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この記事について

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  • 謝辞
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  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

このプロトコルは、自由に動くマウスの2つの脳領域に9つの独立して調節可能なテトロデスと1つの調節可能な光シリコンプローブの移植を可能にするハイブリッドマイクロドライブアレイの構築について説明する。また、オプトシリコンプローブを複数の目的で安全に回収・再利用する方法も実証されています。

要約

多地域の神経記録は、複数の脳領域間の微細な時間スケールの相互作用を理解するために重要な情報を提供することができます。しかし、従来のマイクロドライブ設計では、単一または複数の領域から記録する電極の1種類のみを使用することが可能で、単一ユニットまたは深度プロファイル記録の収率が制限されます。また、多くの場合、電極記録と光遺伝学的ツールを組み合わせて経路や細胞タイプの特定の活性を標的にする機能を制限します。ここでは、収量を最適化するためにマウスを自由に移動するためのハイブリッドマイクロドライブアレイと、マイクロドライブアレイの製造と再利用の説明を示します。現在の設計は自由に動くマウスで同時に2つの異なった脳区域に埋め込まれる9つのテトロデスおよび1つのオプトシリコンの調査を採用する。テトロデスおよび光シリコンプローブは、ユニットおよび振動活性の収率を最大化するために、脳内の背筋軸に沿って独立して調整可能です。このマイクロドライブアレイには、光のセットアップが組み込まれ、光遺伝学的操作を媒次化して、長距離神経回路の局所または細胞型固有の応答と機能を調べることもできます。さらに、オプトシリコンプローブは、各実験後に安全に回収し、再利用することができます。マイクロドライブアレイは3Dプリント部品で構成されているため、様々な設定に合わせてマイクロドライブの設計を簡単に変更できます。最初に説明したマイクロドライブアレイの設計と光遺伝学実験用のシリコンプローブに光ファイバを取り付ける方法、続いてテトロードバンドルの製造とアレイのマウス脳への移植方法について説明します。光遺伝学的刺激と組み合わせた局所視野電位とユニットスパイクの記録はまた、自由に動くマウスにおけるマイクロドライブアレイシステムの実現可能性を実証する。

概要

ニューロン活動が学習や記憶などの認知プロセスをどのようにサポートしているかを理解することは、異なる脳領域が動的にどのように相互作用するかを調べていくうえで重要です。認知タスクの根底にある神経活動のダイナミクスを解明するために、マイクロドライブアレイ1、2、3、の助けを借りて自由に動く動物において、大規模な細胞外電気生理学が行われてきた。 4.過去20年間で、いくつかのタイプのマイクロドライブアレイは、ラット5、6、7、8およびマウス9の複数脳領域に電極を移植するために開発された。10歳,11歳,12.それにもかかわらず、現在のマイクロドライブの設計は、一般的に複数のプローブタイプの使用を許可していない、研究者は、特定の利点と制限を持つ単一の電極タイプを選択することを余儀なくされています。例えば、テトロード配列は、後部海馬CA11、13などの人口密度の高い脳領域に適していますが、シリコンプローブは解剖学的接続を研究するためのより良い幾何学的プロファイルを与えます14 ,15.

テトロデスとシリコンプローブは、多くの場合、生体内慢性記録に使用され、それぞれが独自の長所と短所を持っています。テトロデスは、費用対効果と機械的剛性に加えて、単一の電極16、17よりも優れた単一ユニット絶縁で重要な利点を有することが証明されています。彼らはまた、マイクロドライブ8、18、19、20と組み合わせると、単一ユニット活動のより高い収率を提供します。神経回路21の機能を理解するために同時に記録されたニューロンの数を増やすることが不可欠である。例えば、時間関連の22細胞や報酬コーディング23細胞などの機能的に異種細胞タイプの小さな集団を調査するためには、多数の細胞が必要である。スパイクシーケンス13、24、25のデコード品質を向上させるためには、はるかに高いセル番号が必要です。

