1. Prima di eseguire Chirurgia, essere consapevoli che ci sono requisiti legali ed etici circa l&#39;uso degli animali nella ricerca e nell&#39;insegnamento <ol><li> Tutte le procedure chirurgiche devono essere approvati dall&#39;autorità locale etiche o giuridiche (IACUC o comitato etico o Home Office, ecc.) </li><li> Assicurarsi che questa approvazione è a posto prima di iniziare. </li><li> Se c&#39;è qualche domanda di approvazione per un intervento chirurgico o di approvazione per l&#39;uso di animali, non procedere. </li></ol> 2. Comprensione tecnica asettica <ol><li> Sterilità come concetto <ol><li> L&#39;obiettivo della tecnica asettica è quello di ridurre o eliminare per quanto possibile l&#39;onere normali batteri presenti sull&#39;animale e nell&#39;ambiente prima di iniziare l&#39;intervento chirurgico. Questo significa che gli strumenti sono sterilizzati, la superficie di lavoro chirurgico viene disinfettato, e l&#39;animale e le mani del chirurgo vengono disinfettati. </li><li> Intervento chirurgico, eseguito correttamente, non ha bisogno di profilassi antibiotica o di altri trattamenti, ad eccezione del dolore. </li><li> Anche con eccellente tecnica asettica, i batteri provenienti dal soggetto chirurgico può ancora essere introdotti in una ferita chirurgica-creato. La corretta tecnica asettica limita il rischio di introduzione di agenti infettivi, soprattutto batteri, all&#39;interno di siti o chirurgica. </li></ol></li><li> Campo sterile <ol><li> Il campo sterile comprende l&#39;area chirurgica, l&#39;area preparata sull&#39;animale, e il fronte del chirurgo. </li></ol></li><li> Le interruzioni del sterilità <ol><li> Le interruzioni del sterilità si verificano quando il chirurgo tocca qualcosa al di fuori del campo sterile. Questo può essere il suo viso, una lampada, una zona impreparato dell&#39;animale, o un non-sterile strumento. </li><li> Questa è la ragione per la profilassi antibiotica può essere utilizzato. </li><li> Ricordate, una speciale attività si svolge. Siate calmi, riflessivi, e preciso. </li></ol></li></ol> 3. Preparazione alla chirurgia <ol><li> Chirurgia roditore non necessita di una suite dedicata chirurgico. Idealmente, interventi chirurgici deve essere condotta in una zona separata all&#39;interno di un laboratorio, come un cappuccio o cappa a flusso laminare. Indipendentemente da ciò, l&#39;area scelta dovrebbe essere in ordine, ben illuminato, e fuori dal flusso del traffico. Interventi chirurgici roditori sono spesso condotti su un banco di laboratorio. Prima di organizzare l&#39;area chirurgica, pulire il banco e con un disinfettante. </li><li> E &#39;utile per il chirurgo di avere un assistente. Questo assistente può aiutare con l&#39;anestesia, la preparazione degli animali, e il recupero di monitoraggio. Ciò permette al chirurgo di prepararsi, mentre gli animali sono preparati, accorciando così il tempo degli animali sotto anestesia e, forse, consentendo un più interventi chirurgici da eseguire. </li><li> Organizzare l&#39;area chirurgica in modo che ci sono tre zone distinte: la preparazione, la chirurgia, e il recupero. </li><li> Per la zona di preparazione, assemblare il materiale necessario: <ol><li> Pomata oftalmica lubrificante </li><li> Clippers o rasoio </li><li> Garza </li><li> Soluzioni di lavaggio chirurgico <ol><li> Soluzioni di lavaggio chirurgico comunemente utilizzati sono gli iodofori o clorexidina / </li><li> 70% di alcol isopropilico è usato anche come parte del lavaggio chirurgico. </li></ol></li></ol></li><li> Per l&#39;area chirurgica, assemblare e organizzare i rifornimenti necessari. <ol><li> Fonte di calore per mantenere caldo il roditore <ol><li> La fonte di calore ideale è una piastra elettrica a ricircolo d&#39;acqua. Termofori elettrici non sono accettabili per un intervento chirurgico. Guanti chirurgici riempito con acqua calda, o scaldamani chimici possono anche essere utilizzati. Se uno di questi ultimi due sono usati, la temperatura del l&#39;oggetto deve essere attentamente monitorati durante l&#39;intervento. </li></ol></li><li> Piattaforma chirurgica <ol><li> Questo può essere un tampone sterile impermeabile posta sopra la fonte di calore. </li></ol></li><li> Materiali di consumo usa e getta <ol><li> Questi possono includere: teli chirurgici sterili, garze, applicatori di cotone, fluidi per l&#39;amministrazione alla soluzione dei tessuti di roditori irrigazione. </li></ol></li><li> Strumenti sterili <ol><li> Il complemento di strumenti varierà a seconda della chirurgia, ma generalmente includono bisturi, divaricatori tessuto, pinze, hemostats, e forbici. </li><li> Strumento sterilizzatore o sterilizzazione soluzione se gli stessi strumenti devono essere utilizzati su più di un soggetto chirurgico <ol><li> L&#39;uso di uno sterilizzatore a caldo tallone per sterilizzare strumenti tra animali è comune. </li></ol></li></ol></li><li> Materiale per chiudere l&#39;incisione chirurgica. <ol><li> I materiali utilizzati dipenderà dal sito chirurgico e applicazione, ma possono includere: sutura e aghi, graffette e un applicatore fiocco, o colla tessuto </li></ol></li><li> Qualsiasi altra attrezzatura