Modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica trattata con cerotto di collagene carico di esosomi e innesto di bypass aortocoronarico off-pump

Riepilogo

Questo studio presenta un modello suino chirurgico di ischemia miocardica cronica dovuta a stenosi progressiva dell'arteria coronaria, con conseguente compromissione della funzione cardiaca senza infarto. Dopo l'ischemia, gli animali vengono sottoposti a trapianto di bypass aortocoronarico off-pump con posizionamento epicardico di cerotti di collagene carichi di esosomi derivati da cellule staminali. Questa terapia aggiuntiva migliora la funzione miocardica e il recupero.

Abstract

L'ischemia miocardica cronica derivante dalla stenosi progressiva dell'arteria coronaria porta al miocardio in letargo (HIB), definito come miocardio che si adatta alla ridotta disponibilità di ossigeno riducendo l'attività metabolica, prevenendo così il danno irreversibile dei cardiomiociti e l'infarto. Questo è distinto dall'infarto del miocardio, poiché l'HIB ha il potenziale per il recupero con la rivascolarizzazione. I pazienti con malattia coronarica significativa (CAD) soffrono di ischemia cronica, che li mette a rischio di insufficienza cardiaca e morte improvvisa. L'intervento chirurgico standard per la CAD grave è la chirurgia di bypass aortocoronarico (CABG), ma è stato dimostrato che è una terapia imperfetta, ma non esistono terapie aggiuntive per recuperare i miociti adattati all'ischemia cronica. Per colmare questa lacuna, è stato utilizzato un modello chirurgico di HIB che utilizza carne suina che è suscettibile di CABG e imita lo scenario clinico. Il modello prevede due interventi chirurgici. Il primo intervento prevede l'impianto di un costrittore rigido di 1,5 mm sull'arteria discendente anteriore sinistra (LAD). Man mano che l'animale cresce, il costrittore provoca gradualmente una stenosi significativa con conseguente riduzione della funzione sistolica regionale. Una volta che la stenosi raggiunge l'80%, il flusso e la funzione del miocardio sono compromessi, creando HIB. Viene quindi eseguita una CABG off-pump con l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) per rivascolarizzare la regione ischemica. L'animale si riprende per un mese per consentire un miglioramento ottimale del miocardio prima del sacrificio. Ciò consente studi fisiologici e tissutali di diversi gruppi di trattamento. Questo modello animale dimostra che la funzione cardiaca rimane compromessa nonostante il CABG, suggerendo la necessità di nuovi interventi aggiuntivi. In questo studio, è stato sviluppato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da cellule staminali mesenchimali (MSC), che può essere applicato chirurgicamente alla superficie epicardica distale all'anastomosi LIMA. Il materiale è conforme all'epicardio, è assorbibile e fornisce l'impalcatura per il rilascio prolungato dei fattori di segnalazione. Questa terapia rigenerativa può stimolare il recupero miocardico che non risponde alla sola rivascolarizzazione. Questo modello si traduce in ambito clinico fornendo mezzi di esplorazione fisiologica e meccanicistica per quanto riguarda il recupero nell'HIB.

Introduzione

A livello globale, la CAD grave colpisce oltre cento milioni di pazienti e, sebbene il tasso di mortalità sia diminuito, rimane una delle principali cause di morte ^1,2. La CAD ha un ampio spettro clinico, dall'infarto del miocardio (IM) all'ischemia, con vitalità preservata. La maggior parte della ricerca pre-clinica si concentra sull'infarto miocardico, caratterizzato dalla presenza di tessuto infartuato come è possibile studiare in modelli animali di piccole e grandi dimensioni. Tuttavia, tale modello non si rivolge ai pazienti con vitalità conservata e suscettibili di rivascolarizzazione. La maggior parte dei pazienti sottoposti a CABG ha una diminuzione dell'afflusso di sangue e una funzione limitata, pur mantenendo la variabilità nella riserva contrattile e nella vitalità³. Senza trattamento, questi pazienti possono progredire verso l'insufficienza cardiaca avanzata e la morte improvvisa, specialmente durante l'aumento del carico di lavoro⁴. Tra questi pazienti, l'innesto di bypass aortocoronarico (CABG) è una terapia efficace, ma potrebbe non portare a un recupero funzionale completo⁵. È importante sottolineare che la disfunzione diastolica, che è un marker per esiti clinici peggiori, non riesce a riprendersi dopo la rivascolarizzazione, suggerendo la necessità di nuove terapie adiuvanti durante il CABG ^6,7. Attualmente, non ci sono interventi adiuvanti clinicamente disponibili utilizzati con CABG per ripristinare i cardiomiociti alla piena capacità funzionale. Si tratta di una grave lacuna terapeutica, dato che molti pazienti progrediscono verso un'insufficienza cardiaca avanzata nonostante un'appropriata rivascolarizzazione⁸.

