Registrazione extracellulare multicanale in topi che si muovono liberamente

Riepilogo

Il protocollo descrive la metodologia di registrazione extracellulare nella corteccia motoria (MC) per rivelare le proprietà elettrofisiologiche extracellulari in topi coscienti che si muovono liberamente, nonché l'analisi dei dati dei potenziali di campo locale (LFP) e dei picchi, utile per valutare l'attività neurale della rete alla base dei comportamenti di interesse.

Abstract

Il protocollo ha lo scopo di scoprire le proprietà del firing neuronale e dei potenziali di campo locale (LFP) di rete in topi che si comportano svolgendo compiti specifici, correlando i segnali elettrofisiologici con il comportamento spontaneo e/o specifico. Questa tecnica rappresenta un valido strumento per studiare l'attività della rete neuronale alla base di questi comportamenti. L'articolo fornisce una procedura dettagliata e completa per l'impianto di elettrodi e la conseguente registrazione extracellulare in topi coscienti che si muovono liberamente. Lo studio include un metodo dettagliato per l'impianto degli array di microelettrodi, l'acquisizione dei segnali LFP e spiking neuronali nella corteccia motoria (MC) utilizzando un sistema multicanale e la successiva analisi dei dati offline. Il vantaggio della registrazione multicanale negli animali coscienti è che è possibile ottenere e confrontare un numero maggiore di neuroni spiking e sottotipi neuronali, il che consente di valutare la relazione tra un comportamento specifico e i segnali elettrofisiologici associati. In particolare, la tecnica di registrazione extracellulare multicanale e la procedura di analisi dei dati descritta nel presente studio possono essere applicate ad altre aree cerebrali quando si conducono esperimenti su topi comportamentali.

Introduzione

Il potenziale di campo locale (LFP), una componente importante dei segnali extracellulari, riflette l'attività sinaptica di grandi popolazioni di neuroni, che formano il codice neurale per comportamenti multipli¹. Si ritiene che i picchi generati dall'attività neuronale contribuiscano alla LFP e siano importanti per la codifica neurale². È stato dimostrato che le alterazioni dei picchi e delle LFP mediano diverse malattie cerebrali, come il morbo di Alzheimer, così come le emozioni come la paura, ^ecc.3,4. Vale la pena notare che molti studi hanno evidenziato che l'attività dei picchi differisce significativamente tra gli stati di veglia e quelli anestetizzati negli animali⁵. Sebbene le registrazioni in animali anestetizzati offrano l'opportunità di valutare LFP con artefatti minimi in stati di sincronizzazione corticale altamente definiti, i risultati differiscono in una certa misura da quelli che possono essere trovati nei soggetti svegli ^6,7,8. Pertanto, è più significativo rilevare l'attività neurale su lunghe scale temporali e grandi scale spaziali in varie malattie in uno stato cerebrale sveglio utilizzando elettrodi impiantati nel cervello. Questo manoscritto fornisce informazioni per i principianti su come realizzare il sistema di micro-drive e impostare i parametri utilizzando un software comune per calcolare i segnali spike e LFP in modo rapido e semplice al fine di avviare la registrazione e l'analisi.

