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  • 転載および許可

要約

ここでは、ラットの鎖骨下静脈から血液サンプルを収集するためのプロトコルを提案する.

要約

動物実験では十分な血液量が採血が欠かせません。ラットの尾静脈からの採血は人気があり、ストレスの少ないレトロ軌道叢サンプル コレクションなど、他のより積極的な方法と比べています。しかし、この血の収集方法は時々 不十分な成功率によって制限されます。鎖骨下静脈穿刺による採血の方法を紹介します。鎖骨下静脈は鎖骨のすぐ下に位置する、この静脈は血のコレクションのボリュームの要件を満たすために十分な大きさです。この方法は必要な血液量が採血コレクションの安全かつ適切なことが分かった。鎖骨下静脈穿刺による採血は、ラットにおける失敗の尾静脈採血の場合代替血液収集方法として役立つことができます。

概要

血のコレクションには、動物の研究に不可欠です。レトロ軌道神経叢、頚静脈、伏在静脈、尾血管や頚動脈1,2,3,4ターゲット静脈採血があります。時に、腹部大動脈、下大静脈も心5,6,7から血を取得でした。このような機会に動物が犠牲になります、その後観測には使用できません。これらのメソッドを使用するため、実験の毎日の仕事のより少ない。ラットの尾静脈からの採血は人気があり、ストレスの少ないと比較すると上記の方法8。

ただし、尾静脈からの採血は時々 不十分な成功率によって制限されます。場合によっては、このメソッドによって十分な血液量を得ることが困難も。鎖骨下静脈が十分に大きいと鎖骨の骨のすぐ下に、鎖骨下静脈穿刺は血液サンプリング ルーチン血液コレクション メソッドが成功した場合の代替方法をすることができます。ラットにおける鎖骨下静脈穿刺による採血の方法を紹介します。

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プロトコル

本研究は、動物研究第二 xiangya の第 2 病院 (中国・長沙市) から中央南大学倫理委員会によって承認されました。原稿が到着に従って準備された (動物研究: 報告で生体実験) のガイドライン9。

1. 材料と動物の準備

  1. 必要な材料の準備: 粘着テープ、脱毛剤、75% エタノール、採血管、2.5 mL の注射器の針 (24 G、0.6 mm × 25 mm)、毛シェーバー、電子スケール、ゲージ (材料の表を参照) に接続します。
  2. 20 Sprague-dawley (SD) ラット、高齢者は 8-10 週間と計量 153 200 g (材料の表を参照) を使用します。10のケアおよび実験動物の使用のためのガイドに従いラットを維持します。
  3. 食品や飲料水への無料アクセスと標準的な条件の下で家のラット。530 cm2ケージ木製シェービング寝具 (ケージごと 2 ラット) にしてください。温度制御室内温度 25 ° c. のまわりで動物を維持します。
  4. 全身麻酔を誘導する (ペントバルビ タール ナトリウム 40 mg/kg) 鎖骨下静脈穿刺前に腹腔内注射を通してすべての動物。
  5. ラットを仰臥位で配置します。後肢を快適な位置に固定し、上肢をトランクのすぐ横に体軸に平行修正します。
    注: このプロシージャ (図 1) の機械的人工換気は必要ありません。
  6. きれいに毛皮を削除する鎖骨スペースの両側 (毛剃りと脱毛剤、材料表を参照してください)、任意の目に見える汚れ。首と 75% エタノールと胸部の皮膚を拭いてください。清潔で乾いたガーゼで穿刺のための区域を維持します。

2. 採血手順

注: 両側鎖骨下静脈穿刺に適している、ここで我々 は穿刺の右側を選択します。位置と右鎖骨の方向は、演算子の左親指 (図 2) によって識別されます。胸骨上窩、胸骨上窩、針 (図 2) の方向に人差し指でそっと。

