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Bioengineering
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二次元培養はされているが一般的ないくつかの時間のため、細胞の三次元培養により現実的に動作し、もっと密接に模倣するネイティブの組織。 このビデオで紹介 histotypic 組織培養、成長、1 つのセルラインの繁殖は、高い細胞密度に到達するために設計された三次元マトリックスで行われます。 ここでは、設計構築する上での細胞培養に続いてドナー組織からの細胞の収穫を示します。
Histotypic 組織培養細胞により体外組織修復のための実行可能な構成要素として使用できる現実的な組織機能を忠実に再現した組織形態を作成する 3 つの次元で栽培することができます。これらの文化は、通常高密度成長して 1 つのセル型から成る 3 次元構造です。3 次元構造、また足場として知られている、自然な細胞外マトリックスを模倣しています。使用細胞の種類に応じて足場特定のアプリケーションを設計でき、通常バイオ ・ ミメティック組織用のテンプレートとして機能します。Histotypic 組織培養、細胞の分離のプロシージャの基礎を紹介し、心臓の組織を模倣する足場の作製と多孔性シルクの組織の cellularization。
すべての組織は、それに生息する特定の組織細胞や細胞外マトリックス 2 つの基本コンポーネントで構成されます。細胞外マトリックスは 3 を作成する構造蛋白質のネットワークの次元の環境セルが占有して、細胞組織のネイティブの生理学的プロセスを要約するためのものです。現在、モデルの組織
Histotypic tissue culture allows cells to be grown in three dimensions, thereby creating in-vitro tissue morphologies that closely mimic realistic tissue function, which can be used as viable constructs for tissue repair. These cultures are typically three dimensional structures consisting of a single cell type grown in high density. The three dimensional structure, also known as the scaffold, mimics the natural extracellular matrix. Depending on the cell type used, scaffolds can be designed for a specific application and typically act as a template for bio-mimetic tissue. This video will introduce the fundamentals of histotypic tissue cultures, a procedure for the isolation of cells, and the fabrication and cellularization of a porous silk tissue scaffold to mimic cardiac tissue.
All tissues consist of two fundamental components, the extracellular matrix and the tissue-specific cells that inhabit it. The extracellular matrix is a network of structural proteins that create a three dimensional environment for cells to occupy, and the cells within it are meant to recapitulate the native physiological processes of the tissue. Currently, a common technique utilized to model tissue is two dimensional tissue culture, where cells are dispensed onto a flat substrate and allowed to form a thin film. In general, this method is not reliable for maintaining an in vivo phenotype, organ-specific functions, and cell to cell or cell to substrate contextual interactions. Histotypic tissue culture alleviates those limitations by providing a 3D scaffold for cells to grow on, resulting in a dense network of cells that more closely mimics native cell morphologies and facilitates the development of realistic intercellular networks and communication pathways. A variety of 3D polymer networks, including hydrogels and electrospun silk mats, offer convenient ways to culture tissue-specific cells in three dimensions. In order to populate these scaffolds, cells must be isolated. Primary cells used in this video are harvested from live tissue, which is minced and then digested in an enzyme solution to separate the target cells from the extracellular matrix. Once the cells are isolated, there are two techniques used to seed the scaffolds. The droplet technique involves pipetting a solution of cells onto the scaffold at a slow and constant rate. The second, or cell suspension technique, submerges the scaffold in a cell suspension. Often, the scaffold and suspension are shaken to encourage cell migration into the matrix. Both techniques result in bio-engineered constructs with high cell densities. The following procedures will involve the isolation of cardiac cells and the cell suspension technique to create a cardiac cell-specific scaffold, as it will retain the native heart tissue morphology.