Sebbene la registrazione non invasiva delle funzioni cerebrali, ad esempio utilizzando elettroencefalogrammi (EEG) e potenziali correlati agli eventi (ERP) registrati dal cuoio capelluto, sia stata ampiamente utilizzata negli studi sull'uomo e sui roditori, i dati EEG e ERP hanno basse proprietà spaziali e temporali e, quindi, non possono rilevare i segnali precisi prodotti dall'attività sinaptica dendritica vicina all'interno di una specifica area cerebrale¹. Attualmente, sfruttando la registrazione multicanale negli animali coscienti, l'attività neurale negli strati più profondi del cervello può essere registrata cronicamente e progressivamente impiantando un sistema di micro-drive nel cervello di primati o roditori durante test comportamentali multipli 1,2,3,4,5,6,7,8,9 . In breve, i ricercatori possono costruire un sistema di micro-drive che può essere utilizzato per il posizionamento indipendente degli elettrodi o dei tetrodi per colpire diverse parti del cervello^10,11. Ad esempio, Chang et al. hanno descritto le tecniche per registrare picchi e LFP nei topi assemblando un micro-drive leggero e compatto¹². Inoltre, sono disponibili in commercio sonde al silicio microlavorate con componenti accessori realizzati su misura per la registrazione di più singoli neuroni e LFP nei roditori durante compiti comportamentali¹³. Sebbene siano stati utilizzati vari design per l'assemblaggio di sistemi di microazionamento, questi hanno ancora un successo limitato in termini di complessità e peso dell'intero sistema di microazionamento. Ad esempio, Lansink et al. hanno mostrato un sistema di micro-drive multicanale con una struttura complessa per la registrazione da una singola regione del cervello¹⁴. Sato et al. hanno riportato un sistema di microazionamento multicanale che visualizza una funzione di posizionamento idraulico automatico¹⁵. I principali svantaggi di questi sistemi di microazionamento sono che sono troppo pesanti per consentire ai topi di muoversi liberamente e sono difficili da montare per i principianti. Sebbene la registrazione extracellulare multicanale abbia dimostrato di essere una tecnologia adatta ed efficiente per misurare l'attività neurale durante i test comportamentali, non è facile per i principianti registrare e analizzare i segnali acquisiti dal complesso sistema di micro-drive. Dato che è difficile avviare l'intero processo operativo della registrazione extracellulare multicanale e dell'analisi dei dati in topi che si muovono liberamente^16,17, questo articolo presenta linee guida semplificate per introdurre il processo dettagliato di realizzazione del sistema di micro-drive utilizzando componenti e impostazioni comunemente disponibili; vengono inoltre forniti i parametri presenti nei comuni software per il calcolo dei segnali spike e LFP in modo rapido e diretto. Inoltre, in questo protocollo, il mouse può muoversi liberamente grazie all'uso di un palloncino ad elio, che contribuisce a compensare il peso dell'headstage e del sistema di micro-drive. In generale, nel presente studio, descriviamo come costruire facilmente un sistema di micro-azionamento e ottimizzare i processi di registrazione e analisi dei dati.

Protocollo

Tutti i topi sono stati ottenuti commercialmente e mantenuti in un ciclo di 12 ore di luce/12 ore di buio (luce accesa alle 08:00 ora locale) a una temperatura ambiente di 22-25 °C e un'umidità relativa del 50%-60%. I topi avevano accesso a una fornitura continua di cibo e acqua. Tutti gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le Linee guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio della South China Normal University e approvati dal Comitato Etico Istituzionale per gli Animali. Per gli esperimenti sono stati utilizzati topi maschi C57BL/6J di età compresa tra 3 e 5 mesi.

1. Assemblaggio del sistema di microazionamento

1. Collegare due schede progettate al computer utilizzando due stull e una vite che fissa il micro-drive mobile e collegare il connettore a una scheda (Figura 1A, Bi-iii). Azionare il microazionamento ruotando una vite (0,5 mm/cerchio).
2. Assicurarsi che il microazionamento sia in grado di trasportare due set di otto tubi guida (~3 cm di lunghezza, ~50 μm di diametro interno, ~125 μm di diametro esterno) per ciascun lato della regione MC, quindi tagliarlo alla stessa lunghezza (almeno 15 mm; Figura 1Biv, v).
3. Tagliare 16 fili di Ni-cromo (~5 cm di lunghezza) con un diametro di 35 μm, quindi caricarli successivamente nei tubi guida, quindi applicare la colla per fissarli (Figura 1Bi, vi, vii).
4. Spellare l'isolamento del filo, intrecciare successivamente ogni filo esposto a ciascun pin del connettore seguendo la mappa dei canali, nonché gli elettrodi di riferimento e di terra, quindi rivestire lentamente la vernice conduttrice su ciascun pin (Figura 1Bviii-x).
5. Coprire i pin con resina epossidica (Figura 1Axi, xii), quindi eseguire la doratura tramite un tester di impedenza per ridurre l'impedenza delle punte degli elettrodi a ~350 kOhm (Figura 1Bxiii, xiv). Impostare i parametri del tester di impedenza come segue: −10,08 μA di corrente continua per 1 s con soluzione di doratura, inclusi 5 mM PtCl₄.
6. Infine, sposta il micro-drive verso l'alto ruotando una vite. Controllare le dimensioni complessive del sistema di microazionamento modificato come mostrato nella Figura 1A (circa 15 mm di lunghezza, 10 mm di larghezza, 20 mm di altezza, ~1 g di peso). Controllare le specifiche dettagliate della scheda progettata al computer e del componente mobile nella Figura 1Ai, ii.