しかし、テトロデスは、皮質や視床など、空間的に分布する細胞を記録する上で欠点がある。テトロデスとは対照的に、シリコンプローブは、局所的な電界電位(LFP)の空間分布および相互作用を提供し、局所構造14,26内のスパイク活動を提供することができる。マルチシャンクシリコンプローブは、記録部数をさらに増やし、単一または隣接する構造27間で記録を可能にする。しかし、このようなアレイは、テトロデスに比べて電極部位の位置決めにおいて柔軟性が低い。さらに、高密度プローブでは、tetrodes28、29、30によって取得されたデータをミラーリングするために、隣接チャネルのアクションポテンシャルに関する情報を抽出するために、複雑なスパイクソートアルゴリズムが必要です。したがって、単一ユニットの全体的な収率は、多くの場合、テトロデスよりも低いです。さらに、シリコンプローブは、その脆弱性と高コストのために不利です。したがって、テトロデス対シリコンプローブの選択は、記録の目的に依存し、記録部位で高い単一単位または空間プロファイリングの高い収率を得るかどうかが優先されるかどうかが問題である。

神経活動を記録することに加えて、光遺伝学的操作は、特定の細胞の種類や経路が神経回路機能にどのように寄与するかを調べる神経科学のより強力なツールの一つとなっています13,31, 32、33.しかし、光遺伝学的実験は、光源34、35、36に光ファイバコネクタを取り付けるためにマイクロドライブアレイ設計に追加の考慮を必要とする。多くの場合、光ファイバを接続するには比較的大きな力が必要であり、脳内のプローブの機械的シフトにつながる可能性があります。したがって、従来のマイクロドライブアレイに埋め込み型光ファイバを組み合わせるのは簡単な作業ではありません。

上記の理由から、研究者は、電極の種類の選択を最適化するか、記録の目的に応じて光ファイバを埋め込む必要がある。例えばテトロデスは海馬1、13においてより高い単位収率を達成するために使用され、シリコンプローブは中間内皮質(MEC)37などの皮質領域の層深度プロファイルを調製するために使用される。現在、テトロデスとシリコンプローブの同時移植のためのマイクロドライブは、ラット5,11について報告されていた。しかし、マイクロドライブの重量、マウスヘッド上のスペースの限り、異なるプローブを採用するようにマイクロドライブを設計するための空間要件のために、マウスに複数のテトロデスとシリコンプローブを埋め込むことは非常に困難です。マイクロドライブなしでシリコンプローブを埋め込むことは可能であるが、この手順はプローブの調整を可能にせず、シリコンプローブ回収12、38の成功率を低下させる。さらに、光遺伝学的実験は、マイクロドライブアレイ設計に追加の考慮事項を必要とします。このプロトコルは、自由に動くマウスで慢性記録用のマイクロドライブアレイを構築して移植する方法を示し、9つの独立して調節可能なテトロデスと1つの調節可能な光シリコンプローブの移植を可能にする。このマイクロドライブの配列はまたシリコン調査の光遺伝学的実験そして回復を促進する。

