JoVE Logo
著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

このプロトコルは、生体イメージングとex vivoの両方の方法で、マウスの目の血管回帰モデルであるヒアロイド血管を完全に視覚化し、特徴付けする方法の両方について説明します。定量分析のためのヒヤロイドの分離および後続の平らな台紙。

要約

眼では、胚性ヒアロイド血管は、網膜血管が発達すると、発達するレンズと網膜に栄養を与え、回帰する。ヒアロイド血管の持続的または失敗した回帰は、持続性過形成原発性静脈(PHPV)などの疾患で見られ、閉塞した光経路および視覚機能障害につながる。ヒアロイド血管回帰の根底にあるメカニズムを理解することは、血管回帰プロセスに関する新しい分子洞察と、持続的なヒアロイド血管を有する疾患を管理する潜在的な新しい方法につながる可能性があります。ここでは、光コヒーレンス断層撮影(OCT)と眼球フルオレセイン血管造影(FFA)を用いた生きたマウスにおけるヒヤロイドのイメージング手順と、定量分析のためのヒヤロイドを分離およびフラットマウントする詳細な技術プロトコルについて説明する。低密度リポタンパク質受容体関連タンパク質5(LRP5)ノックアウトマウスを、持続性ヒアロイド血管の実験モデルとして用い、その技術を例示した。これらの技術は、血管回帰の実験モデルとしてのヒアロイド血管の徹底的な評価と持続性ヒアロイド血管のメカニズムに関する研究を容易にする可能性がある。

概要

眼の血液供給は、網膜および周囲の眼組織の正常な発達を確保し、適切な視覚機能を備えるために不可欠である。眼には、網膜血管系、結状体、ヒアロイド血管の一過性胚循環ネットワークの3つの血管ベッドがあります。眼血管の発達は、胚発生および組織の成熟を通じて空間的および時間的な協調を必要とする。3つの血管床の中で、ヒアロイド血管系は、新たに形成された胚レンズおよび現像網膜に栄養および酸素を供給する最初の機能的な血液供給システムである。ヒヤロイド血管は、網膜血管が発達し、成熟すると同時に退行する。ヒアロイド血管系の回帰は、視覚機能の発達のための明確な視覚経路を可能にするために極めて重要である。したがって、この血管回帰プロセスは、静脈血管系の成長と同じくらい重要である。ヒアロイド回帰障害は眼疾患を引き起こす可能性がある。さらに、ヒアロイド血管の回帰は、血管回帰の調節に関与する細胞および分子機構を調べるためのモデルシステムを提供し、他の器官の血管新生調節にも影響を及ぼす可能性がある。

ヒアロイド動脈(HA)に由来するヒアロイド血管系は、バサ・ヒアロイデア・プロプリア(VHP)、チュニカ・バスクロサ・レンティス(TVL)、および瞳孔膜(PM)で構成される。これは、発生する網膜、一次静脈、および胚発生時のレンズに栄養を提供します2.HAから生じる、VHPはレンズへの静脈を通して前に分岐する。TVLはレンズカプセルの後面をカップし、アナストモスをPMに接続し、レンズ2、3の前面を覆い、PM内の血管のネットワークを形成する。3,4,5.興味深いことに、ヒアロイド血管系に静脈がなく、静脈の排水を達成するために、このシステムは甲状腺静脈を利用する。

ヒト胚では、ヒアロイド血管系は妊娠のおよそ9週目にほぼ完了し、最初の口骨血管が現れると、妊娠2の4ヶ月目に退行し始める。VHPの萎縮から始まり、TVLの毛細血管ネットワークの回帰、PM、そして最後に、HAはその後2、3が起こる。一方、一次静脈内引き込みおよび二次静脈は、コラーゲン繊維を含む細胞外マトリックス成分からなる形成を開始する。妊娠6ヶ月目までに、一次静脈は、視神経ディスクからレンズに伸びる小さな透明な運河に減少し、クロケットの運河またはヒアロイド管と呼ばれ、二次静脈は後部セグメントの主成分となる。2,3.ヒアロイド循環は、出産直前の妊娠35~36週でほとんど消滅し、3.