2. Impianto di array di elettrodi

1. Sterilizzare i kit chirurgici, indossare guanti sterili e indossare un camice bianco sterile da medico prima dell'inizio dell'operazione.
2. Per gestire il dolore, utilizzare un'iniezione sottocutanea (s.c.) di meloxicam iniettabile (5 mg/kg) per il topo in una camera di induzione. Quindi anestetizzare il topo mediante un'iniezione intraperitoneale (i.p.) di pentobarbital (80 mg/kg) in una camera di induzione^18,19. Applicare una dose supplementare di pentobarbital (20 mg/kg/h) se il riflesso di pizzicamento delle dita dei piedi è ancora presente.
3. Fissare il topo in un apparecchio stereotassico e mantenere la temperatura rettale a 37 °C utilizzando un termoregolatore.
4. Applicare un unguento per gli occhi alla tetraciclina su entrambi gli occhi del topo e cambiare nuovamente i guanti sterili prima dell'intervento chirurgico.
5. Radere il pelo del topo e disinfettare il sito chirurgico con tre cicli alternati di scrub a base di betadine e alcol utilizzando un applicatore sterile con punta di cotone in cerchi concentrici partendo dal centro e spostandosi verso l'esterno (Figura 2i, ii). Praticare una piccola incisione sulla linea mediana (~15 mm) per esporre il cranio. Applicare immediatamente l'1% di lidocaina localmente sui muscoli del collo per alleviare il dolore. Quindi, rimuovere il tessuto residuo con le forbici e pulire il cranio con cotton fioc rivestiti di soluzione fisiologica (Figura 2iii).
6. Utilizzando un microelettrodo di vetro riempito di inchiostro, segnare le posizioni desiderate del MC bilaterale per l'impianto (Figura 2iv, v). Sulla base di un precedente studio 20, le posizioni del MC bilaterale sono le seguenti: 0,74 mm anteriormente al bregma e^1,25 mm lateralmente alla linea mediana.
7. Impiantare quattro viti in acciaio inossidabile (0,8 mm di diametro) per proteggere il sistema di microazionamento, quindi collegare tutte le viti insieme agli elettrodi di riferimento e di terra, quindi coprire con cemento dentale misto per formare le pareti (Figura 2vi-xi).
8. Praticare con cautela due piccoli fori (~1,5 mm²) con un trapano cranico su entrambi i lati sinistro e destro del cranio coordinato nelle regioni MC (Figura 2xii). Utilizzare le coordinate stereotassiche del MC bilaterale: 0,74 mm anteriormente al bregma, 1,25 mm lateralmente alla linea mediana e 0,5 mm ventrale alla dura.
9. Rimuovere con cautela la dura madre dai fori con una pinza fine (Figura 2xiii).
10. Inserire il sistema di microazionamento al centro dei fori utilizzando un micromanipolatore a 10 μm/s (Figura 2xiv-xvii).
11. Riempire la vaselina nelle pareti di cemento dentale dopo aver terminato l'inserimento del sistema di microazionamento (Figura 2xviii).
12. Unire la piastra inferiore del sistema di microazionamento e le pareti del cemento dentale con il cemento dentale misto (Figura 2xix)
13. Lavare l'incisione con soluzione fisiologica seguita da un trattamento locale con un gel contenente lincomicina cloridrato e lidocaina cloridrato per alleviare il dolore post-operatorio.
14. Avvolgere il nastro conduttivo in lamina di rame attorno al sistema di microazionamento impiantato (Figura 2xx).
15. Spostare il topo in una gabbia mantenuta a 31-33 °C e monitorare il topo per il recupero dall'anestesia.
16. Lasciare che i topi si riprendano per 1 settimana con un'alimentazione separata. Controllare e trattare l'incisione con 3 giorni di applicazione continua di un gel contenente lincomicina cloridrato e lidocaina cloridrato.