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プロトコル

ここに記載されているすべての方法は、テキサス大学サウスウェスタン医療センターの機関動物ケアおよび使用委員会(IACUC)によって承認されています。

1. マイクロドライブアレイ部品の準備

  1. 歯科用モデル樹脂を使用して3Dプリンタを使用してマイクロドライブアレイ部品を印刷します(図1A,B)。個々の 3D プリント レイヤーの厚さが 50 μm 未満であることを確認して、印刷された部品の小さな穴を明確かつ実行可能に保ちます。
    注:マイクロドライブアレイは、(図1C)、(1)テトロデス用のマイクロドライブネジ9本とシリコンプローブ用ネジ1本を含むマイクロドライブアレイの本体で構成されています(図1Ca-d)。下部のオプトシリコンプローブのテトロードバンドルと穴の調整は、標的脳領域の座標に依存します(図1Cd)。(2)シリコンプローブまたはオプトロードを取り付けるシャトル(図1Ce)。(3)シリコンプローブコネクタを保持するプローブ電気ネクタマウント(図1Cf);(4)光ファイバコネクタを差し込む/抜くときに埋め込まれた光シリコンプローブの望ましくない動きを防ぐために、体の中央部分にクランプするファイバーフェルールホルダー(図1Cg)。(5)マイクロドライブアレイに物理的および電気的シールドを提供するシールドコーン(図1Ch)。マイクロドライブアレイの総重量は、シールドコーンを含む5.9gです(表1)。印刷部品に穴が詰まっている場合は、ドリルビットを使用して穴をドリルアウトします:内部穴の#76、テトロードマイクロドライブネジ用の外側の穴の#68、テトロードマイクロドライブスクリューサポーター穴の#71、下部のガイドポストの穴の#77体。
  2. マイクロドライブアレイ本体へのガイドポストの挿入。
    1. 26Gaステンレス鋼線の2つの16ミリメートルの長さをカットします。ロータリーグラインダーを使用してワイヤチップをそっと研ぎます。
    2. 本体の底部穴にワイヤーを挿入します(図2A)。ガイドポストを確保するために、体の底部にシアノクリレート接着剤の少量を適用します。