È stato creato un modello suino innovativo di ischemia miocardica cronica suscettibile di CABG, per imitare l'esperienza clinica della CAD⁹. I suini forniscono un buon modello di cardiopatia rispetto ad altri animali di grandi dimensioni in quanto non hanno collaterali di ponte epicardico, quindi la stenosi del LAD da sola provoca ischemia regionale¹⁰. In questo studio sono state utilizzate femmine di maiali Yorkshire di 16 settimane. In questo modello, il LAD è stato rivascolarizzato con CABG off-pump utilizzando l'innesto dell'arteria mammaria interna sinistra (LIMA) (Tabella supplementare 1). L'intervento coronarico percutaneo (PCI) non è possibile aprire la stenosi poiché il costrittore è un dispositivo rigido. La risonanza magnetica cardiaca (MRI) viene utilizzata per valutare la funzione globale e regionale, l'anatomia coronarica e la vitalità tissutale. L'analisi della risonanza magnetica cardiaca ha mostrato che la funzione diastolica, caratterizzata da un picco di riempimento (PFR), rimane compromessa nonostante il CABG⁶. Il meccanismo della disfunzione diastolica è probabilmente correlato alla compromissione della bioenergetica mitocondriale e alla formazione di collagene nell'HIB che persistono dopo CABG¹¹.

Le cellule staminali mesenchimali (MSC) forniscono una segnalazione terapeutica attraverso gli esosomi per migliorare il recupero miocardico quando applicate durante il CABG. In questo modello suino e in studi paralleli in vitro , è stato dimostrato che il posizionamento di un cerotto epicardico MSC vicryl durante il CABG recupera la funzione contrattile con l'aumento delle proteine mitocondriali chiave, vale a dire PGC-1α¹², un importante regolatore del metabolismo energetico mitocondriale¹³. Il modello in vitro ci ha permesso di studiare il meccanismo di segnalazione delle MSC sulla compromissione della funzione mitocondriale. Gli esosomi sono microvescicole stabili secrete (50-150 nm) che contengono proteine o acidi nucleici, inclusi i microRNA (miRNA)¹⁴. Recenti dati in vitro suggeriscono che gli esosomi derivati da MSC sono un importante meccanismo di segnalazione necessario per il recupero della respirazione mitocondriale.

Gli esosomi derivati da cellule staminali sono promettenti per terapie aggiuntive in quanto sono facilmente accessibili, possono essere prodotti commercialmente e mancano di conflitti etici. In considerazione della traduzione clinica, è stato creato un cerotto di collagene incorporato con esosomi derivati da MSC che può essere suturato chirurgicamente nella regione di ibernazione del miocardio. È stato dimostrato che c'è una consegna sostenuta di esosomi utilizzando questo cerotto e fornisce una terapia rigenerativa senza cellule con meccanismo di segnalazione paracrina che mira al recupero mitocondriale e migliora la biogenesi mitocondriale¹⁵. Questa procedura fornisce il modello pre-clinico per studiare l'impatto delle terapie derivate dalle MSC per migliorare la funzione cardiaca attraverso il potenziamento della funzione mitocondriale e la riduzione dell'infiammazione al momento della rivascolarizzazione e invertire gli adattamenti miocitari all'ischemia cronica.

In questo studio, viene mostrato un metodo chirurgico di CABG off-pump che utilizza l'anastomosi da LIMA a LAD per bypassare l'area della stenosi prossimale LAD che imita il trattamento standard per i pazienti con CAD. Come terapia aggiuntiva con CABG, è stata dimostrata l'applicazione chirurgica di un cerotto di collagene incorporato in esosomi derivati da MSC sulla regione ischemica del miocardio. Questo modello chirurgico può essere utilizzato per studiare le risposte fisiologiche all'effetto paracrino osservate con l'uso di un cerotto esosomiale e i meccanismi molecolari di recupero.