3. Registrazione multicanale nel MC bilaterale in topi che si muovono liberamente

1. Tieni la testa di un topo sveglio con leggerezza e attenzione. Spostare verso il basso gli array di elettrodi (~0,1 mm di profondità) ruotando la vite sulla parte mobile del sistema di microazionamento (Figura 1Aii) con almeno 1 giorno di anticipo.
2. Tieni la testa del topo sveglio con leggerezza e attenzione. Collegare il centro dell'headstage e un palloncino di elio (riempito con circa 0,02 L di elio) con una filettatura per compensare il peso dell'headstage e del sistema di microazionamento (Figura 3A, B).
3. Acquisisci i segnali grezzi utilizzando gli elettrodi di registrazione e i sistemi multicanale campionando a 30 kHz nel software di registrazione, quindi digitalizza utilizzando un convertitore digitale-analogico (DA) dai sistemi multicanale.
4. Estrarre i segnali LFP dai dati grezzi ricampionando a 10 kHz nel software di registrazione, quindi utilizzare un filtro notch dal software di registrazione per rimuovere il rumore di linea a 50 Hz.
5. Registra i dati grezzi in uno stato stabile da un mouse libero per almeno 60 secondi. Dopo aver terminato la registrazione, rimuovere lentamente il collegamento tra l'headstage e il sistema di microazionamento e riportare il mouse nella sua gabbia principale.
6. Memorizzare i dati registrati nel computer e analizzarli offline (Figura 4 e Figura 5).
7. Dopo aver terminato l'esperimento, eseguire l'eutanasia secondo le linee guida dell'istituto e quindi confermare le posizioni degli elettrodi utilizzando l'alimentatore a 3 V per eseguire una lesione elettrolitica di 1 minuto, seguita dall'esecuzione dell'analisi istologica. Tagliare il cervello del topo in fette da 30 μm utilizzando un microtomo congelante, raccogliere le sezioni MC e quindi acquisire le immagini con un microscopio (Figura 3C, D).

4. Selezione e analisi delle punte

1. Fare clic su File > Apri file > Nev nel software di ordinamento dei picchi per aprire i dati dei picchi campionati a 30 kHz (Figura 4Ai).
2. Fare clic su Info per selezionare il canale non ordinato, quindi selezionare Ordina > Cambia metodo di ordinamento > Usa K-Means. Premere il pulsante Valley-Seeking Sort > K-Means Sorting per ottenere le unità ordinate (Figura 4Aii, iii).
3. Fare clic su File > Salva con nome, salvare i dati dei picchi ordinati con estensione .nev e selezionare File > Esporta dati per forma d'onda per esportare i risultati PCA con un'estensione .txt nome file (Figura 4Aiv).
4. Fare clic su File > Importa dati > Blackrock File nel software per l'analisi dei dati neurofisiologici per aprire il file di picco ordinato (Figura 4Bi).
5. Fare clic su Analisi > Autocorrelazioni per ottenere l'autocorrelogramma per l'unità selezionata, quindi impostare i parametri come segue: il valore minimo X a −0,05 s, il valore massimo X a 0,05 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 4Bii, iii).
6. Caricare i dati dei picchi ordinati, fare clic su Analisi > istogrammi dell'intervallo interspike per ottenere l'istogramma dell'intervallo inter-spike , quindi impostare i parametri come segue: il valore dell'intervallo minimo a 0 s, il valore dell'intervallo massimo a 0,1 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 4Biv, v).
7. Fare clic su Analisi > Correlogrammi incrociati per ottenere il corcorrelogramma incrociato tra due eventi unitari ordinati, quindi impostare gli eventi e i parametri di riferimento come segue: il valore minimo X a −0,1 s, il valore massimo X a 0,1 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 4Bvi, vii).
8. Fare clic su Risultati > Risultati numerici per salvare i risultati dell'autocorrelogram, dell'istogramma dell'intervallo inter-spike e del corlegologramma incrociato con .xls estensioni di file (Figura 4Bviii, ix). Analizza i dati e disegna il grafico.