2. オプトシリコンプローブ調製

  1. シリコンプローブ用のマイクロドライブネジを準備します。
    注:シリコンプローブのマイクロドライブネジは、サポートチューブをサポートするカスタムネジ(300μmピッチ)とL字型チューブ(図2B)で構成されています。
    1. マイクロドライブヘッド用の金型を準備します(図2C)。金型を構築するには、マイクロドライブの3Dプリントプラスチックパターンを用意します(図2Ca)。次に、パターンの周りにテープを入れて時間壁を作った後に液体シリコーンゲルを注ぎます。そっと振って気泡を取り出し、硬化するまで待ってから、パターンからシリコーンゲル型を取り除きます(図2Cb)。
    2. ロータリーグラインダーを使用して、23Gステンレスワイヤーの18 mmと9.5 mmの長さをカットします。歯科アクリルの接着性を高めるために回転式粉砕機でワイヤーの上の2-3ミリメートルを粗くする。
    3. 1つのカスタムネジを取り、歯科アクリルとの摩擦を減らすためにシリコンオイルの少量を適用します。ワイヤーとカスタムスクリューを金型にセットします。
    4. ワイヤーとネジの周りの気泡を除去するために、注射器を使用して金型に歯科アクリルを注ぎます。気泡汚染はマイクロドライブを壊れやすくします。歯科用アクリルが完全に硬化するまで待ってから、型からマイクロドライブネジを取り外します。ペンチを使用して60°の角度に長いワイヤー先端の6ミリメートルを曲げます。
    5. マイクロドライブネジ(ひび割れ、気泡、摩擦など)の品質を確認して、ネジを回転させます。摩擦が大きい場合は、マイクロドライブネジと組み合わせるカスタマイズされたドライバチップを備えた電動スクリュードライバを使用して滑らかになるまでネジを回転させます。
    6. マイクロドライブネジをマイクロドライブアレイ本体に取り付け、ネジを回してスムーズに上下に動くかどうかを確認します。ねじのねじは、本体の穴にネジを挿入すると自動的に作成されます。
  2. シャトルを準備します(図3Aa)。
    1. 鋭いはさみを使用して、ポリエーターケトン(PEEK)チューブの2つの5ミリメートルの長さをカットします。シャトルの両側にチューブを合わせます。エポキシを使用してチューブとシャトルを接着します。
    2. ガイドポストに少量のシリコンオイルを塗布します。マイクロドライブアレイ本体のガイドポストに挿入して、シャトルの品質を確認してください。シャトルが過度の摩擦なしでスムーズに移動することを確認してください。
  3. オプトロードを準備する(図3Ab)。光遺伝学的実験が必要ない場合、このステップはスキップできます。
    1. ルビーカッターを使用して光ファイバの長さを21mmに切ります。繊維先端を粉砕して、先端を平らにして光沢のあるようにします。
    2. 光ファイバをシリコンプローブの前面にそっと置きます。繊維先端は電極の部位の上に200-300 μm置かれる。透明なテープで繊維を一時的に保持します。
    3. 少量のエポキシを使用して、シリコンプローブのベースに光ファイバを接着します。エポキシが完全に治癒するまで、少なくとも5時間待ちます。
      注:電極部と同じ側に光ファイバを取り付けることをお勧めします。裏面に繊維を取り付けることで、光が記録部に正しく照らされなくなる場合があります。
  4. シャトルをシリコンプローブ(図3Ac)に取り付けます:シリコンプローブのベースの背面に少量のエポキシを塗布します。シャトルの底部をシリコンプローブのベースに取り付け、エポキシの初期硬化時にシャトルとシリコンプローブベースの間の隙間が形成されないように、2~3分間静かに位置を保つ。エポキシが完全に治癒するまで、少なくとも5時間待ちます。
  5. 顕微鏡下の本体のガイドポストにシャトルチューブを慎重に挿入します(図3B)。この手順の間に、細かいピンセットでシャトルの溝を保持します。
  6. マイクロドライブネジをネジ穴に差し込みます。シャトルヘッドの溝にL字型ワイヤーの先端を差し込んでシリコンプローブとマイクロドライブスクリューを取り付け(図3C)。
  7. プローブ電気コネクタホルダーをマイクロドライブアレイ本体に取り付けます(図3D)。
    1. 2 本の#0ネジを 3.5 mm のねじ長に切ります。バリを取り除くための先端を粉砕します。
    2. プローブコンテナーホルダーを本体に置きます。シリコンプローブの電気コネクタをホルダーに取り付けます。
    3. エポキシを使用してホルダー内のシリコンプローブコネクタを固定し、シリコンプローブの回収手順を可能にするためにマイクロドライブアレイ本体に接着しないようにしてください。ネジを挿入して、プローブ・コネクター・ホルダーを保持します。
  8. フェルールホルダーをオプトシリコンプローブとマイクロドライブアレイ本体(図3D)に取り付けます。
    1. 2本の#0ネジを6mmのネジ長に切ります。バリを取り除くための先端を粉砕します。
    2. 2つの#0機械ねじナットの外側を粉砕し、2.5〜3.0 mmの外径の小さな六ックスナットを作り、重量とスペースを減らします。
    3. ネジをホルダーのコンポーネントAに挿入します。エポキシを使用してネジヘッドを接着します。
    4. 部品AとBに少量のシリコングリースを塗布し、本体との摩擦を低減します。コンポーネント A を本文に挿入し、逆ピンセットを使用して一時的に保持します。
    5. コンポーネント B をコンポーネント A のネジに配置します。カスタマイズしたナットをネジに通します。ペンチを使用してナットを締め、ボディのフェルールホルダーを固定します。
    6. 繊維フェルールホルダー(成分B)の溝に繊維フェルールを挿入します。ファイバーフェルールがホルダーから4~5mm引き出されていることを確認します。
    7. フェルールとホルダー溝の間に少量のエポキシを塗布します。エポキシが完全に硬化するまで待ち、フェルールが動かないように確認します。マイクロドライブスクリューを回す前にナットを緩めて、シャトルとフェルールホルダーでスムーズな動きを確認してください。
    8. プローブの動作距離を確認します。シャトルチューブがガイドポストに関連付けられている間、フェルールホルダーが一番上の位置にあるときに、プローブ先端が完全にボディに引き込まれたことを確認します。最大作業距離は、シリコーンプローブと標的脳領域の長さによって決定されます。
    9. マイクロドライブネジが緩んでいる場合は、ネジの周りに少量の歯科アクリルを塗布し、サポート用のネジを追加します。硬化したら、ネジを回転させて、締め付けと安定性を確認します。

