In This Article

Summary

Ta metoda przeszczepiania wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem jest odpowiednia do wykrywania wszczepionych wysp trzustkowych w jamie wewnątrzotrzewnowej. Co ważne, nie wymaga stosowania środków wiążących biologicznie ani szycia.

Abstract

Przeszczep wysp trzustkowych to komórkowa terapia zastępcza w przypadku ciężkiej cukrzycy. Jama dootrzewnowa jest zazwyczaj miejscem przeszczepu tej procedury. Jednak dootrzewnowe przeszczepienie wysp trzustkowych ma pewne ograniczenia, w tym słabą skuteczność przeszczepu, trudną zdolność wykrywania przeszczepu i brak możliwości graftektomii do analizy po przeszczepie. W tym artykule "przeszczep wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem", metoda dootrzewnowego przeszczepu wysp trzustkowych, która wykorzystuje białą tkankę tłuszczową najądrza, jest stosowana do oceny efektów terapeutycznych bioinżynieryjnych wysp trzustkowych. Prostota metody polega na wysiewaniu wysepek na białą tkankę tłuszczową najądrza i wykorzystaniu tej tkanki do pokrycia wysepek. Chociaż metodę tę można sklasyfikować jako technikę przeszczepu wysp dootrzewnowych, ma ona wspólne cechy z przeszczepem wysp w obrębie tkanki tłuszczowej. Metoda przeszczepu wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem wykazuje jednak silniejsze efekty terapeutyczne niż przeszczepianie wysp trzustkowych w tkance tłuszczowej, w tym poprawę poziomu glukozy i insuliny we krwi oraz możliwość usunięcia przeszczepu. Zalecamy przyjęcie tej metody do oceny mechanizmów wszczepiania się wysp trzustkowych do białej tkanki tłuszczowej oraz efektów terapeutycznych bioinżynieryjnych wysp trzustkowych.

Introduction

Przeszczep wysp trzustkowych jest komórkową terapią zastępczą dla pacjentów z ciężką cukrzycą. Ostatnie doniesienia wykazały, że wskaźniki niezależności insulinowej po trzech latach od przeszczepu poprawiają się do 44%1 i że około 80% biorców, którzy otrzymują łącznie ponad 600 000 ekwiwalentów wysp trzustkowych, osiąga niezależność insulinową2. Co więcej, w najnowszym raporcie Collaborative Islet Transplant Registry ujawniono, że poziom glukozy we krwi na czczo utrzymywał się na poziomie 60-140 mg/dl przez okres 5 lat u ponad 70% pacjentów, którzy przeszli sam przeszczep wysp trzustkowych. Badanie wykazało również, że około 90% pacjentów, którzy otrzymali przeszczep samych wysp trzustkowych lub przeszczep wysp trzustkowych po przeszczepie nerki, nie rozwinęły żadnych poważnych zdarzeń hipoglikemicznych przez ponad 5 lat3.

Chociaż wyniki kliniczne tego leczenia ulegają poprawie, nadal należy rozwiązać pewne ograniczenia, w tym konieczność ustalenia optymalnego miejsca do przeszczepu. Wątroba jest typowym miejscem przeszczepu do klinicznego przeszczepu wysp trzustkowych, ponieważ jest to największy narząd, który może pomieścić dużą liczbę wysp trzustkowych. Jednak u niektórych pacjentów wątroba jest niedostępna (np. z powodu nadciśnienia wrotnego, zapalenia wątroby i/lub marskości wątroby4), a zatem w innych miejscach, w tym w przestrzeni podtorebkowej nerki5,6, omental pouch7,8,9,10, meskretka11, przewód pokarmowy12, mięśnie szkieletowe13, tkanka podskórna13, szpik kostny14, oraz spleen15,16,17, zostały uznane za alternatywne miejsca przeszczepu.