5. Analisi LFP

1. Fare clic su File Import Data > Blackrock File nel software per l'analisi dei dati neurofisiologici per aprire i dati del segnale continuo campionati a 10 kHz (Figura 5Ai).
2. Fare clic su Analisi > spettro per continuo per analizzare lo spettro di potenza per l'LFP dal canale selezionato. Impostare i parametri come segue: il numero di valori di frequenza a 8.192, il valore di conicità multipla a 3-5, la normalizzazione della percentuale della densità spettrale di potenza totale (PSD) e l'intervallo di frequenza da 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Aii, iii).
3. Fare clic su Analisi > Coerenza per Continuo per analizzare la coerenza di due LFP dai lati sinistro e destro dell'MC. Impostare il canale di riferimento e i parametri come segue: Calcolare a Valori di coerenza, il numero di valori di frequenza a 8.192, il valore di Conicità multipla a 3-5 e l'intervallo di frequenza da 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Aiv, v).
4. Fare clic su Analisi > Corr. con Variabili continue per analizzare la correlazione tra due LFP dai lati sinistro e destro dell'MC. Impostare il canale di riferimento (dati LFP) e i parametri come segue: il valore minimo X a −0,1 s, il valore massimo X a 0,1 s e il valore Bin a 0,001 (Figura 5Avi, vii).
5. Fare clic su Risultati > Risultati numerici per salvare i risultati del PSD, la coerenza e la correlazione con un'estensione .xls del nome file (Figura 5Aviii, ix).
6. Selezionare il canale per il quale è necessario estrarre le tracce rappresentative per ciascuna banda di frequenza, fare clic su Modifica > Filtraggio digitale delle variabili continue per ottenere ciascuna banda di frequenza, quindi impostare i parametri come segue: la risposta di frequenza del filtro come passa-banda, l'implementazione del filtro alla risposta all'impulso infinita (IIR) di Butterworth e il valore dell'ordine del filtro a 2. Infine, impostare l'intervallo di frequenza di interesse (Figura 5Bi-iv).
   NOTA: Le gamme di frequenza utilizzate qui erano le seguenti: delta (δ, 1-4 Hz), theta (θ, 5-12 Hz), beta (β, 13-30 Hz), gamma bassa (γ bassa, 30-70 Hz) e gamma alta (γ alta, 70-100 Hz).
7. Analizza i dati e disegna il grafico.

6. Correlazioni tra il picco e LFP

1. Fare clic su File > Importa dati > file Blackrock nel software per l'analisi dei dati neurofisiologiciper aprire i dati del segnale continuo e i dati dei picchi.
2. Fare clic su Analisi > Analisi di coerenza per analizzare la coerenza tra i picchi e LFP dal canale selezionato. Impostare la variabile di riferimento (temporizzazione del picco) e i parametri come segue: Calcolare i valori di coerenza, il numero di valori di frequenza a 512, il valore di conicità multipla a 3-5 e l'intervallo di frequenza da 1 Hz a 100 Hz (Figura 5Ci, ii).
3. Fare clic su Risultati > Risultati numerici per salvare il risultato della coerenza del campo spike con un'estensione .xls del nome file (Figura 5Ciii, iv).
4. Analizza i dati e disegna il grafico.

Risultati

È stato applicato un filtro passa-alto (250 Hz) per estrarre i picchi multi-unità dai segnali grezzi (Figura 6A). Inoltre, sono state verificate le unità registrate dal MC di un topo normale ordinate per PCA (Figura 7A-D) e sono state registrate la larghezza della valle e la durata della forma d'onda delle unità nel MC del topo. I risultati hanno mostrato che sia l'ampiezza della valle che la durata della forma d'onda dei ne...