speciale necessaria (apparato stereotassico, impianti, microscopio operatorio) </li></ol></li></ol> 4. Preparazione agli strumenti di chirurgia <ol><li> Gli strumenti devono essere puliti esterile all&#39;inizio di un intervento chirurgico. Questo è spesso realizzato con la creazione di pacchetti completi chirurgiche che vengono sterilizzati in autoclave. </li><li> Gli strumenti possono essere utilizzati per più di un intervento chirurgico di roditori senza autoclave e reimballaggio, ma devono essere puliti e sterilizzati tra i roditori. <ol><li> Se uno sterilizzatore a caldo tallone viene utilizzato, assicurarsi di avere il tempo per gli strumenti di raffreddarsi dopo la sterilizzazione. Gli strumenti possono essere raffreddato per immersione in acqua sterile. </li><li> Sterilizzanti chimici possono essere utilizzati anche, ma richiedono un tempo di contatto più lungo (circa 10 minuti, potrebbe essere 30-60 minuti, necessita di risciacquo). L&#39;alcol non è un disinfettante. </li></ol></li><li> Disporre di strumenti sterili su telino impermeabile in ordine in cui verranno utilizzati. </li></ol> 5. Preparare l&#39;Animale di Chirurgia <ol><li> Le tre cose che vengono somministrati prima dell&#39;intervento chirurgico sono l&#39;anestesia, analgesia, e antibiotici. <ol><li> L&#39;anestesia è necessaria per un intervento chirurgico. Anestetici può essere somministrato per inalazione o iniezione. <ol><li> Anestetico inalanti più comune in uso è attualmente isoflurano. </li><li> La maggior parte dei comuni iniettabili anestetico utilizzato è una combinazione di ketamina e xilazina, possibilmente con un altro sedativo aggiunto. </li><li> Consultare il personale veterinario struttura per dosaggi appropriati. </li></ol></li><li> Pre-emptive analgesici sono raccomandati e deve essere somministrato prima dell&#39;intervento chirurgico comincia. <ol><li> Comunemente utilizzati non steroidei anti-infiammatori sono flunixin e il carprofen. </li><li> Oppioidi disponibili possono includere buprenorfina, morfina o fentanil. </li><li> Consultare il personale veterinario impianto per dosaggi appropriati e vie di somministrazione. </li></ol></li><li> Con la chirurgia condotta correttamente, gli antibiotici non sono generalmente necessari, fatta eccezione per alcuni interventi chirurgici gastrointestinali ad alto rischio. <ol><li> Se gli antibiotici sono usati, forniscono peri-operatoria (prima prima incisione). </li><li> Consultare il personale veterinario impianto per antibiotici appropriati, dosaggi e vie di somministrazione. </li></ol></li></ol></li><li> Preparazione chirurgica del sito di incisione <ol><li> Shave il sito di incisione. Generalmente radere un&#39;area di circa 3 volte la dimensione dell&#39;incisione proposto. Le dimensioni della zona rasata e preparato può essere limitata dalle dimensioni dell&#39;animale o area sull&#39;animale. </li><li> L&#39;area rasata viene disinfettato utilizzando più applicazioni della soluzione di lavaggio chirurgico e alcool isopropilico. L&#39;applicazione è tipicamente scrub chirurgico, poi l&#39;alcool. Terminare con una domanda finale di soluzione macchia. </li><li> Lavaggio chirurgico viene eseguito in un modello circolare, a partire dal centro e a spirale verso l&#39;esterno, o su piccoli animali, un modo unidirezionale. <ol><li> Se lavaggio unidirezionale, luogo garza sterile al margine crainial della zona rasata, che copre il pelo dell&#39;animale. Afferrare e stabilizzare l&#39;animale dolcemente attraverso la garza sterile. Applicare macchia soluzione e alcool unidirezionalmente lontano dalla garza sterile. </li></ol></li></ol></li><li> Lo spostamento degli animali per l&#39;area chirurgica <ol><li> Spostare l&#39;animale con il sito preparato chirurgico verso l&#39;alto, e senza contattare il sito preparato. </li><li> La posizione dell&#39;animale sulla zona chirurgico in modo che il sito chirurgico è verso l&#39;alto, di fronte al chirurgo. </li></ol></li><li> Drappeggio l&#39;animale <ol><li> Se l&#39;animale è drappeggiata da l&#39;assistente, l&#39;assistente deve ricordare che la superficie esterna del telo è considerato parte del campo sterile e non deve essere maneggiato con l&#39;assistente. Drappeggio è spesso lasciata al chirurgo, e drappo è incluso nella confezione chirurgico. </li><li> Uno standard drappo impermeabile di carta usa e getta è generalmente raccomandato. </li></ol></li></ol> 6. Preparazione del Chirurgo di Chirurgia <ol><li> Preparazione del chirurgo deve sottolineare che una speciale attività si svolgerà, in cui il chirurgo deve essere consapevole di ogni loro mossa dentro e fuori del campo sterile. </li><li> I capelli e il viso sono in genere coperti da un cappuccio e maschera, rispettivamente. Questi dovrebbero essere nuovo all&#39;inizio della sessione chirurgica, ma non hanno bisogno di essere cambiato tra animali. </li><li> Chirurghi dovrebbero indossare un camice chirurgico monouso, camice pulito laboratorio usa e getta o almeno di un camice pulito. Questo non ha bisogno di essere cambiato tra gli animali, ma dovrebbe essere cambiato tra le sessioni di chirurgia. </li><li> Le mani devono essere ben puliti