ヒアロイド血管系が出生時に完全に後退するヒトとは異なり、マウスヒアロイド血管系は出生後に後退し始める。マウス網膜が生まれ、網膜血管が生まれた後に発達するにつれて、ヒアロイド血管は出生後(P)4から同時に退行し、P21 6(図1)によってほとんど完全に後退する。PMはP10とP12の間で最初に消失し、VHPはP12とP16の間で消失し、少数のTVLおよびHA細胞はP16でも残り、P21によってヒヤロイド血管系回帰はほぼ完了する6である。その間、骨格は出生後に発症し始める。P7-P8では血管叢の表面層が完全に末梢網膜に広がり、P7-P12から深層(外プレキシフォーム層に位置する)が発達し、最後にP12とP15 7の間に中間プレクサスが発達する。.陰管血管が発達するにつれて、それは徐々に結び付け可能なヒアロイド血管の機能を置き換え、発達中の眼に栄養と酸素を提供する。マウスにおけるヒアロイド血管回帰の出生後の発生は、ヒアロイド血管系を観察し、研究するための容易にアクセス可能な実験モデルを提供し、生理学的および両方の下で血管回帰プロセスを支配する分子基盤を提供する。病理学的状態8.

ヒアロイド回帰の失敗は、胚学、原発性二頭状およびヒアロイド血管系の失敗または不完全な回帰に起因する眼の稀な先天性発達異常であるPHPVなどの疾患で見ることができる。ヒアロイド血管系の回帰過程を調節するメカニズムは複雑で広く研究されている。ヒアロイド血管の正常な回帰に不可欠な主要な分子経路の1つは、Wntシグナル伝達経路10であり、この経路における遺伝的変異がヒト9においてPHPVと関連している。実験的研究では、この回帰プロセスを仲介するために、現像眼のヒヤロイド血管の周りのマクロファージによって生成されるWntリガンドWnt7bを同定した。Wnt7bは、隣接する内皮細胞における受容体フリズルド4(FZD4)/LRP5との結合によりWntシグナル伝達を活性化し、細胞アポトーシスを開始し、ヒアロイド血管10の回帰を引き起こした。その結果、Wnt7b欠損マウスは、ヒアロイド血管10の持続性を示す。同様に、非従来型のWntリガンド、Norrin(Ndp遺伝子によってコードされる)も、開発中にヒアロイド血管回帰を誘導するためにFZD4/LRP5に結合する。Ndpy/-, Lrp5-/-およびFzd4-/-マウスはすべて、Wnt シグナル伝達11,12の重要な調節役割をサポートする延期されたヒヤロイド血管回帰を表示します。 13,14,15,16.さらに、別のWntコセプターLRP6は、ヒアロイド血管内皮細胞17におけるWntシグナル伝達経路を調節する上での機能においてLRP5と重なる。ヒアロイド回帰に寄与する可能性のある他の要因には、低酸素誘導因子18、19、血管内皮成長因子20、21、コラーゲン-1822、が含まれる。 23, Arf24, アンジオポエチン-25 , 骨形態形成タンパク質-426.本論文では、持続性ヒアロイド血管のモデルとしてLrp5-/-マウスを用いて、生体内法とex vivo法の両方を通じてヒヤロイド血管系を評価し特徴付ける技術を実証する。

生体内およびex vivoにおけるヒアロイド血管系の可視化は、ヒアロイド血管回帰のメカニズムを研究するために不可欠である。ヒアロイド血管を観察する現在の方法は、主にOCTおよびFFA画像、眼断面、およびヒアロイド平らなマウントを介して、VHPとHAを視覚化し、分析することに焦点を当てています。OCTおよびFFAは生体内イメージングツールに強力であり、目を開けた後に生きた動物の縦方向の観察を可能にする。さらに、隔離されたヒアロイドフラットマウントは、ヒヤロイド血管全体の可視化と容器数の正確な定量を達成するための手段を提供します。しかし、ヒアロイド血管の繊細で壊れやすい性質と、その分離の結果として生じる技術的な困難は、眼科研究における使用をいくらか制限している可能性があります10,17,27.本論文では、生体内の生きているレチナルイメージングとex vivo単離されたヒヤロイドフラットマウントの両方を組み合わせて、これらの技術の実現可能性を高めるために、ヒヤロイド血管の可視化の詳細なプロトコルを提供する。このプロトコルは、ライブファンダスおよびOCTイメージング28および単離されたヒヤロイドフラットマウント11のex vivo法に関する以前の出版物からの改変および拡張に適合している。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