Protocollo

I comitati istituzionali per la cura e l'uso degli animali (IACUC) del Minneapolis VA Medical Center e dell'Università del Minnesota hanno approvato tutti gli studi sugli animali. Sono state seguite le attuali linee guida del National Institutes of Health (NIH) per l'uso e la cura degli animali da laboratorio.

1. Isolamento di cellule staminali mesenchimali e preparazione e caratterizzazione degli esosomi

1. Isolamento di cellule staminali mesenchimali (MSC) derivate dal midollo osseo
   1. Prelevare 30-50 ml di midollo osseo sterile dallo sterno o dalla tibia di una femmina di suino Yorkshire Landrace di 20 settimane. Per fare ciò, introdurre un ago interosseo da 25 mm 15G nello sterno o nella tibia e aspirare il campione in una siringa da 60 ml con 10 ml di eparina.
      NOTA: Per ulteriori dettagli sulla raccolta del midollo osseo fare riferimento a Pittenger et al. e Hocum-Stone et ^al.12,16.
   2. In breve, far passare il campione di midollo osseo attraverso una provetta Vacutainer CPT con eparina per 30 minuti a 1800 x g.
   3. Rimuovere il buffy coat contenente le cellule mononucleate e lavare con la soluzione salina bilanciata di Hank. Cellule mononucleate in pellet mediante centrifugazione e risospensione in terreno di crescita (10% siero fetale bovino [FBS]).
   4. Trasferire le cellule mononucleate in matracci di coltura cellulare per una crescita aderente. Isolare le MSC dalla frazione mononucleare per la loro natura aderente.
   5. Lavare tutte le non MSC entro 24 ore, lasciando un monostrato di MSC nel pallone di coltura tissutale. Confermare il fenotipo delle MSC mediante citometria a flusso, garantendo la negatività per CD45, un marcatore ematopoietico, e la positività per CD90 e CD105, marcatori delle MSC.
2. Preparazione e caratterizzazione di esosomi da cellule staminali mesenchimali suine
   1. Seme 1 x 10⁴ cardiomiociti di ratto H9C2 e coltura in 1x DMEM+ 10% FBS e 1x Pen/streptococco. Seme: 2 x 10,⁴ MSC suine in DMEM avanzato + 5% FBS e 1x Pen/streptococco.
   2. Una volta che entrambe le linee cellulari sono confluenti almeno all'80%, cambiare il terreno con terreno H9C2 e MSC impoverito di esosomi.
   3. Esporre i cardiomiociti H9C2 a una lieve ipossia (1% O₂ per 24 ore). Rimuovere i flaconi dall'ipossia dopo 24 ore e pipettare il terreno H9C2.
   4. Rimuovere ed eliminare il terreno MSC dal pallone MSC. Aggiungere il terreno H9C2 purificato al pallone MSC. Incubare il matraccio per 6 ore in condizioni normossiche (5% CO₂ , 20% O₂ e 37 °C).
   5. Estrarre gli esosomi dal terreno condizionato in co-coltura utilizzando il reagente per l'isolamento totale degli esosomi seguendo le istruzioni del produttore.
   6. Verificare l'identificazione degli esosomi mediante rilevamento western blot di proteine esosomiali comuni con anticorpi contro CD-63 (1:1000)¹⁷.
   7. Eseguire l'analisi di tracciamento delle nanoparticelle (NTA) per quantificare gli esosomi e la valutazione delle dimensioni delle nanoparticelle e della loro distribuzione. Per fare ciò, sciogliere la proteina totale (50 μg) degli esosomi in 500 μL di PBS per determinare la concentrazione e la distribuzione dimensionale degli esosomi utilizzando l'analizzatore di tracciamento delle nanoparticelle.
   8. Analizza i dati utilizzando un software di tracciamento delle nanoparticelle.