Chociaż dootrzewnowy przeszczep wysp trzustkowych może być łatwo przeprowadzony w znieczuleniu miejscowym, co czyni jamę wewnątrzotrzewnową atrakcyjnym miejscem do klinicznego przeszczepu wysp trzustkowych, po przeszczepie, wyspy są rozproszone po całej jamie wewnątrzotrzewnowej, co utrudnia wykrycie przeszczepu wysp trzustkowych i pomyślne potwierdzenie przeszczepu. Dlatego jama dootrzewnowa nie jest powszechnie uznawana za idealne kliniczne miejsce przeszczepu. Zamiast tego jest często wykorzystywany jako model kontrolny w badaniach przedklinicznych w celu zbadania skuteczności przeszczepionych encapsulated18 i bioinżynieryjnych islets19. Jednak dokładne porównanie wysepek bioinżynieryjnych i kontrolnych jest trudne do osiągnięcia ze względu na wyzwania związane z przeprowadzeniem dokładnej oceny wszczepienia.

Natomiast użycie dootrzewnowej białej tkanki tłuszczowej w woreczku omentalnym8, krezki i innych lokalizacji pozawątrobowych zostało dobrze opisane10,20,21,22,23 Wiele badań badających funkcję bioinżynieryjnych wysp trzustkowych przeszczepionych przy użyciu białej tkanki tłuszczowej było w stanie przynieść obiecujące wyniki terapeutyczne20,24,25,26. Ponieważ zastosowanie tkanki tłuszczowej najądrza ułatwia wykrywanie przeszczepionych wysp trzustkowych, opracowano "metodę przeszczepu wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem", wykorzystującą tkankę tłuszczową najądrza, w celu przezwyciężenia ograniczeń związanych z dootrzewnowym przeszczepem wysp trzustkowych. W pracy opisano przeszczep wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem z wykorzystaniem tkanki tłuszczowej najądrza.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

Poniższa procedura jest wykonywana w trzech krokach. Pierwszy etap obejmuje indukcję cukrzycy u myszy biorców i izolację wysp trzustkowych dawcy. Drugi krok polega na przygotowaniu wysp trzustkowych przed przeszczepem. W trzecim etapie wykonuje się przeszczepienie wysp trzustkowych na tkankę tłuszczową najądrza i pokrycie wysp trzustkowych za pomocą tkanki tłuszczowej. Następnie oceniono efekty terapeutyczne. Postępowanie z myszami i procedury eksperymentalne przeprowadzone w tym badaniu są zgodne z "Zasadami opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi" (Przewodnik dotyczący opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych, publikacja National Institutes of Health wydanie 8, 2011), a protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Fukuoka (numer zgody: 186018).

1. Przygotowanie chirurgiczne

  1. Indukcja cukrzycy: Wywołać cukrzycę u samców myszy biorców o masie ciała 20-25 g masy ciała w wieku 8-12 tygodni poprzez dożylne wstrzyknięcie 18 mg / ml roztworu streptozotocyny przygotowanego w buforze 0,1 M cytrynianu (180 mg / kg masy ciała). Myszy z poziomem glukozy we krwi przekraczającym 400 mg/dl są uważane za cukrzyce. Myszy z cukrzycą należy stosować w ciągu 1 tygodnia po indukcji cukrzycy przed nadmiernym zanikiem białej tkanki tłuszczowej najądrza do pokrywania wysp trzustkowych.
  2. Izolacja wysp trzustkowych: Wykonaj izolację mysich wysp trzustkowych na dzień przed przeszczepem zgodnie z metodą Gotoh27 w celu izolacji wysp trzustkowych.
  3. Krótko mówiąc, trawić tkankę trzustki za pomocą roztworu kolagenazy. Wyizolować wysepki przez wirowanie w gradiencie gęstości przy użyciu odpowiedniego roztworu do separacji komórek. Następnie hoduj wysepki przez noc w inkubatorze w temperaturze 22 °C i 5% CO2 (stwierdzono, że hodowla w temperaturze <37 °C zapobiega śmierci wysp trzustkowych28,29,30,31).
    UWAGA: Oczyszczone kultury wysp trzustkowych należy przechowywać w szafie bezpieczeństwa. Przefiltruj i wysterylizuj wszystkie roztwory używane do izolacji i hodowli wysp trzustkowych za pomocą filtra 0,22 μm.