プロトコル

すべての動物は、国立衛生研究所のガイドラインに従って、眼科および視力研究における動物の使用に関する視力と眼科研究協会(ARVO)の声明に従って治療された。ボストン小児病院の施設動物ケア・使用委員会(IACUC)が定める実験手順および規制に対する動物のケアと使用に関するNIH)。Lrp5-/-マウス (在庫なし 005823;ジャクソン研究所)とその野生型(WT)制御C57BL/6Jマウス(ストックNo.000664;ジャクソン研究室)を用いた。

1. パートI:げっ歯類のレチナルイメージングシステムを用いてヒアロイド血管の生体内イメージング

  1. マウス麻酔と瞳孔拡張の調製
    1. マウスを選択します。
      1. (目を開けた後に)P12より古いマウスを使用して、レチナルイメージングを行います。両方の男女が適しています。
      2. 所望に応じて、成人期を通じて遅延ヒヤロイド回帰(およびそのWT対照)を有する画像変異マウス。3週間より前のWTマウスは、検出可能な残りのヒヤロイド血管をあまり検出できない場合があり、したがってP12-P21は、可視WTヒヤロイドの残存物を撮像するのに理想的である。
    2. 麻酔用のケタミン/キシラジン混合物を調調します。
      1. ケタミンストック溶液(100mg/mL)と0.7mLのキシラジンストック溶液(20mg/mL)を2.3mL取り、20mLの滅菌生理食塩水(0.9%塩化ナトリウム)を加え、ケタミン/キシラジン混合物(10mg/mLケタミンおよびml)の作動溶液を作ります。
    3. マウスの体重の8倍の体積でケタミン/キシラジン混合物を経精管注入してマウスを麻酔する(例えば、20gマウスはケタミン/キシラジン作動液混合物の160μLを必要とする)ケタミンの作業用量[80mg/kg体重]およびキシラジン [4.8 mg/kg 体重] 混合物)
    4. 各眼に瞳孔拡張薬溶液(材料表参照)を1滴塗布し、麻酔直後にマウスの瞳孔を拡張させる。
    5. ペダル反射(しっかりした後肢つま先のピンチ)によって麻酔のレベルを評価する。マウスが十分に麻酔され(ペダル反射なし)、その瞳孔が広く広がるまで待ちます。
  2. ヒアロイド血管の光コヒーレンス断層撮影
    1. 人工涙でマウスの角膜を保湿し、その後、位置決め段階にマウスを置きます。
    2. OCTプローブのレンズでマウスの角膜に優しく接触します。視神経頭部が眼像画像の視野の中心に入るようにマウスとプローブを調整し、OCTイメージングを導く。
      注:げっ歯類のレチンナルイメージングシステムの一般的なセットアップ(材料の表を参照)とマウスの位置を調整する詳細については、Gong etal.28を参照してください。
    3. OCTの最適な画像を達成するためにフォーカスを調整します。
    4. OCTイメージングソフトウェア(材料表を参照)で示された線の角度を調整して、持続的なヒアロイド血管を明らかにし、画像を撮影します。
  3. Fウンダスfルオレスセインa.ニオグラフィーヒアロイド血管のイメージング
    1. フルオレセイン溶液を調製する:無菌リン酸緩衝生理食塩水(PBS)の9 mLをフルオレセイン溶液の1mL(ストック濃度:100mg/mL)に加える。最終的な作動液の濃度は10 mg/mLである。
    2. フルオレセイン作動溶液(5 μL/g体重)を前形に注入する。
    3. 人工涙でマウスの角膜を保湿し、その後、位置決め段階にマウスを置きます。
    4. ミクロンIVのレチナルイメージング顕微鏡のレンズを配置して、マウス角膜と直接接触させます。視神経ヘッドを視野の中央に配置するには、位置合わせを少し調整します。
    5. 顕微鏡フィルターを緑色蛍光チャネルに変更します。
    6. 画像を撮るために持続的なヒアロイド血管に焦点を当てます。
    7. 注射後1分、3分、5分、10分(10分以下)の後に複数の画像を撮影し、ヒヤロイド血管を観察するための最適なタイムポイント(信号対バックグラウンド比)を決定します。10分以内にFFAの手順を完了し、その後、フルオラセインが拡散しすぎて血管が見えなくなることがあります。
  4. 麻酔からのマウスの回復
    1. 手順の後、マウスを暖かい加熱パッドに置きます。
    2. マウスが再び移動するまで待って、マウスケージに戻します。