2. Intervento chirurgico di bypass aortocoronarico fuori dalla pompa

1. Preparazione degli animali
   1. Pesare l'animale (maiali femmina Yorkshire-Landrace di 16 settimane) 3 giorni prima dell'intervento chirurgico. Digiunare l'animale per 12 ore prima dell'intervento chirurgico e avere accesso all'acqua durante il digiuno.
   2. Somministrare buprenorfina 0,18 mg/kg per via intramuscolare 2-4 ore prima dell'intervento.
2. Induzione dell'animale
   1. Sedare l'animale somministrando un'iniezione intramuscolare di 6,6 mg/kg di tiletamina-zolazepam/xilazina.
   2. Attendere 15 minuti per garantire un'adeguata sedazione valutando il tono della mandibola seguito dal posizionamento del catetere 22G nella vena dell'orecchio centrale.
      NOTA: Un'altra vena periferica può essere presa in considerazione (cioè la vena cefalica) se la vena dell'orecchio è inadeguata.
   3. Somministrare un unguento oftalmico per via topica su ciascun occhio. Somministrare 1-2 mg/kg di propofol per via endovenosa per indurre l'anestesia generale. Il tono della mandibola riflette in modo più affidabile la profondità dell'anestesia e deve essere valutato durante tutta la procedura.
   4. Intubare l'animale con un tubo endotracheale di dimensioni adeguate.
3. Chirurgia
   1. Radere lo sterno e l'inguine dell'animale in preparazione alla procedura chirurgica.
   2. Impostare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto, ossigeno 1-4 L/min e isoflurano 1,0-3,0% secondo necessità per mantenere l'anestesia profonda per l'intervento chirurgico. Verificare l'assenza di riflesso oculare o mascellare per confermare l'anestesia profonda.
   3. Apparecchiature di monitoraggio della posizione (elettrocardiogramma, CO₂ di fine espirazione, frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, pressione sanguigna e temperatura) sull'animale.
   4. Collegare il catetere endovenoso a una sacca di soluzione salina normale o di ringer del lattato per somministrare continuamente i liquidi di mantenimento.
   5. Preparare la pelle utilizzando una tecnica asettica con scrub allo iodio povidone e soluzione 3x per un'adeguata sterilità e per ridurre al minimo il rischio di infezione del sito chirurgico.
   6. Somministrare la lidocaina per via intravascolare (dose di carico di 2 mg/kg o infusione continua alla dose di 50 mcg/kg/min) per prevenire le aritmie.
   7. Posizionare l'animale dorsalmente e coprirlo con asciugamani sterili.
   8. Eseguire l'asportazione dell'arteria femorale sinistra o destra per il posizionamento della linea arteriosa con la tecnica Seldinger, quindi collegare il catetere al trasduttore per il monitoraggio continuo della pressione sanguigna al momento dell'intervento chirurgico.
   9. Utilizzare l'elettrocauterizzazione monopolare per eseguire un'incisione di 20 cm che si estende dalla tacca sternale prossimalmente fino al processo xifoide distalmente e per incidere strati di muscoli, grasso sottocutaneo e tessuto connettivo fino allo sterno.
   10. Eseguire la sternotomia mediana utilizzando una sega oscillante.
       NOTA: La sega standard viene evitata per la sternotomia ripetuta in quanto comporta un rischio maggiore di lesioni miocardiche dovute a precedenti aderenze pericardiche dalla procedura di toracotomia sinistra eseguita per posizionare il costrittore LAD.
   11. Dividere la placca sternale posteriore usando un paio di forbici. Utilizzare un divaricatore toracico specializzato per un'adeguata visualizzazione del mediastino.
   12. Sezionare le aderenze utilizzando l'elettrocauterizzazione monopolare o le forbici Metzenbaum. Sezionare con cura il muscolo peristernale e il grasso per esporre l'arteria mammaria interna sinistra (LIMA).
   13. Una volta che LIMA è esposto lateralmente al bordo sternale, separarlo delicatamente dalla parete toracica utilizzando una dissezione smussata con punta per elettrocauterizzazione. Utilizzare il LIMA come innesto scheletrato.
   14. Iniziare la dissezione a livello del 3^° spazio intercostale. Sollevare delicatamente il bordo sternale sinistro per una visualizzazione ottimale.
   15. Utilizzare una trazione delicata sull'avventizia per esporre i rami arteriosi e venosi di LIMA. Tagliare il lato LIMA dei rami usando le emoclibi e cauterizzare il lato della parete toracica dei rami.
       NOTA: Prestare attenzione a non cauterizzare la clip sul LIMA, poiché ciò potrebbe causare il restringimento del condotto.
   16. Una volta che un segmento iniziale di LIMA è stato mobilizzato, continuare la dissezione prossimalmente verso il livello della vena succlavia e distalmente fino alla biforcazione LIMA.
   17. Una volta terminata la dissezione, somministrare eparina per via endovenosa alla dose di 100-300 U/kg. Attendere 3 minuti dopo la somministrazione dell'eparina.
   18. Dopo 3 minuti, tagliare l'estremità distale del LIMA, appena prima del livello della biforcazione del LIMA, e dividere il condotto. Cuci l'estremità distale con una fascetta di sutura in seta 2-0 gratuita.
   19. Preparare l'estremità prossimale per l'innesto. Ispezionare visivamente la qualità del flusso lasciando sanguinare l'innesto per alcuni secondi.
   20. Clamp delicatamente l'estremità distale del condotto LIMA con una pinza bulldog atraumatica per evitare sanguinamento. Aprire il pericardio con una T rovesciata praticando un'incisione di circa 5-6 cm. Posizionare le suture di misura 3-0 sul pericardio per la trazione su entrambi i lati della fessura.