prima dell&#39;intervento chirurgico. Guanti chirurgici o guanti esame dovrebbe essere usato. Se i guanti d&#39;esame sono utilizzati, essi devono essere lavati con un disinfettante chirurgico prima di essere utilizzato. I guanti devono essere cambiati tra animali. </li></ol> 7. Durante la chirurgia <ol><li> Manutenzione del campo sterile. <ol><li> Una volta che le tue mani sono sterili e il campo operatorio è sterile, si dovrà muovere con attenzione e ricordarsi di non rompere la sterilità. Questa inclusionedes avere un campo sterile su cui è possibile impostare fino strumenti, ricordando a non graffiare il vostro naso, e solo la consegna del paziente chirurgico attraverso il telino sterile. </li></ol></li><li> Manipolazione dei tessuti <ol><li> Maneggiare con delicatezza i tessuti. Mantenere i tessuti umidi, specialmente se la chirurgia è prolungata. Ridurre al minimo la creazione di sacche di tessuto e dissezione inutili. </li><li> Una corretta gestione dei tessuti riduce opportunità e il rischio di infezioni post-operatorie, velocità di guarigione e riduce dolore post-operatorio. </li></ol></li><li> Sostituire i liquidi persi <ol><li> I percorsi usuali di somministrazione di liquidi nei roditori sono per via sottocutanea o intraperitoneale. Usare piccoli volumi per i piccoli animali per via intraperitoneale-1-2 ml per i topi, per esempio. </li><li> Fluidi riscaldati può aiutare a prevenire un calo della temperatura corporea. Topo e ratto temperatura corporea è superiore a esseri umani, così fluidi deve essere più caldo. </li></ol></li><li> Mantenere il calore <ol><li> Posizionamento di una piastra elettrica sotto l&#39;animale durante l&#39;intervento chirurgico e la gabbia durante il recupero è un modo standard per mantenere la temperatura corporea di un animale. <ol><li> Attento con riscaldamento pad-usare solo quelli contrassegnati per la chirurgia. Altri possono indurre lesioni termiche. </li></ol></li><li> Fluidi riscaldati, intraperitoneale dato, può anche aiutare gli animali caldo. </li></ol></li><li> Operativo-microscopio può facilitare alcune procedure (chirurgia microvascolare, anziani chirurghi, ecc può essere ottenuta anche mediante l&#39;uso di lenti di ingrandimento come lenti di ingrandimento, ecc) </li></ol> 8. Recupero post-operatorio Considerazioni <ol><li> Gli animali devono recuperare su un letto di carta piatto (tovaglioli di carta sterili, ecc) piuttosto che standard di lettiere zootecniche. </li><li> Mantenere l&#39;animale caldo. Il calore sarà di aiuto nella pronta guarigione. Questo è spesso realizzato ponendo la gabbia di recupero a metà su una piastra elettrica in modo che gli animali possono scegliere la loro temperatura di preferire, in quanto il recupero. </li><li> Non restituire animali o gabbie per l&#39;area animale azienda prima che tutti gli animali sembrano normali. Qualsiasi animale che ha subito un intervento chirurgico deve avere riacquistato la capacità di raddrizzarsi nella gabbia ed essere in grado di muoversi normalmente, prima di essere restituito alla zona azienda. </li><li> Monitorare gli animali post-operatoria per i segni inattesi di malattia o infezione. Gli animali in genere perdono un po &#39;di peso dopo l&#39;intervento chirurgico, ma con adeguata analgesia e la fornitura di cibo, devono recuperare il peso velocemente. </li></ol> 9. Il monitoraggio post-operatorio è la parte finale di Chirurgia di successo <ol><li> Per 5-7 giorni dopo l&#39;intervento, monitorare lo stato generale dell&#39;animale. <ol><li> Post-operatoria, gli animali deve essere brillante, attento e attivo. Dovrebbero essere interagire normalmente con cagemates, mangiare e bere, e in grado di raggiungere normali specie-specifiche posture. </li><li> Gli animali che sono depressi, anoressici, o pigro devono essere esaminati per la causa di questo cambiamento. Considerare la possibilità di dolore non trattato o infezione. </li></ol></li><li> Alimentare / assunzione di liquidi è importante anche per la ripresa. <ol><li> Ci sarà qualche calo dei consumi dopo l&#39;intervento chirurgico. Questo potrebbe essere mitigato rendendo cibo e acqua più facile accesso. <ol><li> Tubi sipper più potrebbe essere utile. </li><li> Fornitura giornaliera di cibo bagnate sul fondo della gabbia può anche attirare gli animali da mangiare. </li></ol></li><li> Alcuni analgesici nel risultato ratti in pica, in modo da essere consapevoli del fatto che gli animali possono mangiare articoli inadeguate (ad esempio biancheria da letto) per infortunio. </li></ol></li><li> Monitorare gli animali per i segni di infezione l&#39;incisione. Il periodo di pericolo è i primi 7 giorni e animali devono essere controllate quotidianamente. <ol><li> Segni di infezione includono arrossamento, gonfiore, secrezione (purulento o sierosa), dolore, o l&#39;apertura della ferita (deiscenza). </li></ol></li></ol> 10. Dopo l&#39;intervento è finito, il passo finale è successo di misura del tuo Chirurgia <ol><li> È stato il modello indotta / part rimosso / funzionalità restaurato? </li><li> C&#39;era il dolore meno possibile? </li><li> Non c&#39;era l&#39;infezione? </li><li> Successo! </li></ol>