2. パートII:ヒアロイド血管のExビボ可視化

  1. 固定マウス目の準備
    1. 適切な年齢のマウスを選択します。
      注:新生児マウスは通常、ヒアロイド解剖のためにP8で犠牲にされる。男女ともに適しています。遅延ヒヤロイド回帰(およびそれぞれのWTコントロール)を有する変異マウスは、成人期を通じて解剖および分析され得る。
    2. CO2への曝露によってマウスを安楽死させる。
    3. 鈍い解剖によってマウスの目を列挙する。
    4. 眼球へのアクセスを可能にするために、マイクロ外科鉗子でまぶたを広く開きます。球面に湾曲したマイクロ外科手術鉗子を軌道下に置き、眼球を圧迫することなく視神経を把握します。鉗子で眼球をそっと引っ張って取り外します。
    5. あるいは、マイクロサージャリーハサミを使用して眼球を解剖し、4辺から軌道の背面に向かって地球に平行に切り、周囲の結合組織から地球を分離します。
    6. 固定のための室温で30分間PBSバッファーに4%パラホルムアルデヒドで目を浸します。
    7. 固定眼球を冷たいPBSバッファに移します。
      注:眼球は、最大1週間4°CでPBSに保存することができる。
  2. ゼラチン注入を伴うヒアロイド容器の埋め込み
    1. 5%(w/v)ゼラチン溶液を調調します。
      1. ゼラチンの50mgの重量を量る。
      2. ゼラチンを蒸留水の1mLに溶かします。
      3. ゼラチン溶液を37°Cの水浴で完全に溶解するまでインキュベートします。使用するまで37°Cの水で溶液を保管してください。
        注:溶液のより大きなバッチは、アリコートとして4°Cで調製および保存することができる。使用前に毎回、溶液を37°Cの水浴で温め、明確な一貫性を実現する必要があります。
    2. 解剖顕微鏡下で、50 μLのゼラチン溶液を四肢の静脈内体に注入する。異なる部位で注射3xを繰り返し、四肢の周りに均等に間隔をあけた合計4回の注射を行う(図2A)。
    3. 4°Cの冷蔵庫または氷の上で眼球を30分間インキュベートし、注入されたゼラチンを静脈空間で固化させる。
  3. ヒアロイド血管の解剖と分離
    注:図 2B-Eを参照してください。
    1. 組織が乾燥するのを防ぐために、PBSを含むペトリ皿に眼球を置きます。四肢にマイクロ外科はさみで切開を行い、角膜を取り除きます。
    2. 視神経を切り取って取り除く。
    3. 解剖顕微鏡では、2組の鉗子を使用して、強膜、コロイド、網膜色素上皮(RPE)層を剥がして廃棄し、虹彩を除去する。
    4. 網膜の視神経側を上向きにしてレンズ側を下にして、網膜カップのすぐ下に50 μLのPBSを注入し、ゼラチン化された静脈内体と網膜との間のPBSバッファーの蓄積を可能にする。
    5. 軽く剥がし、微小手術鉗子で静脈体から網膜カップと毛様体を取り除きます。
    6. 転写ピペットを用いて、PBSに浸漬したヒヤロイド組織を含むゼラチンカップを顕微鏡スライドに移す
    7. 残りのティッシュ(レンズ/ヒヤロイド)を裏返し、レンズ側が上を向きます。
    8. レンズを持ち上げ、レンズ/TVLとVHPの間の接続をゆっくりと緩め、その後、レンズ-TVLを取り除くためにマイクロ手術ハサミでHAをカットします。平らな台紙のためのヒヤロイドカップのVHP部分を保つ。
  4. ヒアロイド容器の平らな取付けと染色
    1. スライド上のPBSでヒヤロイドカップを静かにすすいで、すべての解剖破片を取り除きます。
    2. ヒヤロイドカップが適切なPBS溶液でスライド上に浮いていることを確認します。
    3. ゼラチン化ヒヤロイドカップの位置をマイクロ手術鉗子でゆっくりと配置し、スライド上にカップの縁を下にして調整し、溶融後の最適な外観を実現します。
    4. PBSに浸したヒヤロイドカップを37°Cのスライドウォーマーに置き、ゼラチンが溶けてヒアロイドが平らになるまで待ち、かろうじて乾燥しているとき(過度に乾燥しないでください)スライドを取り除きます。