   21. Stabilizzare il LAD con nastri di retrazione in silicone e stabilizzatore tissutale, che è fissato al divaricatore sternale. Eseguire un'arteriotomia nell'arteria LAD distale alla stenosi (causata dalla banda costrittrice) con una lama a 11 lame ed estendere con una forbice per iride.
   22. Posizionare uno shunt coronarico di dimensioni adeguate nel LAD. Eseguire l'anastomosi da LIMA a LAD con sutura non assorbibile 7-0 utilizzando una tecnica di bypass off-pump. Rilasciare l'occlusore bulldog sul LIMA e confermare l'emostasi.
4. Preparazione di un cerotto esosomico derivato da cellule staminali mesenchimali (MSC)
   1. Dopo aver isolato con successo gli esosomi dalle MSC, sospendere circa 3 x 10⁸ esosomi in 3 mL di soluzione fisiologica normale e aggiungerli alla spugna di collagene.
   2. Portare 3 mL di sospensione di esosomi a temperatura ambiente a circa 22 °C per 10 min. Metti 2 spugne collage riassorbibili (ciascuna 1,27 cm x 2,54 cm) in una capsula di Petri media.
   3. Utilizzare una siringa da 5 ml con un ago da 18 G per miscelare delicatamente la sospensione dell'esosoma. Pipettare lentamente 1,5 ml di sospensione su ciascuna spugna di collagene e attendere 5 minuti per il completo assorbimento.
5. Posizionamento del cerotto dell'esosoma
   1. Posizionare la spugna carica di esosomi capovolta sulla regione di ibernazione del cuore, che è l'epicardio della regione del setto anteriore nella distribuzione della LAD.
   2. Posizionare delicatamente due spugne per coprire la regione di ibernazione del cuore. Usa una rete di polyglactin da 3,5 cm x 1,0 cm per coprire ogni spugna di collagene.
   3. Cuci la rete sull'epicardio con sottili suture interrotte 7-0.
6. Posizionamento del tubo toracico
   1. Posizionare un tubo toracico attraverso un'incisione di pugnalata separata, vicino all'aspetto inferiore dell'incisione della sternotomia. Posizionare con cautela il tubo toracico sulla parte anteriore del cuore.
   2. Una volta che il tubo è in posizione, posizionare una sutura a corda di borsa con sutura 3-0 utilizzando un punto materasso orizzontale per consentire la chiusura della ferita al momento della rimozione del tubo.
   3. Il tubo toracico viene mantenuto fino alla completa chiusura del torace.
7. Chiusura sul petto
   1. Approssimare lo sterno con punti di sutura non assorbibili utilizzando uno schema a forma di otto. Somministrare 1 mg/kg di bupivacaina per via intramuscolare lungo l'intera lunghezza dell'incisione.
      NOTA: La sutura viene utilizzata al posto dei fili per evitare interferenze con l'imaging MRI.
   2. Chiudere gli strati di muscoli e pelle nel modo standard utilizzando rispettivamente la sutura assorbibile 2-0 e 3-0.
   3. Eseguire l'apnea e l'aspirazione per evacuare tutta l'aria dalla cavità toracica. Monitorare con cautela la pressione delle vie aeree sul ventilatore e mantenere la pressione tra 15-22 mmHg e rilasciarla al termine.
   4. Una volta che tutta l'aria è stata evacuata, rimuovere il tubo toracico mentre si chiude la ferita utilizzando la sutura a corda della borsa. Applicare la colla adesiva localmente per coprire l'incisione sternale.
8. Assistenza post-operatoria dopo l'intervento chirurgico
   1. Svezzare gradualmente l'animale dal ventilatore mentre l'incisione cutanea viene chiusa. Assicurarsi che l'animale sia in grado di respirare spontaneamente e proteggere i riflessi prima di scollegare l'animale dall'attrezzatura per anestesia.
   2. Rimuovere il tubo endotracheale dopo aver verificato che l'animale è in grado di proteggere le sue vie aeree. Coprire l'incisione cutanea con una medicazione sterile e non aderente incorporata con unguento antibiotico per ridurre al minimo l'infezione del sito chirurgico.
   3. Continuare a monitorare i segni vitali tra cui frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, temperatura corporea ogni 15 minuti fino a quando l'animale non è in grado di mantenere la sua posizione senza assistenza.
   4. Assicurarsi che l'animale non venga lasciato incustodito fino a quando non è in grado di sollevare e tenere la testa alta e può stare in piedi senza assistenza. Somministrare meloxicam alla dose di 0,2 mg/kg per via sottocutanea prima di trasportare l'animale all'unità di recupero.
   5. Trasportare l'animale all'unità di recupero quando l'animale è stabile. Mantenere la medicazione del sito chirurgico sull'incisione fino al giorno 3 postoperatorio. Sostituire la medicazione se si sporca.
   6. Continuare a monitorare il livello del dolore, l'incisione cutanea e il benessere generale dell'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento. Somministrare mezza dose di meloxicam (0,1 mg/kg) al bisogno una volta al giorno per il dolore intenso.
   7. Alloggiare l'animale per i primi 5 giorni dopo l'intervento chirurgico mentre le incisioni guariscono per ridurre il rischio di infezione del sito chirurgico da parte di un altro animale. Rimettere l'animale in un alloggio di gruppo dopo 5 giorni.
   8. Segnalare eventuali complicazioni o cambiamenti nelle condizioni dell'animale (febbre, ascite, perdita di peso, inappetenza, ecc.) al veterinario o al personale competente.

