secretion and counter regulatory responses are all affecting normal blood glucose levels, even in healthy conditions.We are trying to understand the whole picture of glucose regulation by the brain. Our protocol is low cost and does not need a special and expensive device to create a clamp. It'll enable researchers to implement the use of the clamp easily and quickly.Because this protocol helps researchers to use the clamp very easily, we expect our protocol will encourage more research in the entire field of life sciences.

מחקר מהדק היפוגליקמי בוצע בעכברים זכרים C57BL/6N (בני 8 שבועות, יותר מ-25 גרם BW) שצמו 3 שעות בתחילת הניסוי (איור 4A,B). רמת הגלוקוז הראשונית בדם הייתה 136 מ"ג / ד"ל (t = -15 דקות). אם זה פחות מ 90 מ"ג / ד"ל, זה יכול להיות או בגלל הניתוח לא הלך טוב, או קטטר העורקים הוחדר עמוק מדי, או קרישי ד?...

Watch this Scientific Journal Video about Hyperglycemic Clamp and Hypoglycemic Clamp in Conscious Mice at JoVE.com

מהדק היפרגליקמי משמש למדידת שחרור אינסולין עם ריכוז גלוקוז גבוה יותר בדם. מהדק היפוגליקמי מיועד למדידת ייצור גלוקוז המושרה על ידי תגובות נגד ויסות. שתי השיטות משתמשות באותו הליך כירורגי. כאן, אנו מציגים טכניקת מהדק להערכת מטבוליזם גלוקוז מערכתי.

Diabetes mellitus (DM) is caused by insufficient insulin release from the pancreatic &#946;-cells (Type1 DM) and insulin sensitivity in muscles, liver, ...

המחקר שלנו חוקר כיצד המוח שלנו מווסת את המצב ההומיאו של רמות הגלוקוז בדם, ואילו סוגים של נוירונים, נוירופפטידים ומעגלי נוירונים עושים זאת. בנוסף, כיצד הזיכרון שלנו של מזון, מתח פסיכולוגי, כאב ותחושות סומטיות אחרות משפיעים עליו? קשה להעריך את חילוף החומרים של גלוקוז במדויק.עלינו לבדוק רגישות או עמידות לאינסולין, הפרשת אינסולין ותגובות ויסות נגדיות. כמו כן, עלינו לבדוק איזו רקמה משנה את ספיגת הגלוקוז ואת ייצור הגלוקוז לגבי רגישות או עמידות לאינסולין. אנו מאמינים כי לא רק רגישות לאינסולין, אלא גם הפרשת אינסולין ותגובות ויסות נגדיות משפיעות כולן על רמות גלוקוז תקינות בדם, אפילו בתנאים בריאים.אנו מנסים להבין את התמונה המלאה של ויסות גלוקוז על ידי המוח. הפרוטוקול שלנו הוא בעלות נמוכה ואינו זקוק למכשיר מיוחד ויקר כדי ליצור מהדק. זה יאפשר לחוקרים ליישם את השימוש במהדק בקלות ובמהירות.מכיוון שפרוטוקול זה מסייע לחוקרים להשתמש במהדק בקלות רבה, אנו מצפים שהפרוטוקול שלנו יעודד מחקר נוסף בכל תחום מדעי החיים.

hyperglycemic-clamp-and-hypoglycemic-clamp-in-conscious-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Hyperglycemic Clamp and Hypoglycemic Clamp in Conscious Mice

858 Views.  Kumamoto University. המחקר שלנו חוקר כיצד המוח שלנו מווסת את המצב ההומיאו של רמות הגלוקוז בדם, ואילו סוגים של נוירונים, נוירופפטידים ומעגלי נוירונים עושים זאת. בנוסף, כיצד הזיכרון שלנו של מזון, מתח פסיכולוגי, כאב ותחושות סומטיות אחרות משפיעים עליו? קשה להעריך את חילוף החומרים של גלוקוז במדויק.

Video: מחבר זרקור: חקירת הומאוסטזיס גלוקוז בדם במוח מורין באמצעות טכניקת הידוק היפרגליקמי והיפוגליקמי חסכונית

Diabetes mellitus (DM) is caused by insufficient insulin release from the pancreatic &#946;-cells (Type1 DM) and insulin sensitivity in muscles, liver, and adipose tissues (Type2 DM). Insulin injection treats DM patients but leads to hypoglycemia as a side effect. Cortisol and catecholamines are released to activate glucose production from the liver to recover hypoglycemia, called counter-regulatory responses (CRR). In DM research using rodent models, glucose tolerance tests and 2-deoxy-glucose injection are used to measure insulin release and CRR, respectively. However, blood glucose concentrations change persistently during experiments, causing difficulties in assessing net insulin release and CRR. This article describes a method in which blood glucose is kept at 250 mg/dL or 50 mg/dL in conscious mice to compare the release of insulin and CRR hormones, respectively.
Polyethylene tubing is implanted in the mice's carotid artery and jugular vein, and the mice are allowed to recover from the surgery. The jugular vein tubing is connected to a Hamilton syringe with a syringe pump to enable insulin or glucose infusion at a constant and variable rate. The carotid artery tubing is for blood collection. For the hyperglycemic clamp, 30% glucose is infused into the vein, and blood glucose levels are measured from the arterial blood every 5 min or 10 min. The infusion rate of 30% glucose is increased until the blood glucose level becomes 250 mg/dL. Blood is collected to measure insulin concentrations. For hypoglycemic clamp, 10 mU/kg/min insulin is infused together with 30% glucose, whose infusion rate is variable to maintain 50 mg/dL of blood glucose level. Blood is collected to measure counter-regulatory hormones when both glucose infusion and blood glucose reach a steady state. Both hyperglycemic and hypoglycemic clamps have the same surgical procedure and experimental setups. Thus, this method is useful for researchers of systemic glucose metabolism.

A hyperglycemic clamp is used for measuring insulin release with a maintained higher blood glucose concentration. A hypoglycemic clamp is for measuring glucose production induced by counter-regulatory responses. Both methods use the same surgical procedure. Here, we present a clamp technique to assess systemic glucose metabolism.