    5. (オプション)ヒアロイド血管の免疫染色
      1. ブロッキングおよび貫通バッファー(例えば、5%ウシ血清アルブミン[BSA]および0.1%トリトンX-100をPBSバッファーに含む)を作る。フラットマウントヒヤロイド分離に50 μLのブロッキングバッファーを追加し、室温で30分間インキュベートします。
      2. 一次抗体の50 μL(例えば、CD31)(ブロッキングバッファーの1:100希釈)をヒアロイド単離の平らなマウントに適用し、その後、一晩4°Cの湿式箱にインキュベートします。
      3. PBSで3倍、毎回5分間ゆっくりとすすいで下ろします。
      4. 50 μLの二次抗体(例えば、ヤギの抗ウサギ二次抗体-Alexa 488、1:100希釈)をヒアロイドフラットマウントに適用し、室温で1時間インキュベートします。
      5. PBSで3倍、毎回5分間ゆっくりとすすいで下ろします。
    6. DAPI(4',6-diamidino-2-フェニリンドール)を使用して、ヒアロイド容器内の核を染色するアンチフェード取り付け媒体を1滴加します。
    7. 平らな台紙を完成させるために、ヒヤロイドにカバースリップをそっと置きます。
  5. フラットマウントヒヤロイド容器のイメージングと定量
    1. 蛍光顕微鏡でヒヤロイド容器のDAPI染色を画像化し、中央HAが見えるようにします(HAなしでサンプルを除外します)。
    2. HAから直接派生した血管分岐を特定し、定量のために容器枝の数を手動でカウントします。
  6. 目の断面におけるヒアロイド血管の可視化
    1. 適切な組織型に最適な切断温度化合物に固定眼球を埋め込み、ドライアイスに埋め込まれた目を凍結するか、-20°Cの冷凍庫に保存します。
    2. クライオスタットマイクロトームを使用して、埋め込まれた目の断面を-20 °Cで12 μmの厚さの断面にします。
    3. スライドに付着する組織セクションに優しく触れることによって、顕微鏡スライド室温に目の断面を収集します。
    4. 空気乾燥は、約30分間組織セクションを脱水し、染色の準備ができるまで-20°C冷凍庫に保存することができる。
    5. スライドをPBSですすいで、スライド上の残りの最適な切断温度化合物を除去します。
    6. (オプション)必要に応じて、必要に応じて室温で15分間、適切な固定バッファー(例えば、PBSで4%パラホルムアルデヒド)にスライドを浸します。
    7. 室温で30分間PBSで0.1%トリトンX-100で組織を透過化します。
    8. 血管染色用のアイソレクチン-IB4染色バッファーを調製する。
    9. 50 mL遠心管で50mLのPBSでイソレクチン-IB4(500μg)粉末を溶解し、再構成します。
    10. 1 M CaCl2溶液の50 μLをゆっくりと加え、滴下し、PBS/イソレクチン-IB4混合物の50 mLに入れます。このステップは、降水を避けるためにゆっくりと実行する必要があります。CaCl2の最終濃度は1μMである。Ca2+の存在は、イソレクチン-IB4染色のために必要とされます。
    11. スライド上のアイクロスセクションに30μLのアイソレクチン-IB4染色バッファーを塗布し、一晩4°Cの湿式箱にインキュベートします。
    12. 3xをすすいで、毎回5分間、PBSで使用します。
    13. DAPIを使用してアンチフェードマウントメディアを一滴追加し、セクション内の核を染色します。
    14. ティッシュセクションにカバースリップをそっと置き、フラットマウントを完成します。
    15. 顕微鏡下の組織をチェックして、アイカップ内のヒアロイド血管の存在を視覚化します。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