3. Angiografia coronarica con accesso femorale

1. Fissare l'animale sul tavolo operatorio in decubito dorsale. Iniziare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minuto. Impostare l'ossigeno a 2-4 L/min, l'isoflurano all'1% e al 4%, secondo necessità per mantenere un piano di anestesia profondo.
2. Posizionare gli elettrocateteri ECG sull'arto dell'animale per monitorare il ritmo cardiaco. Valutare l'animale per la profondità dell'anestesia. Considera l'animale profondamente anestetizzato quando il riflesso dell'occhio o della mandibola è assente.
3. Pulisci la zona del torace e del collo con uno scrub allo iodio povidone e poi copri l'animale con degli asciugamani.
4. Accedere all'arteria femorale tramite taglio chirurgico ed esporre l'arteria e la vena femorale. Praticare un'incisione longitudinale di 1-2 mm con una lama n. 11 nell'arteria femorale e incannulare l'arteria utilizzando una guaina introduttrice da 11 Fr nel lume del vaso.
5. Dopo aver ottenuto l'accesso, far avanzare il catetere per eseguire l'angiografia coronarica per valutare la pervietà anatomica dell'innesto LIMA-LAD.

Risultati

Dopo la rivascolarizzazione, viene eseguita un'angiografia coronarica per valutare la stenosi LAD (superiore all'80%) e la pervietà dell'innesto LIMA-LAD (Figura 1). Quattro settimane dopo l'intervento chirurgico di rivascolarizzazione e il posizionamento del cerotto di collagene carico di esosomi, viene eseguita la risonanza magnetica cardiaca per valutare la funzione sistolica e diastolica del cuore a riposo e sotto sforzo utilizzando un'infusione di dobutamina a basso dosaggio a 5 μg/kg...