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Tutti gli autori lavorano per Charles River, uno dei principali fornitori di animali modificati chirurgicamente per la ricerca.

Chirurgia sperimentale su roditori è raramente eseguita dai veterinari o medici. Invece, è spesso eseguita da ricercatori biomedici con poca o nessuna formazione nei principi della chirurgia e tecnica asettica. In un ambiente di ricerca, la chirurgia è generalmente appreso dai colleghi, di solito non si sia formalmente addestrati. Intervento chirurgico eseguito presso il laboratorio di ricerca può anche essere visto soprattutto come un metodo di preparazione di un modello animale con l&#39;obiettivo di generare un insieme di animali per uno studio. Mentre qualsiasi intervento chirurgico particolare è di solito una questione di mano-occhio coordinamento e abilità tecnica, entrambi i quali possono essere acquisite attraverso la pratica, i principi e le competenze associate al concetto di tecnica asettica (e quindi la chirurgia senza infezione) non possono essere acquisiti solo attraverso la pratica e spesso non sono completamente trasmesso ai ricercatori. L&#39;assenza di formazione nei principi chirurgico può portare a una mancanza di comprensione del significato pari di chirurgia tecnicamente corretta e cure pre e post-operatoria degli animali. Considerazione sia l&#39;intervento stesso e peri-operatorio di animali si tradurrà in un aumento di benessere degli animali e la qualità dei dati ottenuti dal modello chirurgico. Per esempio, subclinico post-chirurgica infezione può confondere i risultati, come i cambiamenti nel comportamento e fisiologia visto con dolore. Come specie preda, la maggior parte roditori sono sorprendentemente stoica e anche se soffrono di dolore postoperatorio o infezione possono mostrare alcuni segni clinici. I segni sottili di dolore o disagio nei roditori sono ulteriormente oscurato da una generale mancanza di formazione dei ricercatori biomedici, in riconoscimento di tali segni nei roditori. Inoltre, i roditori sono più attive durante il ciclo di buio, quando il personale non sono generalmente disponibili per visualizzare i segni clinici e comportamentali di dolore dopo l&#39;intervento. Questo video non sostituisce una buona formazione chirurgica, che andrebbe idealmente sia hands-on e fornito dalla loro istituzione, ma è stato progettato per offrire ai ricercatori una visione d&#39;insieme di preoccupazioni e dimostrazione visiva delle accettato procedure asettiche e le tecniche necessarie per sviluppare una competenza minima in termini di prestazioni di chirurgia sopravvivenza nei roditori.