3. テトロードの準備

注: この手順は、以前に公開された記事 8、19、20、39似ています。

  1. テトロード用のマイクロドライブネジを準備します。テトロードのマイクロドライブは、カスタム加工されたネジと23 Gチューブ(図2B)で構成されています。この手順はセクション 2.1 に似ています。
  2. 内部に5.5ミルのワイヤーを持っている30 Gステンレス鋼の管の束を作る。この場合、合計9個の30Gチューブ(8個の記録テトロデと1つの基準電極)を用いた。
  3. ドライブ本体の底部から30Gバンドルを通し、本体に20Gの薄肉チューブで固定します。ロータリーグラインダーでバンドルの底部をトリミングし、先端を均一にし、フラッシュします。30Gチューブの上部をロータリーグラインダーでトリムし、30Gチューブが本体から約0.5mm突き出るようにします。
  4. 5.5ミルポリイミド絶縁チューブを30Gチューブにロードします。テトロードワイヤを準備し、32チャンネルの電気インターフェイスボード(EIB)にロードします。最終的な精密切断の前にインピーダンステスターとの電気的な接続を確認してください。
  5. 金めっき液で250~350 kΩに下がった電極先端インピーダンス。スーパーグルーですべてのテトロデを修正します。
  6. ポリイミドチューブとテトロードの間に過度の隙間をシールと潤滑用の鉱物油で埋めます。アース線を EIB にルーティングします。
    注:必要に応じて、光ファイバはテトロードワイヤ12に沿って統合することができます。

4. シールドコーンの取り付け

  1. 印刷されたコーンの内側にシルバー導電シールド塗料を塗装します。マイクロドライブアレイを円間の内側に置きます(図3E)。
  2. 2 本の#0ネジを 3.5 mm のねじ長に切ります。コンネの外側からネジを固定し、マイクロドライブアレイを所定の位置に保持します。
  3. シールドコーンを電気的に接続するには、ネジヘッドの周りに銀色の塗料を塗布します。アース線とコーン間の電気的接続を確認します。マイクロドライブアレイ本体とシールドコーンの間に少量のエポキシを塗布し、しっかりと本体を取り付けます。
    注:シールドコーンを準備するもう1つの方法は、アルミテープ40(図3F)を使用することです。まず、アルミ箔を紙に貼り付けた後、遮蔽コーン用のパターンペーパーを用意する(図3Fa)。次に、用紙を転がし、少量のシアノクリレート接着剤を用いてマイクロドライブ本体に取り付ける(図3Fb)。この円間の重量は0.72gで、マイクロドライブアレイの総重量は4.7gに減少します(表1)。

5. インプラント手術

注:この手順は、デュアルサイト移植のために、以前に公開された記事18、39、41から変更されます。手術後の回復を早くするために、マイクロドライブインプラントの動物の重量が25gを超えるようにしてください。