Discussione

La registrazione multicanale nei topi che si muovono liberamente è stata considerata una tecnologia utile negli studi di neuroscienze, ma è ancora piuttosto difficile per i principianti registrare e analizzare i segnali. Nel presente studio, forniamo linee guida semplificate per la realizzazione di sistemi di micro-azionamento e l'esecuzione dell'impianto di elettrodi, nonché procedure semplificate per l'acquisizione e l'analisi dei segnali elettrici tramite software di smistamento dei picchi e software per l...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
2.54 mm pin header	YOUXIN Electronic Co., Ltd.	1 x 5	Applying for the movable micro-drive which can slide on its stulls.
Adobe Illustrator CC 2017	Adobe	N/A	To optimize images from GraphPad.
BlackRock Microsystems	Blackrock Neurotech	Cerebus	This systems includes headsatge, DA convert, amplifier and computer.
Brass nut	Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.	M0.8 brass nut	The nut fixes the position of screw.
Brass screw	Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.	M0.8 x 11 mm brass screw	A screw that hold the movable micro-drive.
C57BL/6J	Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD.	N/A	12 weeks of age.
Centrifuge tube	Biosharp	15 mL; BS-150-M	To store mice brain with sucrose sulutions.
Conducting paint	Structure Probe, Inc.	7440-22-4	To improve the lead-connecting quality between connector pins and Ni-wires.
Conductive copper foil tape	3M	1181	To reduce interferenc.
Connector	YOUXIN Electronic Co., Ltd.	2 x 10P	To connect the headtage to micro-drive system.
DC Power supply	Maisheng	MS-305D	A power device for  electrolytic lesion.
Dental cement	Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.	N/A	To fix the electrode arrays on mouse's skull after finishing the implantation.
Digital analog converter	Blackrock	128-Channel	A device that converts digital data into analog signals.
Epoxy resin	Alteco	N/A	To cover pins.
Excel	Microsoft	N/A	To summarize data after analysis.
Eye scissors	JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.	N/A	For surgery or cutting the Ni-chrome wire.
Fine forceps	JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.	N/A	For surgery.
Forceps	JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.	N/A	For surgery or assembling the mirco-drive system.
Freezing microtome	Leica	CM3050 S	Cut the mouse’s brain into slices
Fused silica capillary tubing	Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd.	TSP050125	To  serve as the guide tubes for Ni-chrome wires.
Glass microelectrode	Sutter Instrument Company	BF100-50-10	To mark the desired locations for implantation using the filled ink.
GraphPad Prism 7	GraphPad Software	N/A	To analyze and visualize the results.
Guide-tube	Polymicro technologies	1068150020	To load Ni-chrome wires.
Headstage	Blackrock	N/A	A tool of transmitting signals.
Helium balloon	Yili Festive products Co., Ltd.	24 inch	To offset the weight of headstage and micro-drive system.
Ink	Sailor Pen Co.,LTD.	13-2001	To mark the desired locations for implantation.
Iodine tincture	Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.	N/A	To disinfect mouse's scalp.
Lincomycin in Hydrochloride and Lidocaine  hydrochloride gel	Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd.	10g	A drug used to reduce inflammation.
Meloxicam	Vicki Biotechnology Co., Ltd.	71125-38-7	To reduce postoperative pain in mice.
Micromanipulators	Scientifica	Scientifica IVM Triple	For electrode arrays implantation.
Microscope	Nikon	ECLIPSE Ni-E	Capture the images of brain sections
nanoZ impedance tester	Plexon	nanoZ	To measure impedance or performing electrode impedance spectroscopy (EIS) for multichannel microelectrode arrays.
NeuroExplorer	Plexon	NeuroExplorer	A tool for analyzing the electrophysiological data.
NeuroExplorer	Plexon, USA	N/A	A software.
Ni-chrome wire	California Fine Wire Co.	M472490	35 μm Ni-chrome wire.
Offline Sorter	Plexon	Offline Sorter	A tool for sorting the recorded multi-units.
PCB board	Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd.	N/A	Computer designed board.
Pentobarbital	Sigma	P3761	To anesthetize mice.
Pentobarbital sodium	Sigma	57-33-0	To anesthetize the mouse.
Peristaltic pump	Longer	BT100-1F	A device used for perfusion
Polyformaldehyde	Sangon Biotech	A500684-0500	The main component of fixative solution for fixation of mouse brains
PtCl4	Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd.	13454-96-1	Preparation for gold plating liquid.
Saline	Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.	N/A	To clean the mouse's skull.
Silver wire	Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd.	2 mm diameter	Applying for ground and reference electrodes.
Skull drill	RWD Life Science	78001	To drill carefully two small holes on mouse's skull.
Stainless steel screws	YOUXIN Electronic Co., Ltd.	M0.8 x 2	To protect the micro-drive system and link the ground and reference electrodes.
Stereotaxic apparatus	RWD Life Science	68513	To perform the stereotaxic coordinates of bilateral motor cortex.
Sucrose	Damao	57-50-1	To dehydrate the mouse brains  after perfusion.
Super glue	Henkel AG & Co.	PSK5C	To fix the guide tube and Ni-chrome wire.
Temperature controller	Harvard Apparatus	TCAT-2	To maintain mouse's rectal temperature at 37°C
Tetracycline eye ointment	Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.	N/A	To protect the mouse's eyes during surgery.
Thread	Rapala	N/A	To link ballon and headstage.
Vaseline	Unilever plc	N/A	To cover the gap between electrode arrays and mouse's skull.