  1. ヘパリン溶液 (10 IU/mL) で滅菌 2.5 mL シリンジをすすいでください。
  2. 穿刺部位 0.5 mm (図 3) の右の鎖骨の外側 1/3 地域に尾を探します。穿刺部位の皮膚に注射器をゆっくり移動します。針に入る鎖骨皮膚と、オペレーターの右手 (図 4) では否定的な圧力を適用します。
    注: 平均と最大の血液量は、1.0 mL と 1.4 mL、それぞれ。針の方向は胸骨上窩へ配置され、それにちょうど後部の鎖骨にほぼ平行でなければなりません。通常、鎖骨下静脈はこの方向で約 2 mm の針を挿入することによってアクセスできます。針が静脈と、血は否定的な圧力の下で注射器を入力します。
    1. 十分な血液量が描画されるまでの負圧を維持 (図 5)。
  3. 鎖骨下静脈採血に失敗した場合、皮下に針を撤回し、胸骨の少し内側の針の方向を調整します。
    1. 3 つの試みが失敗すると、同じ側の鎖骨下静脈を避けるため、採血の側を使用してください。
  4. 採血後、穿刺針を削除し、出血を止めるための 1-2 分の穿刺部位に圧力を適用します。
    注: 圧力は窒息を防ぐために非常に穏やかなする必要があります。

3. 血液サンプル処理

  1. (EDTA) と抗凝固剤被覆真空管とプラズマを収集する 1600 x g で 10 分間遠心に血液サンプルを転送します。
  2. クリーン チューブと-80 ° c (図 6) ストアに上清を吸引します。

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結果

20 SD ラットの合計 (男性 n = 10、女性 n = 10) ここで使用されました。ラットや他の動物の血 collectionwas ラットにおける鎖骨下静脈から以上 20 血液サンプリングをした熟練のオペレーター、鎖骨下静脈穿刺を持たない初心者のための演算子を実行の経験します。操作前に、初心者は熟練オペレーターにより行われる少なくとも 3 の手技を見た。

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ディスカッション

ここでは、鎖骨下静脈からの採血の方法を紹介してラットの採血のため、このメソッドが実行可能な安全で、適用可能なことを示します。このメソッドは、ペース メーカー リード植込み患者11で鎖骨下静脈穿刺から派生されます。鎖骨下静脈は、ちょうど後部と鎖骨尾は位置し、腋窩静脈からの続きです。それは第一肋骨の外側の境界線から12前斜角筋の?...

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開示事項

この作品は、国家自然科学基金の中国第 81670269、第 81500355 号 81500226 からの助成金によって支えられました。

謝辞

どれもが宣言されています。

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資料

NameCompanyCatalog NumberComments
ratsHunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, Hunan Province, China) 
stastical softwareSPSS Statistics 17
epilating agentFrance Yi Sha Cosmetics Co.,Ltd(Guangzhou, Guangdong Province ,China)
2.5 mL syringeShandong Weigao Group Medical Polymer Co.,Ltd(Weihai,Shandong Province ,China)
hair shaverShanghai FLYCO Electric Co., Ltd(Shanghai,China)
adhesive tape3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Germany)
Pentobarbital sodiumMerck
75% ethanolDepartment of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity
blood collection tubeHubei Jinxing Technology&Development Co.,Ltd (Wuhan Hubei Province,China) (2ml)
electronic scaleDongguan Shengheng Electronics Co.,Ltd (Dongguan,Guangdng Province,China)
canvas glovesfor anethesia
hepainNanjing Xinbai Pharmaceutical  Co.,Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China) (2mL, 12500 IU)
physical salineHunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd(Yueyang ,Hunan Province,China) (100ml)

参考文献

  1. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  2. Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
  3. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).
  4. Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies. Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).
  5. Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments. (90), e51969(2014).
  6. Cochran, B. J., et al. Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).
  7. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266(2007).
  8. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
  9. Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
  10. National Institute of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).
  11. Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation. Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).
  12. Luis, A. L., et al. Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia. Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).
  13. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).

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