  1. 準備
    1. アースネジを準備するには、シルバーワイヤーをスカルネジに取り付け、銀色の塗料を塗布します。次に、銀の塗料を使用して、ワイヤーの反対側に金のピンを取り付けます。
    2. マイクロドライブ・アレイをステレオタクティック・デバイスに保持するドライブ・ホールディング・アダプターを準備します。エポキシを使用して、男性のコネタをステンレスハンドルに取り付けます。接続機とステンレスハンドルの位置合わせがまっすぐであることを確認します。
    3. 記録後に組織学的確認が必要な場合は、シリコンプローブ38のテトロデスまたは裏側にDi-Iを適用する。
    4. シリコンプローブを下げて、所望の深さにします。ペンチを使用してフェルールホルダーのナットを緩め、シリコンプローブのマイクロドライブスクリューを回してシリコンプローブ(オプトシリコンプローブ)を下げ、ナットを固定してフェルールホルダーを固定します。海馬領域CA1とMECのシリコンプローブにテトロデスを埋め込む場合、テトロードカニューレとシリコンプローブの先端との間の距離は3〜4mmです。
  2. 麻酔マウス(0.8%~1.5%イソフラン)を立体装置にセットします。マウスの麻酔状態は、つま先ピンチ反射の不在によって確認される。乾燥を防ぐために目に透明なointmentを適用します。強い外科的光暴露から保護するために箔の部分で目をカバーします。
  3. 毛皮を剃った後、ヨウ素とイソプロパノールでマウスの頭皮を消毒します。標準的な外科はさみを使用して頭皮に1.5〜2.0 cmの切開を行い、皮下にリドカインを塗布した後、綿棒を使用して頭蓋骨の上の組織を取り除きます。
  4. マウスヘッドをステレオタキスティックツールに合わせます。ブレグマとラムダの高さの差が 100 μm 未満であることを確認します。アトラスを使用して開頭術の場所を決定し、殺菌された鉛筆でこれらの場所をマークします。
  5. 頭蓋骨のネジ(直径0.8mm、糸音0.200mm)を1.5回転(0.3mm)回転させて、0.5mmドリルビットを使用して頭蓋骨に8~11個の穴を開けた後、外科用ピンセットとドライバーを使用してアンカーします。
    注:前頭頭蓋骨の2~4穴、頭頂頭蓋の両側に2~3個の穴、頭蓋間頭蓋骨の1~2個の穴が推奨されます。
  6. 頭間骨に穴を開けた後、1ターン(0.2mm)回転させてアースネジを穴に取り付けます。この穴が骨を通って脳の場合に浸透しないことを確認します。それ以外の場合は、小脳信号が記録を汚染します。インピーダンスメーターを使用して、アースネジとスカルスクリューの間の1kHzでインピーダンスが20 kΩ未満であることを確認します。
    注: インピーダンスが大きいほど、録音中にモーションアーティファクトが導入されます。
  7. マークされた場所で開頭術を実行します。硬膜はマウスにそのまま残すことができます。
  8. アースネジのオスピンとマイクロドライブアレイのアースコネクタを接続します。アースネジとシールドの間を測定して、インピーダンスメーターを使用して接続性を確認します。
  9. マイクロドライブアレイをアダプターにセットし、ステレオタックスデバイスにセットし、シリコンプローブを目的の深さまでゆっくりと下げてください。シリコンプローブを脳に挿入する際に、テトロードバンドルが脳表面の上に置かれ、マイクロドライブアレイの内側に置かれていることを確認します(図4A)。
  10. シリコンプローブとテトロードバンドルの面積を密封するためにシリコングリースを慎重に塗布します(図4B)。20G針の先端に少量のシリコングリースを入れ、針を使用してプローブの周りにグリースを適用します。シリコングリースがプローブの周囲を完全に覆い、歯科用アクリルが電極/プローブの上または下に流れないように、この手順を繰り返します。グリースが電極部位に触れないように注意してください、そうでなければ、それは劇的に記録部位のインピーダンスを増加させるでしょう。
  11. 歯科用アクリルを適用して、マイクロドライブアレイを頭蓋骨の固定ネジに固定します。
    注:アクリルの硬化中に発生する過度の熱を避けるために、3層に歯科アクリルを適用することをお勧めします。
  12. マイクロドライブ・アレイからアダプターを慎重に取り外します。脱水を防ぐために、1 mLのPBSを皮下に注入する。鎮痛治療として皮下に5mg/kgメロキシカムを注入する。
  13. シリコンプローブコネクタをテープで覆い、電気的な接続の中に汚れが入らないようにします。マイクロドライブアレイをプラスチックパラフィンフィルムで覆い、所定の位置にテープで留めています。
  14. 3日間の適切な鎮痛治療を投与する(例えば、1日1回2mg/kgメロキシカムの皮下注射)。テトロード調整を開始する前に、回復に 3 ~ 5 日を許可します。回復期間後に埋め込まれたマウスを図4Cに示す。