結果

生きたマウスにおけるヒアロイド血管の生体内イメージング
図 33ヶ月前のWTおよびLrp5-/-マウスにおける網膜およびヒアロイド組織のOCT画像の断面図を明らかにする。WT眼はヒヤロイド組織の不在を示し、Lrp5-/-眼は視神経頭部に由来する2つの持続性ヒアロイド血管を示す。図 3B?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

ディスカッション

ヒアロイド血管を評価し、特徴付ける技術は、動物モデルにおけるヒアロイド血管回帰を観察するために直感的かつ必要な手順であり、発達中の血管回帰の基礎となるメカニズムに関する研究を可能にする。生体内のレチナルイメージングは、同じ動物におけるヒアロイド回帰の縦方向の観察を可能にするが、OCTおよびFFAのためのげっ歯類眼球眼科イメージングシステムへのアクセスは、制?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

開示事項

著者は何も開示していない。

謝辞

この研究は、国立衛生研究所(NIH)の助成金(R01 EY024963およびEY028100)がJ.C.Z.W.に支援し、ナイツテンプラーアイ財団キャリアスターター助成金によって支援されました。本研究で説明したヒアロイド分離手順は、リチャード・ラング博士、栗原俊英博士、ロイス・スミス博士が寛大に共有したプロトコルからの改変に適応した。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
AK-Fluor (fluorescein injection, USP)Akorn17478-253-10
Anti-CD31 antibodyAbcamab28364
Antifade mounting mediumThermo FisherS2828
Antifade Mounting Medium with DAPIVector LaboratoriesH-1200
Artificial tear eyedropSystaneN/A
Bovine serum albumin (BSA)Sigma-AldrichA2058
C57BL/6J miceThe Jackson LaboratoryStock NO: 000664
Calcium chloride (CaCl2)Sigma-AldrichC1016
CryostatLeicaCM3050S
CryostatLeicaCM3050 S
Cyclopentolate hydrochloride and phenylephrine hydrochloride eyedropCyclomydrilN/A
Gelatin Sigma-AldrichG9382
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488ThermoFisher ScientificA-11008
Heating boardLab-Line Instruments Inc.N/A
Isolectin GS-IB4, 594 conjugateThermoFisher ScientificI21413
Ketamine hydrochloride injectionKetaVedNDC 50989-996-06
Lrp5-/- miceThe Jackson LaboratoryStock NO. 005823Developed by Deltagen Inc., San Mateo, CA
Micron IV and OCTPhoenix Research LabsN/AImaging software: InSight
MicroscopeZeissdiscovery v8
Microsurgery forcepsScanlan International4004-05
Microsurgery scissorsScanlan International6006-44
Optimal cutting temperature compoundTissue-Tek4583
Optimal cutting temperature compoundAgar ScientificAGR1180
Paraformaldehyde (16%)Electron Microscopy Sciences15710
Peel-A-Way disposable embedding molds (tissue molds)Fisher Scientific12-20
Phosphate-buffered saline (PBS) buffer (10X)TeknovaP0496
Slide cover glassPremiere94-2222-10
Superfrost microscope slides Fisherbrand12-550-15
Triton X-100Sigma-AldrichX100
Xylazine sterile solutionAkorn: AnaSedNDC: 59399-110-20