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Per motivi di benessere, sia scientifica e animali, la formazione in concetti di base e tecniche chirurgiche deve essere effettuata sempre prima di cercare di eseguire un intervento chirurgico su un roditore. Studenti, studiosi post-dottorato, e altri interessati a eseguire un intervento chirurgico su roditori come parte di un protocollo di ricerca non può aver avuto un addestramento chirurgico come parte dei loro corsi richiesti. La chirurgia è di per sé una competenza tecnica, e uno che migliorerà con la pratica. I principi della tecnica asettica, però, rimangono spesso inspiegabili o ignorante. Per la maggior parte dei chirurghi nuovo, questa informazione vitale è presentata in modo frammentario o imparato sul lavoro, nessuno dei quali è l&#39;ideale. Può anche rendere l&#39;apprendimento come eseguire un intervento chirurgico particolare difficoltà, come il chirurgo nuovo è l&#39;apprendimento sia una tecnica chirurgica e dei principi di asepsi, allo stesso tempo. Questo articolo riassume e formula raccomandazioni per le competenze di base e tecniche chirurgiche necessarie per la chirurgia roditore di successo. Questo articolo è stato progettato per integrare una formazione pratica per istituzione dell&#39;utente.

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Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

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SSR technology is frequently used as a tool to explore gene function. Here the gene of interest is flanked with Cre target sites loxP ("floxed"). Animals are then crossed with animals expressing the Cre recombinase under the control of a tissue-specific promoter. In tissues that express the Cre recombinase it binds to target sequences and excises the floxed gene. Controlled gene deletion allows the investigation of gene function in specific tissues and at distinct time points. Analysis of gene function employing SSR technology --- conditional mutagenesis -- has significant advantages over traditional knock-outs where gene deletion is frequently lethal.