To begin the process of isolating cells from donor tissue, start by ensuring that the work area and dissection instruments are sterilized. Then, place a sterile drape on the work surface in the bio-safety cabinet. Place the sterile surgical instruments onto the drape without touching them, and then open a sterile number 20 scalpel blade. After euthanizing the specimen, sterilize the surgical area with a betadine-soaked gauze pad. When ready, secure the sample and begin the surgical procedure to isolate the tissue of interest. In this case, it will be the heart. Once excised, place the tissue on ice in the Petri dish containing PBS glucose. Remove any residual blood or connective tissue, and then transfer the tissue to a Petri dish with fresh PBS glucose. Then, using sterile micro-scissors and forceps, carefully mince the tissue samples into roughly 1 cubic millimeter pieces. Using a pipette, transfer the pieces and buffer to a conical tube. Then, remove all but 10 milliliters of buffer. Add 7 milliliters of collagenase solution, and then shake the mixture at 37 degrees Celsius for 7 minutes. Then, gently pipette 10 times to break up the tissue pieces. Allow the pieces to settle, and then aspirate the liquid and discard it. Next, repeat the digestion and gently pipette the solution to break up the tissue pieces. After the pieces have settled, draw off the supernatant and collect it in a separate 50 milliliter conical tube. Then, add 10 milliliters of STOP solution to each conical tube containing supernatant to stop the digestion.
Now that the primary cells have been isolated, let's fabricate a porous silk tissue scaffold. To begin, pour 30 milliliters of the silk solution into a mold. Next, scatter 60 grams of sieved sodium chloride evenly over the solution. Then, allow the silk to polymerize undisturbed at room temperature for 48 hours. Then, place the mold in a 60 degree oven for 1 hour to finalize cross-linking and evaporate any remaining liquid. Once polymerized, immerse the mold in a beaker of distilled water for 48 hours to leech out the salt. Then, remove the scaffold from the mold and cut small discs with a 5 millimeter biopsy punch. Trim the discs to a height of 2 millimeters, and finally, remove the centers of each piece with a 2 millimeter biopsy punch to create a ring. Lastly, autoclave the scaffolds in a wet cycle for 20 minutes.
With the scaffold prepared, let's begin the cell seeding process. First, place one sterile scaffold per well in a 96 well plate. Then, add cell culture medium to immerse the scaffolds and incubate at 37 degrees Celsius in a tissue culture incubator to equilibrate them for at least 30 minutes. Following incubation, aspirate the excess medium and then add the isolated primary cell suspension to the scaffolds. Next, return the plate to the incubator and leave overnight for the cells to attach to the scaffolds. On the following morning, carefully aspirate the non-attached cells and replace with 200 microliters of fresh cell culture medium per well. The resulting scaffold is a porous construct with a high cell density ready to be used.
Now that you have learned how to perform histotypic tissue culture, let's look at some practical applications of these materials. Histotypic tissue culture can create cellular micro-environments that mimic native tissues, and as a result are able to provide a suitable model for the study of cellular behavior concerning a single cell type. For example, 3D fiber in scaffolds, which more accurately mimic the stem cell niche found in vivo, can be seeded with pluripotent stem cells to screen for biological cues and determine their effects on stem cell differentiation. This work may ultimately provide a greater understanding of how stem cells differentiate and may offer insights into enhancing cell differentiation and regeneration for tissue engineering applications. Like dynamic cultures, mechanical conditioning can also enhance the 3D tissue scaffold by subjecting it to various mechanical loads that natural tissue may experience in vivo. By applying compression and biaxial loads during cell growth, the cell morphology and extracellular matrix is altered to reflect those mechanical loads. This results in a preconditioned bio-engineered tissue scaffold with a cellular structure resembling native tissue, making it ideal for implantation in areas that may experience similar mechanical forces. Finally, engineered tissue constructs may also be used to replace or repair tissue defects. In order to achieve this, the tissue scaffold must be first vascularized, thereby allowing blood to freely move through the construct. Once vascularized, the scaffold can be transferred and implanted into the tissue defect to initiate repair. Successful grafting can later be confirmed through histology, which reveals whether or not the tissue construct completely repaired the damaged area.