6. シリコンプローブの回収(図4D)

  1. ケタミン(75mg/kg)とデキスメデトミジン(1mg/kg)麻酔薬を腹腔内に注入し、つま先ピンチ反射がないことを確認した。フードを使用して心臓を通して4%パラホルムアルデヒドを直接浸透させ、麻酔マウスを修正します。げっ歯類の外科的方法は、前述の42である。
  2. ペンチを使用してフェルールホルダーのナットを緩めます。次に、調整ネジを回して慎重に本体の上部に移動し、シリコンプローブをマイクロドライブアレイ本体の内部に向かって完全に引き込みます。ナットを固定して、プローブを一番上の位置に保持します。
  3. 横から頭蓋骨を割って、下からマウスの脳を取り出します。マイクロドライブアレイは動物から分離されました。
  4. シリコンプローブを駆動するL字型マイクロドライブスクリューを完全に取り外します。ペンチを使用してフェルールホルダーのナットを緩めて取り出します。フェルールホルダーの部品Aを取り出します。
  5. プローブコネクタのマウントを外し、ドライブ本体から取り外します。プローブコネクタマウントがマイクロドライブアレイ本体から外れていることを確認します。
  6. シャトルの上部をピンセットで保持し、マイクロドライブアレイからシリコンプローブアセンブリを慎重にスライドさせます。
  7. 少なくとも1日、コンタクトレンズクリーナー(まず酵素で、次に3%過酸化水素)でプローブチップを清掃します。顕微鏡下のイソプロパノールパッドを使用して、電極先端を慎重に拭きます。プローブは、静的なストレージ ボックスに保管します。
    注:シャトルおよびプローブコネクターの台紙はシリコンプローブに取り付けられたままで、次の注入で再利用できます。
    注:一部のシリコンプローブは過酸化水素では許容できません。この場合、プロテオ溶解酵素のみを含むコンタクトレンズ溶液を用いる。
  8. マイクロドライブアレイ本体を次の手術に再利用するには、細かい先端ドリルとニッパーを組み合わせて歯科用アクリルを取り外します。次いで、取り出した歯科用アクリルをアセトンに浸漬して頭蓋骨ネジを回収する。アセトンはマイクロドライブアレイのプラスチック部品を溶解します。
  9. メスを使用してマイクロドライブ本体とシールドコーンの間のエポキシを取り除きます。
    注:マイクロドライブが壊れていない場合は、次の手術のために追加の部品を再び印刷する必要はありません。

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結果

マイクロドライブアレイは5日以内に構築された。マイクロドライブ調製のタイムラインを表2に示す。このマイクロドライブを用いて、9個のテトロデスと1つのシリコンプローブをマウスの海馬CA1およびMECに移植した[21週齢/29g体重オスpOxr1-Cre(C57BL/6背景)]。このトランスジェニックマウスは、MEC層IIIピラミッド型ニューロン中のCreを発現する。マウスをAAV5-DIO-ChR2-YFPの200 nL(力価:7.7 ...

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ディスカッション

このプロトコルは、独立した調節可能な四位体と自由に振る舞うマウスのシリコンプローブを使用して、2つの脳領域からの神経活動の記録を可能にするハイブリッドマイクロドライブアレイを構築し、移植する方法を示す。また、光遺伝学的実験と実験後のシリコンプローブの回収を示す。調整可能なシリコンプローブ33またはオプトシリコンプローブ36?...