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The Method of Rodent Whole Embryo Culture using the Rotator-type Bottle Culture System

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Whole embryo culture technique allows us to culture mouse and rat embryos ex vivo condition during limited periods corresponding to midgestation stages. In this video protocol, we demonstrate our standard procedures of rat whole embryo culture after E12.5 using the rotator-type bottle culture system.

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Modified Yeast-Two-Hybrid System to Identify Proteins Interacting with the Growth Factor Progranulin

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Progranulin (PGRN), also known as granulin epithelin precursor (GEP), is a 593-amino-acid autocrine growth factor. PGRN is known to play a critical role ...

Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans

Double-strand RNA-mediated interference (RNAi) is an effective strategy to knock down target gene expression1-3. It has been applied to many model systems including plants, invertebrates and vertebrates. There are various methods to achieve RNAi in vivo4,5. For example, the target gene may be transformed into an RNAi vector, and then either permanently or transiently transformed into cell lines or primary cells to achieve gene knockdown effects; alternatively synthesized double-strand oligonucleotides from specific target genes (RNAi oligos) may be transiently transformed into cell lines or primary cells to silence target genes; or synthesized double-strand RNA molecules may be microinjected into an organism. Since the nematode C. elegans uses bacteria as a food source, feeding the animals with bacteria expressing double-strand RNA against target genes provides a viable strategy6. Here we present an RNAi feeding method to score body size phenotype. Body size in C. elegans is regulated primarily by the TGF- &beta; - like ligand DBL-1, so this assay is appropriate for identification of TGF-&beta; signaling components7. We used different strains including two RNAi hypersensitive strains to repeat the RNAi feeding experiments. Our results showed that rrf-3 strain gave us the best expected RNAi phenotype. The method is easy to perform, reproducible, and easily quantified. Furthermore, our protocol minimizes the use of specialized equipment, so it is suitable for smaller laboratories or those at predominantly undergraduate institutions.

Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans

We demonstrate how to use the RNAi feeding technique to knock down target genes and score body size phenotype in C. elegans. This method could be used for a large scale screen to identify potential genetic components of interest, such as those involved in body size regulation by DBL-1/TGF-&beta; signaling.

Utilizzo di RNA-mediata strategia di alimentazione di interferenza secondo schermo per geni coinvolti nella regolazione Dimensione del corpo nel nematode<em&gt; C. elegans</em

Double-strand RNA-mediated interference (RNAi) is an effective strategy to knock down target gene expression1-3. It has been applied to many model systems ...

The Use of Chemostats in Microbial Systems Biology

Cells regulate their rate of growth in response to signals from the external world. As the cell grows, diverse cellular processes must be coordinated including macromolecular synthesis, metabolism and ultimately, commitment to the cell division cycle. The chemostat, a method of experimentally controlling cell growth rate, provides a powerful means of systematically studying how growth rate impacts cellular processes - including gene expression and metabolism - and the regulatory networks that control the rate of cell growth. When maintained for hundreds of generations chemostats can be used to study adaptive evolution of microbes in environmental conditions that limit cell growth. We describe the principle of chemostat cultures, demonstrate their operation and provide examples of their various applications. Following a period of disuse after their introduction in the middle of the twentieth century, the convergence of genome-scale methodologies with a renewed interest in the regulation of cell growth and the molecular basis of adaptive evolution is stimulating a renaissance in the use of chemostats in biological research.

Cell growth rate is a regulated process and a primary determinant of cell physiology. Continuous culturing using chemostats enables extrinsic control of cell growth rate by nutrient limitation facilitating the study of molecular networks that control cell growth and how those networks evolve to optimize cell growth.