Discussione

Questo studio presenta il primo modello suino di miocardio cronicamente ischemico, in cui è stato dimostrato che il trattamento con un cerotto di collagene carico di esosomi derivato da MSC durante la rivascolarizzazione chirurgica recupera la funzione diastolica e sistolica dopo la stimolazione inotropa, potenzialmente mirando al recupero mitocondriale. In precedenza, è stato dimostrato che in un modello animale di HIB di grandi dimensioni la funzione diastolica e sistolica, misurata mediante risonanza magnetica cardi...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
5 Ethibond	Ethicon	MG46G	Suture
# 40 clipper blade	Oster	078919-016-701	Remove hair from surgery sites
0 Vicryl	Ethicon	J208H	Suture
1 mL Syringe	Medtronic/Covidien	1188100777	Administer injectable agents
1" medical tape	Medline	MMM15271Z	Secure wound dressing and IV catheters
1000mL 0.9% Sodium chloride	Baxter	2B1324X	IV replacement fluid
12 mL Syringe	Medtronic/Covidien	8881512878	Administer injectable agents
18 ga needles	BD	305185	Administration of injectable agents
20 ga needles	BD	305175	Administration of injectable agents
20 mL Syringe	Medtronic/Covidien	8881520657	Administer injectable agents
2-0 Vicryl	Ethicon	J317H	Suture
250 mL 0.9% saline	Baxter	UE1322D	Replacement IV Fluid
3 mL Syinge	Medtronic/Covidien	1180300555	Administer injectable agents
3-0 Vicryl	Ethicon	VCP824G	Suture
36” Pressure monitoring tubing	Smith’s Medical	MX563	Connect art. Line  to transducer
4.0 mm ID endotracheal tube	Medline	DYND43040	Establish airway for Hibernation
4-0 Tevdek II Strands	Deknatel	7-922	Suture to secure constrictor around LAD
48” Pressure monitoring tubing	Smith’s Medical	MX564	Connect art. Line  to transducer
500mL 0.9% Sodium chloride	Baxter	2B1323Q	Drug delivery, Provide mist for Blower Mister
6  mL Syringe	Medtronic/Covidien	1180600777	Administer injectable agents
6.0 mm ID endotracheal tube	Mallinckrodt	86049	Establish airway for Revasc,MRI and Termination
6.5 mm ID endotracheal tube	Medline	DYND43065	Establish airway for Revasc,MRI and Termination
6” pressure tubing line	Smith’s Medical	MX560	Collect bone marrow
60 mL Syringe	Medtronic/Covidien	8881560125	Administer injectable agents
7.0 mm ID endotracheal tube	Medline	DYND43070	Establish airway for Revasc,MRI and Termination
7-0 Prolene	Ethicon	M8702	Suture
Advanced DMEM (1X)	ThermoFisher Scientific	12491023
Alcohol Prep pads	MedSource	MS-17402	Skin disinfectant
Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Unit	Millipore Sigma	UFC910024
Anesthesia Machine	Drager	Fabious Trio	maintains general anesthesia
Anesthesia Machine + ventilator	DRE Drager- Fabius Tiro	DRE0603FT	Deliver Oxygen and inhalant to patient
Anesthesia Monitor	Phillips  Intellivue	MP70	Multiparameter for patient safety
Arterial Line Kit	Arrow	ASK-04510-HF	Femoral catheter for blood pressure monitoring
Artificial Tears	Rugby	0536-1086-91	Lubricate eyes to prevent corneal drying
Bair Hugger	3M	Model 505	Patient Warming system
Basic pack	Medline	DYNJP1000	Sterile drapes and table cover
Blood Collection Tubes- green top	Fisher Scientific	02-689-7	Collect microsphere blood samples
Blower Mister Kit	Medtronic/Covidien	22120	Clears surgical field for vessel anastomosis
BODIPY TR Ceramide	ThermoFisher Scientific	D7540
Bone marrow needle- 25mm 15 ga IO needle	Vidacare	9001-VC-005	Collect bone marrow
Bone Wax	Medline	ETHW31G	Hemostasis of cut bone
Bovie Cautery hand piece	Covidien	E2516	Hemostasis
Bupivicaine	Pfizer	00409-1161-01	Local Anesthetic
Buprenorphine 0.3 mg/mL	Sigma Aldrich	B9275	Pre operative Analgesic for survivial procedures
Cell Scrapers	Corning	353085
Cephazolin 1 gr	Pfizer	00409-0805-01	Antibiotic
Chest Tube	Covidien	8888561043	Evacuates air from chest cavity
Cloroprep	Becton Dickenson	260815	Surgical skin prep
Corning bottle-top vacuum Filter System (500mL)	Millipore Sigma	430758
CPT tube	BD	362753	MSC isolation from bone marrow
Delrin Constrictor	U of MN	Custom made	Creates stenosis of LAD
Dermabond	Ethicon	DNX12	Skin adhesive
DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES	ThermoFisher Scientific	12430062
Dobutamine 12.5 mg/mL	Pfizer	00409-2344-01	Increases blood pressure and heart rate during the second microsphere blood collection
ECG Pads	DRE	1496	Monitor heart rhythm
Exosome-Depleted FBS	ThermoFisher Scientific	A2720801
Falcon Disposable Polystyrene Serological Pipets, Sterile, 10mL	Fisher Scientific	13-675-20
Femoral and carotid introducer	Cordis- J&J	504606P	femoral and carotis cannulas
Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated, Gibco FBS	ThermoFisher Scientific	16140089
Flo-thru 1.0	Baxter	FT-12100	used to anastomos LIMA to L
Flo-thru 1.25	Baxter	FT-12125	FT-12125
Flo-thru 1.5	Baxter	FT-12150	FT-12150
Flo-thru 2.0	Baxter	FT-12200	FT-12200
GlutaMAX Supplement	ThermoFisher Scientific	35050061
Hair Clipper	Oster	078566-011-002	Remove hair from surgery sites
Helistat collagen sponge	McKesson	570973 1690ZZ	Sponge for embedding exosomes
Heparin	Pfizer	0409-2720-03	anticoaggulant
Histology Jars	Fisher Scientific	316-154	Formalin for tissue samples
HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS)	Cytiva	SH30071.03
Hypafix	BSN Medical	4210	Secure wound dressing and IV catheters
Isoflurane	Sigma Aldrich	CDS019936	General Anesthestic- Inhalant
IV Tubing for Blower Mister	Carefusion	42493E	Adapts to IV Fluids for Blower/Mister
Jelco 18 ga IV catheter	Smiths medical	4054	IV access in Revasc, MRI and Term
Lidocaine 2%	Pfizer	00409-4277-01	Local Anesthetic/ antiarrthymic
Ligaclips	Ethicon	MSC20	Surgical Staples for LIMA takedown
Long blade for laryngoscope	DRE	12521	Allows for visualization of trachea for intubation
Meloxicam 5 mg/mL	Boehringer Ingelheim	141-219	Post operative Analgesic
Microsphere pump			Collect blood samples from femoral introducer
Monopolar Cautery	Covidien	Valleylab™ FT10	Hemostasis
Nanosight NS 300	Malvern Panalytical	MAN0541-03-EN
NTA 3.1.54 software	Malvern Panalytical	MAN0520-01-EN-00
OPVAC Synergy II	Terumo Cardiovascular System	401-230	Heart positioner and Stabilizer
Oxygen Tank E cylinder	various	various	Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn't have auxiliary flow meter
PBS, pH 7.2	ThermoFisher Scientific	20012050
Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture	ThermoFisher Scientific	15640055
Pigtail 145 catheter 6 French	Boston Scientific	08641-41	Measure LV pressures
Pressure Transducer	various	Must adapt to anesthesia monitor	Monitor direct arterial pressures
Propofol	Diprivan	269-29	Induction agent
Roncuronium	Mylan	67457-228-05	Neuromuscular blocking agent
SR Buprenorphine 10 mg/mL	Abbott Labs	NADA 141-434	Post operative Analgesic
Sterile Saline 20 mL	Fisher Scientific	20T700220	Flush for IV catheters
Sternal Saw/ Necropsy Saw	Thermo Fisher	812822	Used to open chest cavity
Stop Cocks	Smith Medical	MX5311L	2 to connect to pig tail
Succinylcholine 20 mg/mL	Pfizer	00409-6629-02	Neuromuscular blocking agent
Suction  tubing	Medline	DYND50223
Suction Container	Medline	DYNDCL03000
Surgery pack with chest retractor	various	See pack list	Femoral cut down and median sternotomy
Surgical Instruments	various	See pack list	Femoral and carotid cutdowns and sternotomy
Surgical Spring Clip	Applied Medical	A1801	Clamp end of LIMA after takedown
Syringe pump	Harvard		Delivers IV Dobutamine infusion
SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Solution in DMSO	Millipore Sigma	S32703
Telazol 100 mg/mL	Fort Dodge	01L60030	Pre operative Sedative
Telpha pad	Covidien	2132	Sterile wound dressing
Timer			Time collection of blood samples
Total Exosome Isolation Reagent (from cell culture media)	ThermoFisher Scientific	4478359
TPP Tissue Culture Flask, T75, Filter Cap w/ 0.22uM PTFE	ThermoFisher Scientific	TP90076
Triple Antibiotic Ointment	Johnson & Johnson	23734	Topical over wound
Vicryl mesh	Ethicon	VKML	Patch for epicardial cell application
Vortex			Mix microspheres
Xylazine 100 mg/mL	Vedco	468RX	Pre operative Sedative/ analgesic