You've just watched Jove's introduction to histotypic tissue culture. You should now understand how simple 3D structures are prepared, how primary cells are isolated and seeded onto a scaffold, and the various applications of these cultures in the bio-engineering field. Thanks for watching.
Histotypic 組織培養細胞により体外組織修復のための実行可能な構成要素として使用できる現実的な組織機能を忠実に再現した組織形態を作成する 3 つの次元で栽培することができます。これらの文化は、通常高密度成長して 1 つのセル型から成る 3 次元構造です。3 次元構造、また足場として知られている、自然な細胞外マトリックスを模倣しています。使用細胞の種類に応じて足場特定のアプリケーションを設計でき、通常バイオ ・ ミメティック組織用のテンプレートとして機能します。Histotypic 組織培養、細胞の分離のプロシージャの基礎を紹介し、心臓の組織を模倣する足場の作製と多孔性シルクの組織の cellularization。
すべての組織は、それに生息する特定の組織細胞や細胞外マトリックス 2 つの基本コンポーネントで構成されます。細胞外マトリックスは 3 を作成する構造蛋白質のネットワークの次元の環境セルが占有して、細胞組織のネイティブの生理学的プロセスを要約するためのものです。現在、モデルの組織に利用されている一般的な手法は、2 つの 3次元組織培養、細胞を平らな基板上に分配され、薄いフィルムを形成することです。一般的には、このメソッドは体内の表現型、臓器固有の関数、セルをセルまたはセル基板コンテキストの相互作用を維持するため信頼できません。Histotypic 組織培養に成長する細胞の 3 D 足場を提供することでこれらの制限を軽減しより密接にネイティブの細胞の形態を模倣し、現実的な細胞間ネットワークの開発を促進する細胞の密なネットワークの結果と通信経路。ゲルおよびエレクトロスピニング シルク マットを含む 3次元ポリマー ネットワークのさまざまなは、3 つの次元に文化組織細胞に便利な方法を提供しています。これらの足場を作成するために細胞は分離する必要があります。このビデオで使用される一次電池は、みじん切り、細胞外マトリックスから標的細胞を分離する酵素液で消化し、生体から収穫されます。細胞は隔離される、一度足場のシードに使用する 2 つの方法があります。ゆっくりと一定の速度で足場に細胞のソリューションをピペッティングしぶきの技術が含まれます。第二に、または細胞懸濁液技術、細胞の懸濁液で足場水中に沈みます。多くの場合、足場および懸濁液を動揺マトリックスに細胞遊走を促進します。両方の技術は、高い細胞密度とバイオ エンジニア リング構造で結果します。ネイティブの心臓組織の形態を保持する、次の手順心筋細胞と心筋細胞特異足場を作成する細胞懸濁液技術の分離が含まれます。
ドナー組織から細胞を分離するプロセスを開始するには、作業領域郭清機器が滅菌されていることを確保することによって開始します。その後、生物学的安全キャビネットの作業台に滅菌ドレープを置きます。触らずに、ドレープに無菌手術器具を配置し、滅菌数 20 メス刃を開きます。試料を使い果たせば後、betadine 浸したガーゼのパッドで外科領域を滅菌します。準備ができたら、サンプルを確保し、目的の組織を分離する手術を開始します。この場合、中心部があります。一度、PBS グルコースを含むペトリ皿で氷の上組織を配置します。残留血液や結合組織を削除し、新鮮な PBS のグルコースとシャーレに組織を転送します。その後、約 1 立方ミリメートルの部分に組織サンプルをミンチ滅菌マイクロ剪刀、鉗子を使用して、慎重に。ピペットを使用して、作品とバッファーを円錐管に転送します。次に、バッファーの 10 ミリリットルを除くすべてを削除します。コラゲナーゼ溶液 7 ミリリットルを追加し、摂氏 37 度 7 分の混合物を振る。その後、組織の部分を分割する 10 倍優しくピペットします。解決、液体を吸引し、それを破棄するために作品を許可します。次に、消化を繰り返し、ゆっくりピペットの組織部分を分割するソリューション。作品が落ち着いて後、上澄みをオフに描画し、別 50 ミリリットルの円錐管にそれを収集します。その後、消化を停止する上清を含む各円錐管に停止液を 10 ミリリットルを追加します。