L&#39;uso di chemostati in Biologia microbica Sistemi

Cells regulate their rate of growth in response to signals from the external world. As the cell grows, diverse cellular processes must be coordinated ...

High-throughput Image Analysis of Tumor Spheroids: A User-friendly Software Application to Measure the Size of Spheroids Automatically and Accurately

The increasing number of applications of three-dimensional (3D) tumor spheroids as an in vitro model for drug discovery requires their adaptation to large-scale screening formats in every step of a drug screen, including large-scale image analysis. Currently there is no ready-to-use and free image analysis software to meet this large-scale format. Most existing methods involve manually drawing the length and width of the imaged 3D spheroids, which is a tedious and time-consuming process. This study presents a high-throughput image analysis software application &#8211; SpheroidSizer, which measures the major and minor axial length of the imaged 3D tumor spheroids automatically and accurately; calculates the volume of each individual 3D tumor spheroid; then outputs the results in two different forms in spreadsheets for easy manipulations in the subsequent data analysis. The main advantage of this software is its powerful image analysis application that is adapted for large numbers of images. It provides high-throughput computation and quality-control workflow. The estimated time to process 1,000 images is about 15 min&#160;on a minimally configured laptop, or around 1 min&#160;on a multi-core performance workstation. The graphical user interface (GUI) is also designed for easy quality control, and users can manually override the computer results. The key method used in this software is adapted from the active contour algorithm, also known as Snakes, which is especially suitable for images with uneven illumination and noisy background that often plagues automated imaging processing in high-throughput screens. The complimentary &#8220;Manual Initialize&#8221; and &#8220;Hand Draw&#8221; tools provide the flexibility to SpheroidSizer in dealing with various types of spheroids and diverse quality images. This high-throughput image analysis software remarkably reduces labor and speeds up the analysis process. Implementing this software is beneficial for 3D tumor spheroids to become a routine in vitro model for drug screens in industry and academia.

We present a high-throughput image analysis software application to measure the size of three-dimensional tumor spheroids imaged with bright-field microscopy. This application provides a fast and effective way to examine the effects of therapeutic drugs on spheroids, which is beneficial for researchers who wish to use spheroids in drug screens.

High-throughput Immagine Analisi di sferoidi tumorali: Un software applicativo di facile utilizzo per misurare le dimensioni del Spheroids automaticamente e con precisione

The increasing number of applications of three-dimensional (3D) tumor spheroids as an in vitro model for drug discovery requires their adaptation to ...

Imaging Spatial Reorganization of a MAPK Signaling Pathway Using the Tobacco Transient Expression System

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular fluorescent complementation (BiFC) assay in tobacco epidermal cells, from testing protein-protein interaction to monitoring spatial distribution of signal transduction in plant cells. In this protocol, we used the BiFC assay to show that the interaction and the signaling between the Arabidopsis MAPKKK YODA and MAPK6 occur at the plasma membrane. When the scaffold protein BASL was co-expressed, the YODA-MAPK interaction redistributed and spatially co-polarized with CFP-BASL. This modified tobacco expression system allows for quick examination of signaling localization and dynamic changes (less than 4 days) and can accommodate multiple of fluorescent protein colors (at least three). We also presented detailed methods to quantify protein distribution (asymmetric spatial localization, or &#34;polarization&#34;) in tobacco cells. This advanced tobacco expression system has a potential to be used widely for quick testing of dynamic signaling events in live plant cells.

At the subcellular level, signaling events are dynamically modulated by developmental and environmental cues. Here we describe a protocol that employs the tobacco transient expression system to monitor dynamic protein-protein interaction and to disclose spatial organization of signal transduction in plant cells.

Imaging Riorganizzazione spaziale di una via di segnalazione MAPK Utilizzando il sistema transitorio Expression Tabacco

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular ...

Rodent Working Heart Model for the Study of Myocardial Performance and Oxygen Consumption

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions. 
In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

Roditore Working Model Cuore per lo Studio della performance miocardica e consumo di ossigeno

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways ...

Methods Article

Principi di Chirurgia roditori per il chirurgo nuovo