参考文献

  1. Lutty, G. A., McLeod, D. S. Development of the hyaloid, choroidal and retinal vasculatures in the fetal human eye. Progress in Retinal and Eye Research. 62, 58-76 (2018).
  2. Anand-Apte, B., Hollyfield, J. Developmental anatomy of the retinal and choroidal vasculature. The Retina and its Disorders. Besharse, J., Bok, D. , Academic Press. Oxford, UK. (2011).
  3. Hobbs, R. P., Hartnett, M. E. Chapter 2: The hyaloidal vasculature and its role in development. Pediatric Retina: Second Edition. Hartnett, M. E. , Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. (2013).
  4. Fruttiger, M. Development of the retinal vasculature. Angiogenesis. 10 (2), 77-88 (2007).
  5. Saint-Geniez, M., D'Amore, P. A. Development and pathology of the hyaloid, choroidal and retinal vasculature. The International Journal of Developmental Biology. 48 (8-9), 1045-1058 (2004).
  6. Ito, M., Yoshioka, M. Regression of the hyaloid vessels and pupillary membrane of the mouse. Anatomy and Embryology. 200 (4), 403-411 (1999).
  7. Stahl, A., et al. The mouse retina as an angiogenesis model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51 (6), 2813-2826 (2010).
  8. Liu, C. H., Wang, Z., Sun, Y., Chen, J. Animal models of ocular angiogenesis: from development to pathologies. FASEB Journal. 31 (11), 4665-4681 (2017).
  9. Shastry, B. S. Persistent hyperplastic primary vitreous: congenital malformation of the eye. Clinical & Experimental Ophthalmology. 37 (9), 884-890 (2009).
  10. Lobov, I. B., et al. WNT7b mediates macrophage-induced programmed cell death in patterning of the vasculature. Nature. 437 (7057), 417-421 (2005).
  11. Kato, M., et al. Cbfa1-independent decrease in osteoblast proliferation, osteopenia, and persistent embryonic eye vascularization in mice deficient in Lrp5, a Wnt coreceptor. The Journal of Cell Biology. 157 (2), 303-314 (2002).
  12. Xia, C. H., et al. A model for familial exudative vitreoretinopathy caused by LPR5 mutations. Human Molecular Genetics. 17 (11), 1605-1612 (2008).
  13. Xu, Q., et al. Vascular development in the retina and inner ear: control by Norrin and Frizzled-4, a high-affinity ligand-receptor pair. Cell. 116 (6), 883-895 (2004).
  14. Ye, X., et al. Norrin, frizzled-4, and Lrp5 signaling in endothelial cells controls a genetic program for retinal vascularization. Cell. 139 (2), 285-298 (2009).
  15. Ohlmann, A. V., Adamek, E., Ohlmann, A., Lutjen-Drecoll, E. Norrie gene product is necessary for regression of hyaloid vessels. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (7), 2384-2390 (2004).
  16. Chen, J., et al. Retinal expression of Wnt-pathway mediated genes in low-density lipoprotein receptor-related protein 5 (Lrp5) knockout mice. PLoS One. 7 (1), 30203(2012).
  17. Nayak, G., et al. Developmental vascular regression is regulated by a Wnt/beta-catenin, MYC and CDKN1A pathway that controls cell proliferation and cell death. Development. 145 (12), (2018).
  18. Kurihara, T., et al. Astrocyte pVHL and HIF-alpha isoforms are required for embryonic-to-adult vascular transition in the eye. The Journal of Cell Biology. 195 (4), 689-701 (2011).
  19. Huang, T. Q., et al. Deletion of HIF-1alpha partially rescues the abnormal hyaloid vascular system in Cited2 conditional knockout mouse eyes. Molecular Vision. 18, 1260-1270 (2012).
  20. Yoshikawa, Y., et al. Developmental regression of hyaloid vasculature is triggered by neurons. The Journal of Experimental Medicine. 213 (7), 1175-1183 (2016).
  21. Garcia, C. M., et al. The function of VEGF-A in lens development: formation of the hyaloid capillary network and protection against transient nuclear cataracts. Experimental Eye Research. 88 (2), 270-276 (2009).
  22. Hurskainen, M., et al. Abnormal maturation of the retinal vasculature in type XVIII collagen/endostatin deficient mice and changes in retinal glial cells due to lack of collagen types XV and XVIII. FASEB journal. 19 (11), 1564-1566 (2005).
  23. Fukai, N., et al. Lack of collagen XVIII/endostatin results in eye abnormalities. The EMBO Journal. 21 (7), 1535-1544 (2002).
  24. McKeller, R. N., et al. The Arf tumor suppressor gene promotes hyaloid vascular regression during mouse eye development. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (6), 3848-3853 (2002).
  25. Hackett, S. F., Wiegand, S., Yancopoulos, G., Campochiaro, P. A. Angiopoietin-2 plays an important role in retinal angiogenesis. Journal of Cellular Physiology. 192 (2), 182-187 (2002).
  26. Chang, B., et al. Haploinsufficient Bmp4 ocular phenotypes include anterior segment dysgenesis with elevated intraocular pressure. BMC Genetics. 2, 18(2001).
  27. Wang, Z., et al. Pharmacologic Activation of Wnt Signaling by Lithium Normalizes Retinal Vasculature in a Murine Model of Familial Exudative Vitreoretinopathy. The American Journal of Pathology. 186 (10), 2588-2600 (2016).
  28. Gong, Y., et al. Optimization of an Image-Guided Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model in Mice. PLoS One. 10 (7), 0132643(2015).
  29. Kishimoto, A., et al. Histochemical characteristics of regressing vessels in the hyaloid vascular system of neonatal mice: Novel implication for vascular atrophy. Experimental Eye Research. 172, 1-9 (2018).
  30. Lang, R. A., Bishop, J. M. Macrophages are required for cell death and tissue remodeling in the developing mouse eye. Cell. 74 (3), 453-462 (1993).
  31. Riazifar, H., et al. Phenotypic and functional characterization of Bst+/- mouse retina. Disease Models & Mechanisms. 8 (8), 969-976 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

147LRP5Wnt

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved