酵母Proteinopathyモデルを用いた増強Hsp104のバリアントを分離

要約

Yeast proteinopathy models are valuable tools to assess the toxicity and aggregation of proteins implicated in disease. Here, we present methods for screening Hsp104 variant libraries for toxicity suppressors. This protocol could be adapted to screen any protein library for toxicity suppressors of any protein that is toxic in yeast.

要約

Many protein-misfolding disorders can be modeled in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae. Proteins such as TDP-43 and FUS, implicated in amyotrophic lateral sclerosis, and α-synuclein, implicated in Parkinson’s disease, are toxic and form cytoplasmic aggregates in yeast. These features recapitulate protein pathologies observed in patients with these disorders. Thus, yeast are an ideal platform for isolating toxicity suppressors from libraries of protein variants. We are interested in applying protein disaggregases to eliminate misfolded toxic protein conformers. Specifically, we are engineering Hsp104, a hexameric AAA+ protein from yeast that is uniquely capable of solubilizing both disordered aggregates and amyloid and returning the proteins to their native conformations. While Hsp104 is highly conserved in eukaryotes and eubacteria, it has no known metazoan homologue. Hsp104 has only limited ability to eliminate disordered aggregates and amyloid fibers implicated in human disease. Thus, we aim to engineer Hsp104 variants to reverse the protein misfolding implicated in neurodegenerative disorders. We have developed methods to screen large libraries of Hsp104 variants for suppression of proteotoxicity in yeast. As yeast are prone to spontaneous nonspecific suppression of toxicity, a two-step screening process has been developed to eliminate false positives. Using these methods, we have identified a series of potentiated Hsp104 variants that potently suppress the toxicity and aggregation of TDP-43, FUS, and α-synuclein. Here, we describe this optimized protocol, which could be adapted to screen libraries constructed using any protein backbone for suppression of toxicity of any protein that is toxic in yeast.

概要

酵母proteinopathyモデルは、筋萎縮性側索硬化症（ALS）およびパーキンソン病^（PD）1-3を含む、タンパク質の誤った折りたたみに起因する疾患のために開発されている。 ALS患者において誤って折り畳まタンパク質TDP-43とFUSの発現は、酵母^1,2-細胞質凝集体を形成するために有毒でmislocalizeある。同様に、PDに関与するαシヌクレイン（α-synの）の発現は、毒性であり、mislocalizes酵母³の細胞質の凝集体を形成する。これらの機能は、これらの疾患^4,5を有する患者での表現型を再現。このように、酵母のモデルは防止又はこれらの表現型^2,6-13を逆^にタンパク質または小分子をスクリーニングするための有用なプラットフォームを提供します。私たちは、TDP-43、FUS、及びα-synのに凝集と毒性を逆転することができるタンパク質の開発に興味を持っています。我々はHsp104の、両方のFRタンパク質を脱凝集の一意可能な酵母からAAA +タンパク質に焦点を当てる酵母におけるアモルファス凝集体およびアミロイドOM、まだそれはないヒトホモログ^14,15を持っていません。 Hsp104のは細かく、内因性酵母プリオンを分解するように調整し、それが通常^16,17に遭遇^したことがない人間の神経変性疾患に関与する基質を脱凝集する唯一の限られた能力を持っています。従って、我々は効果的にこれらのヒトの基質を分解することができますHsp104のの強化されたバージョンを設計することを目指しています。そうするために、我々はHsp104の大量のライブラリーを構築すると、エラープローンPCRを用いて、変異体;これらのライブラリーは、酵母proteinopathyモデル^17を用いてスクリーニングすることができる。 Hsp104のは¹⁷非常に大きいように我々は、ライブラリーを構築およびスクリーニングへのドメインを標的とするアプローチを採用しています。同様のアプローチは他のドメインをスクリーニングするために用いることができるが、我々は最初に、Hsp104の¹⁷の中央ドメイン（MD）に焦点を当てた。そのような残りの表面ディスプレイなどの代替技術とは対照的に、これらのモデルは、直接disaggregase活性についてスクリーニングイネーブル^18を結合監視するために使用するricted。

我々のプロトコルは、2スクリーニング工程（ 図1）に基づいています。まず、酵母における疾患基板の毒性を抑制Hsp104の変異体が選択されている。これを行うには、Hsp104の変異体および疾患関連基板は、ΔHSP104酵母に同時形質転換される。我々は、野生型（WT）Hsp104の¹⁷の非存在下ではHsp104のシーケンススペースを探検する、ΔHSP104酵母を採用している。重要なことは、Hsp104のの削除は、酵母中のα-synの、FUS、またはTDP-43の毒性には影響しません、とHsp104の^WTの発現は最小限の救助^1,13,17を提供しています。酵母は、両方のタンパク質の発現を誘導するためにメディアを誘導する上でメッキされる。コロニーの疾患関連基板トリシン成長の毒性を抑えるHsp104の変異体を保有する酵母。コロニーを毒性型を抑制しない変異体を維持しながら、これらの変異体は、さらなる分析のために選択される。しかし、偽陽性は、この画面の大幅な問題である。 TDP-43、FUS、及びα-synの発現は、発現されているHsp104の変種とは無関係の毒性の自発的な遺伝的抑制の出現のための強力な選択圧を作成する、非常に有毒である。従って、我々はまた、これらの非特異的毒性サプレッサ^17を除去するために比較的高いスループットで二次スクリーニングを使用している。この二次スクリーニングでは、選択された酵母をHsp104のプラスミド¹⁹ためのセレクト対抗する5-Fluorootic酸（5-FOA）で処理する。株は、基板の毒性はHsp104のプラスミドの喪失後に復元されることを保証するためにアッセイをスポッティングを介して基板（TDP-43、FUS、またはα-SYN）毒性について評価される。したがって、毒性がこの二次スクリーニングで復元された酵母は、おそらく、もともとHsp104の変異体の存在に起因する毒性の抑制を示した。これらの酵母は、「ヒット」として指定され、Hsp104のプラスミドは、その後でなければならない回収しHsp104の遺伝子^17（ 図1）における変異を同定するために配列決定。任意のヒットは、その後独立して、突然変異を構築する部位特異的変異誘発を使用して、その後、毒性抑制のため再試験により再確認する必要があります。このプロトコルの潜在的なアプリケーションが広範である。これらの方法を用いて、タンパク質の任意のタイプのライブラリーは、酵母における毒性である任意の基質蛋白質の毒性を抑制する変異体についてスクリーニングすることができる。

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プロトコル

1.ライブラリの生成

1. ドメイン固有のエラープローンPCRを用いて、Hsp104ののライブラリーを構築するために、最初のエラーを起こしやすいDNAポリメラーゼ²⁰で関心のあるドメインを増幅する。
2. ゲル抽出によってPCR産物を精製する。
3. 標準的な部位特異的突然変異誘発プロトコルを使用して、メガプライマー伸長工程を実行する：PCR緩衝液中の50 ngの鋳型プラスミド、250ngののメガプライマー、200μMのdNTP類、および高忠実度DNAポリメラーゼを結合し、そしてPCRグレードの水²⁰との50μlの総容量まで希釈する。標準的なPCRプログラムを実行します。
   注：使用される特定のプライマーは、増幅される遺伝子の特定領域に基づいて異なります。
   1. PCRに続いて、37℃で2時間の1μl のDpn I制限酵素で親テンプレートDNAを消化する。
4. ウルトラEにエレクトロポレーションまたは他の手段によってライブラリを変換する大腸菌は、ミニプレップによってそれを浄化し。
   注：ライブラリ世代ほぼ所定の実験の目的に応じて変化する。 Hsp104のは、非常に大きなタンパク質であるので、私たちは、ドメイン固有のエラープローンPCRを利用した理由である全遺伝子を、ランダム化することは非現実的である。さらに、Hsp104のの構造は^21に挑戦監督ライブラリの設計を行うこと、よくわかっていないままです。ライブラリは、唯一の制限は、テンプレートプラスミド骨格はデキストロース培地上で5-FOAの対抗選択を可能にするためにURA3遺伝子を含むべきであることであると共に、突然変異誘発またはランダムアプローチを用いて構築することができる。

Hsp104の図書館の2変容

1. 標準酢酸リチウム/ PEG形質転換プロトコル^22を使用してW303aΔのHSP104の酵母に疾患関連基板を統合します。単一のコロニーを選択して、基板^23を関連する疾患の高い毒性を持つ菌株を分離するために、毒性のためにそれらを選別。
   注：統合されたひずみとイソラを使用してくださいすべてのセルに等しい発現を確実にするために単一のコロニーをteの。 pAG416GALプラスミド（ウラシルマーカー^）24 ​​にウラシル以外の任意のマーカー（我々はヒスチジンを使用）と、Hsp104のライブラリ下にある遺伝子の組み込みを可能にするプラスミドに病気基板のクローンを作成。 5-FOAの対抗を可能にするために、ライブラリはウラシルマーカーとプラスミドから発現されていることを確認。他の酵母株を用いることもできる。我々は両方のWT及びΔHSP104背景 （MEJとJS、未発表の観察）にW303a及びBY4741酵母菌株を使用して同様の毒性抑制表現型を指摘している。
2. 同じ酢酸リチウム/ PEG形質転換プロトコル^22を使用して、この株にHsp104のライブラリを変換します。ライブラリーの配列スペースを維持するために、予測ライブラリーサイズを維持するために適切に変換をスケールアップ。
3. 十分なプレートにを使用して非誘導、選択プレート（ 例えば 、SD-Hisを-URA）上でプレートを形質転換混合物を多数のコロニーの成長を確保する。必要なプレートの数を最小限にするために大規模なペトリ皿（150ミリメートル）を使用します。プレートを使用して形質転換体を回収すること形質転換効率を評価することができます。
4. 並行してHsp104の^WT及びベクトル陰性対照を変換します。

Proteotoxicityの抑制3.スクリーニング

1. ラフィノース補足ドロップアウト媒体（ 例えば SRaff-のHis-裏）を使用して、プレートからコロニーを洗ってください。プレートからコロニーを緩めるために血清用ピペット及び滅菌木製のアプリケーターを使用してください。を50mlコニカルチューブボルテックス液体の洗浄を転送することは完全に任意の細胞塊を分離する。わずかに濁っ文化、OD _600〜0.025に希釈します。
   注：ここにラフィノースは、このようにガラクトース媒介誘導のために細胞をプライミング、誘導のグルコース媒介抑制の細胞を緩和するのに役立つ。
2. 3で振盪しながらラフィノースドロップアウト培地で一晩希釈した培養を育てる0ºC。並行してHsp104の^WT及びベクトル制御を育てる。
3. 翌朝、個々のガラクトース（ 例えば SGal-のHis-URA）プレート（400μlの総容量で1μlの2ミリリットルに濃縮した培養）の上に濃度の範囲をメッキ。広範囲の濃度をメッキすると、プレートは、単一のコロニーを持つことを保証します。実際に必要な濃度は、対象となる疾患基板の毒性に依存する。
4. ライブラリのOD ₆₀₀にベクトルとHsp104の^WT培養を正常化し、コントロールとライブラリの相対的な成長を比較するために同じボリュームをプレート。
5. 選択ストリンジェンシーを評価するために、メディアを（抑制）グルコース上のライブラリをめっきする。コロニーが（ 図2）が表示されるまで、30ºCで2〜3日間プレートをインキュベートする。得られたコロニーを評価し、コントロールに比較してください。
   注：多くの場合、両方の大小のコロニーが得られたが、コロニーの大きさと行動の間には相関関係ivityが観察される。配列決定に持ち越さ偽陽性を最小限にするために5-FOAカウンタ選択技術（工程4）を使用して、これらの潜在的なヒットをスクリーニングする。

偽陽性を排除するために4. 5-FOA対抗とスポッティング

1. ダブルとシングルドロップアウトメディアに重複して、単一のコロニー（ 例えば 、SD-Hisを-浦とSD-Hisのプレート）、30ºCで一晩成長して連勝。ベクトルとHsp104の^WTコントロールを繰り返します。上にプレーティングSD-Hisの前に5-FOAは、それらが5-FOA上に播種されたとき、細胞がHsp104のプラスミドを失った可能性を増加させることによって、5-FOA工程の効率を高める。
2. 5-FOA画面を行いながら、乾燥からプレートを防止するために、4ºCでパラフィルムや店舗で、SD-Hisを-浦のプレートをラップ。これらのプレートは、最終的に配列決定のために使用される。
3. ストリークからコロニーのSD-Hisを5-FOAプレート上の単一コロニーにプレート（YPD培地+ 1グラム/ Lの5-FOA）と、＆30で1〜2日間インキュベート＃186; Cシングルコロニーが現れるまで。ここでは、5-FOAは、URA3遺伝子を含む細胞中の毒性産物（5-フルオロ）に変換される。このように、まだHsp104のプラスミドをどの細胞が死んでしまう。
4. ストリークSD-浦とSD-Hisをプレート上に重複した5-FOAプレートから単一コロニー。それぞれについて、試験3のコロニーを各ヒットするための少なくとも一つのコロニーHsp104のプラスミドを失った可能性を高めるために打つ。 30℃で1〜2日間インキュベートする。 Hsp104のプラスミドを失ったコロニーは、SD-Hisのプレートではなく、SD-浦プレート上で増殖します。
5. アッセイをスポッティングするためのHsp104のプラスミドを失った菌株を栽培。振とうしながら30ºCで一晩96ディープウェル2ミリリットルプレート中で（ 例えば SRaff-His）をラフィノースドロップアウト培地で飽和するまでの株を栽培。 5-FOA処理対照株を含めるようにしてください。
6. アッセイをスポッティングするためのプレートを準備します。マルチチャンネルピ ​​ペットを用いて、一定分量200μlのラフィノースドロップアウト媒体（ 例えば SRaff-His）のあたり96ウェルプレートのウェル、ニート培養の列1,7を予約する。アリコート列1およびプレートの7への16の飽和培養物の各々を250μl。
7. シリアルにマルチチャンネルピペットで十分に混合し、プレートの各列に文化5倍に希釈する。各ウェルの最終容量は200μlであることを確認するために、列6および12から希釈した培養液50μlを削除します。これはさえスポッティング確保することが不可欠である。
8. 96ボルトレプリケータツール（フロッガー）を使用して、SD-HisおよびSGal-彼のプレート上に重複しての文化を発見。 2-3日間30ºCでプレートをインキュベートする。
9. コントロールと同様のSGal-Hisをプレート上に毒性を示す菌株の配列決定のために選択します。コントロールのように毒性がないなどの偽陽性株を捨てる。 5-FOAは、（自分自身でもしばしば有毒であるので、SD-Hisのプレートまたはその展示に単独の疾患基板よりも実質的に大きい毒性を成長欠損を示す菌株を破棄図3）。

5.コロニーPCRによってHsp104のバリアントの配列決定

1. のPCRストリップチューブ中の3μlの20 mMのNaOH中のSD-Hisの-浦プレートから掻き〜10μlの酵母および凍結融解によって細胞を溶解。 10分間のサーマルサイクラーで99ºCでインキュベート、その後、10分間、または液体窒素中で-80ºCの冷凍庫にストリップチューブを置きます。のPCRグレードの水で100μlに菌株を希釈します。
2. PCR反応の準備：5μlのPCRの鋳型、0.5μlの100μMの各プライマー、0.5μlの10mMのdNTPを、PCRバッファー中0.25μlのDNAポリメラーゼを、そしてPCRグレードの水で25μlの総体積に占める。デザインは、プライマーのどちらかの端にランダム化された地域に加えて、約100bpのを増幅する。増幅の成功の可能性を高めるために増幅された領域のサイズを最小限に抑えます。標準的なPCRプログラムを実行します。
3. 適切なSIZのPCR産物の増幅を確認するためにアガロースゲル電気泳動によって試料を分析電子メール。何の製品が存在しない場合、PCRを繰り返します。
   注：PCRの失敗は、典型的には、ステップ5.1で使用されすぎて、酵母に起因する。
4. DNA配列決定のためのサンプルを準備します。そのようなエキソヌクレアーゼIおよびエビアルカリホスファターゼ酵素としてPCR精製またはPCR産物クリーンアップ試薬のいずれかを使用してPCRプライマーを除去する（ExoSAP-IT）は、一本鎖DNAを分解した。この試薬は、酵素的に、より高いスループットを可能にし、取り込まれていないプライマーおよびdNTPを分解する。
5. PCR産物を配列決定する。徹底的に変異をシークエンスクロマトグラムを分析するようにしてください。多くの場合、複数のプラスミドを有する酵母として突然変異は、与えられた部位（ 図4）は 2つのヌクレオチドの混合物として観察され得る。

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結果

私たちは、真ん中のドメインで無作為化Hsp104の変異体のライブラリーを構築し、TDP-43の毒性の抑制のためにそれをスクリーニングしている。ライブラリーは、形質転換され、画面のストリンジェンシーを評価するために、グルコースおよびガラクトースプレート（ 図2）上にプレーティングした。単一コロニーを選択した株は、カウンタHsp104のプラスミドを除去するために5-FOAを?...

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ディスカッション

ここでは、酵母proteinopathyモデルを用いた疾患関連基質の毒性を抑制増強Hsp104の変異体を単離するための我々のアプローチを提示します。このアプローチを用いて、変異体の大きなライブラリーは、唯一の制限は、5-FOA二次スクリーニングを渡すバリアントの数であると、高スループットでスクリーニングすることができる。 96ウェルフォーマットにこれらのステップを実行することにより、?...

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資料

Name	Company	Catalog Number	Comments
GeneMorphII EZClone Domain Mutagenesis Kit	Agilent	200552
150 mm Petri dishes	Falcon	351058
5-Fluorootic Acid	Research Products International	f10501-5.0
96-DeepWell 2 ml Plates	Eppendorf	0030 502.302
96 bold replicator tool	V&P Scientific	vp-404
ExoSAP-IT	Affymetrix	78200