一次電池は、分離されている、今、多孔性シルク組織足場を作製しましょう。まず、金型にシルクのソリューションの 30 ミリリットルを注ぐ。次に、ソリューションを均等にふるわれた塩化ナトリウムの 60 グラムを散布します。重合にシルクを許可し、48 時間室温で妨げられていません。その後、架橋を完了し、残りの液体を蒸発させる 1 時間 60 度のオーブンに型を置きます。重合、一度塩を吸い取るに 48 時間用蒸留水のビーカーで金型を浸します。金型から足場を削除し、パンチ 5 ミリ生検の小さなディスクをカットします。2 ミリメートルの高さにディスクをトリミングし、最後に、リングを作成する 2 ミリ生検パンチで各部分のセンターを削除します。最後に、オートクレーブ 20 分ウェット サイクルの足場。
準備足場、シード処理セルを開始しましょう。まず、96 well プレートのウェルあたり 1 つの滅菌足場を配置します。足場を浸すと、少なくとも 30 分間それらを平衡に組織文化のインキュベーターで摂氏 37 度インキュベート細胞培養液を加えます。次の孵化は余分な培地を吸引し、足場に分離の主細胞懸濁液を追加します。次に、プレートをインキュベーターに戻るし、足場に付けるセル一晩おきます。次の朝、慎重に非添付の細胞を吸引し、200 マイクロリットルあたりよく新鮮な細胞培養液に置き換えます。結果の足場は、使用する準備ができて高細胞密度多孔質構造です。
Histotypic 組織培養を実行する方法を学びましたが、今では、これらの材料のいくつかの実用的なアプリケーションを見てみましょう。Histotypic 組織培養は、ネイティブの組織を模倣とその結果に関する単一の細胞型細胞挙動の研究の適切なモデルを提供することができます携帯電話のマイクロ環境を作成できます。たとえば、足場は、生体内で発見した幹細胞のニッチをより正確に模倣、3 D 繊維は多能性幹細胞生物学的手がかりの画面し、幹細胞の分化に影響を判断するとシードできます。この仕事は最終的に幹細胞は分化し、強化細胞分化と再生組織工学的応用のために洞察力を提供するかもしれない方法のより深い理解を提供可能性があります。ダイナミックな文化のような機械的エアコンも自然の組織は生体内で発生可能性のある各種の機械的負荷に服従し、立体細胞足場を強化できます。適用する圧縮および二軸負荷とセル成長の間、細胞の形態と細胞外マトリックスはそれらの機械的負荷を反映するように変更されます。ネイティブの組織に似ている、同じような機械力を発生可能性のあるエリアの注入に最適セル構造体前処理バイオ エンジニア リング組織足場でこの結果します。最後に、設計された組織構造は交換または組織欠損を修復するまた使用可能性があります。これを達成するために組織の足場必要がありますされる最初血管、により、自由に構成を移動する血液。血管柄付き、一度足場を転送し、修復を開始する組織欠損に移植できます。成功術は、組織、組織を完全に構築するかどうかを明らかに修復破損した領域を後で確認できます。
Histotypic 組織培養のゼウスの概要を見てきただけ。今、どのように単純な 3 D を理解しておくべき構造の準備がどのように一次電池隔離され、足場、およびバイオ エンジニア リング分野のこれらの文化の様々 なアプリケーションにシードします。見ていただきありがとうございます。
スキップ先...
0:06
Overview
0:56
Principles of Histotypic Tissue Culture
3:12
Isolation of Cells from Donor Tissue
5:08
Preparation of Tissue Scaffold
6:11
3D Culture Growth on Scaffold
7:13
Applications
9:12
Summary
このコレクションのビデオ:
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