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開示事項

著者は何も開示していない。

謝辞

本研究は、日本学術振興会海外研究フェローシップ協会(HO)、奨学金プログラム(TK)、ヒューマンフロンティアサイエンスプログラム(TK)、脳研究財団(TK)、教員科学技術取得、および一部の支援を受けています。リテンションプログラム(TK)、脳行動研究財団(TK)、住友財団研究助成金(JY)、NARSAD若手研究者研究助成金(JY)。私たちは、原稿の準備中に貴重なコメントや提案のためにW.マークスに感謝します。

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資料

NameCompanyCatalog NumberComments
#00-90 screwJ.I. Morris#00-90-1/8EIB screws
#0-80 nutSmall PartsB00DGB7CT2brass nut for holding fiber ferrule holder
#0-80 screwSmall PartsB000FMZ57Gbrass machine screw for probe connector mount, fiber ferrule holder, and shielding cone
22 Ga polyetheretherketone tubesSmall PartsSLPT-22-24for attaching to the shuttle, 0.025 inches inner diameter
23 Ga stainless tubingSmall PartsHTX-23Rfor tetrode
23 Ga stainless wireSmall PartsHTX-23R-24-10for L-shape/support wire
26 Ga stainless wireSmall PartsGWX-0200for guide-posts
30 Ga stainless wireSmall PartsHTX-30Rfor tetrode
3-D CAD software packageDassault SystèmesSolidWorks 2003
3D printerFormLabForm2
5.5mil polyimide insulating tubesHPC Medical72113900001-012
aluminum foil tapeTycoTyco Adhesives 617022 Aluminum Foil Tapefor the alternative shielding cone
conductive pasteYSHIELDHSF54for shielding cone
customized screws for silicon-probe microdriveAMTUNM1.25-HalfMoonhalf-moon stainless screw, 1.5 mm diameter, 300 µm thread pitch
customized screws for tetrode microdriveAMTYamamoto_0000-160_9mmslotted stainless screw, 0.5 mm diameter, 160 µm thread pitch, custom-made to order for our design
dental acrylicStoelting51459
dental model resinFormLabRS-F2-DMBE-02
Dremel rotary toolDremelmodel 800a grinder
drill bitFine Science Tool19007-05
electric interface boardNeuralynxEIB-36-Narrow
epoxyDevconGLU-735.905 minutes epoxy
eye ointmentDechraPuralube Ophthalmic Ointmentto prevent mice eyes from drying during surgery
fiber polishing sheetThorlabsLFG5Pfor polishing the optical fiber
fine tweezersProtech International15-368for loading/recovering the silicon probe
gold pinsNeuralynxEIB Pins Small
ground wireA-M Systems7815000.010 inch bare silver wire
headstage preampNeuralynxHS-36
impedance meterBAK electronicsModel IMP-21 kHz testing frequency
mineral oilZONA36-105for lubricating screws and wires
optical fiberDoricMFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
Recording systemNeuralynxDigital Lynx 4SX
ruby fiber scribeThorlabsS90Rfor cleaving the optical fiber
silicon greaseFine Science Tool29051-45
silicon probeNeuronexusA1x32-Edge-5mm-20-177Fig. 3, 4A, 4B, 5
silicon probeNeuronexusA1x32-6mm-50-177Fig. 4C
silicon probe washing solutionAlconAL10078844contact lens cleaner
silicone lubberSmooth-OnDragon Skin 10 FASTfor preparation of microdrive mold
silver paintGC electronic22-023silver print II coating, used for ground wires
skull screwOtto Frei2647-10AC0.8 mm diameter, 0.200 mm thread pitch
standard surgical scissorsROBOZRS-5880
stereotaxic apparatusKopfModel 942
super glueLoctiteLOC230992for applying to guide-posts
surgical tweezersROBOZRS-5135
Tetrode TwisterJun YamamotoTT-01
tetrode wiresSandvikPX000004

参考文献

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018(2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8(2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21(2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001(2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8(2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773(2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675(2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402(2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002(2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L. Jr, Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869(2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012(2013).

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