2. Przygotowanie wysp trzustkowych do przeszczepu

  1. Zbierz odpowiednie instrumenty i materiały, jak wskazano w Rysunek 1A.
  2. Ponieważ enzymy trawienne, takie jak amylaza i lipaza, mogą powodować uszkodzenie izolowanych i przeszczepionych wysp trzustkowych, a utrata wysp trzustkowych może nastąpić w wyniku uwięzienia w zanieczyszczających tkankach włóknistych w naczyniu hodowlanym, przed przeszczepem należy użyć kleszczy, aby ręcznie pobrać wszelkie dodatkowe składniki wysp trzustkowych, w tym tkanki groniaste i włókniste (Rysunek 1B), pod mikroskopem preparacyjnym. Po pobraniu użyj sitka do komórek, aby odfiltrować pojedyncze komórki groniaste.
  3. Przenieś przefiltrowane wyspy trzustkowe do nowej szalki hodowlanej zawierającej odpowiednią pożywkę hodowlaną lub roztwór buforowy (np. DMEM o niskiej zawartości glukozy, RPMI1640, CMRL1066 lub HBSS) uzupełniony surowicą bydlęcą lub albuminą, aby zapobiec przyczepianiu się wysp trzustkowych do plastiku i zakręć szalką, aby ustawić wysepki w środku naczynia (Rysunek 1C). Używając mikropipety P200 i mikroskopu, pobierz poszczególne wysepki do odpowiedniej probówki zbiorczej (Rysunek 1D).
  4. Umieść nowe sitko o pojemności 40 μm na plastikowej probówce o pojemności 50 ml (Rysunek 1E po lewej i w środku) i umyj filtr świeżą pożywką ( Rysunek 1E po prawej).
  5. Użyj pipety o pojemności 1000 μl, aby dodać wysepki do sitka, aby oddzielić wyspy i pojedyncze komórki groniaste (Rysunek 1F1 i Rysunek 1F2).
    UWAGA: Oczyszczone wysepki na sitku komórkowym będą w około 100% czyste.
  6. Za pomocą kleszczy odwróć sitko na nowej, niepoddanej działaniu substancji naczyniu hodowlanym o wielkości 60 lub 100 mm, zawierającej pożywkę hodowlaną lub odpowiedni roztwór buforowy uzupełniony surowicą bydlęcą lub albuminą (Rysunek 1F3 i Rysunek 1F4). Użyj świeżej pożywki/bufora, aby przepłukać wysepki do nowego naczynia hodowlanego. Następnie dodaj wystarczającą ilość pożywki/buforu do naczynia hodowlanego, aby osiągnąć całkowitą objętość około 20 ml.
  7. Policz wysepki pod mikroskopem i podziel liczbę wysepek równo między poszczególne plastikowe probówki wirówkowe o pojemności 1,5 ml zgodnie z liczbą zwierząt dawców (Rysunek 1G). Na przykład do każdej z dwóch probówek dodanoby dwieście odpowiedników wysepek o średnicy 100-200 μm (IEQ) pochodzących od dwóch myszy.
  8. Odwirować wysepki o stężeniu 2 100 x g w ciągu 1 minuty w temperaturze pokojowej i odrzucić sklarowany nad osadem. Około 20-30 μl pozostałego roztworu zwykle pozostaje w probówce (Rysunek 1H).

3. Przeszczep wysp trzustkowych na tkankę tłuszczową najądrza i pokrycie białą tkanką tłuszczową najądrza

  1. Przed zabiegiem należy zaopatrzyć się w aparat do znieczulania małych zwierząt, mikroskop stereoskopowy, źródło światła, mikropipetę 50-200 μl z końcówkami do mikropipet o pojemności 200 μl, waciki, zestaw do szycia 4-0 oraz zdezynfekowane narzędzia chirurgiczne (Ryc. 2A). Autoklawuj nożyczki miedziane, nożyczki okulistyczne, kleszczyki do grochu, pęsety i uchwyty na igły. Po autoklawowaniu zanurz sprzęt w 1% roztworze jodu powidonu (Rysunek 2A). Używaj wacików do mobilizacji białej tkanki tłuszczowej najądrza oraz do hemostazy w przypadku krwawienia. Do przeszczepu wysp trzustkowych należy użyć mikropipety z końcówkami o pojemności 50-200 μl.
  2. Podać znieczulenie myszy biorcy z cukrzycą za pomocą wziewnego środka znieczulającego (2% izofluranu w tlenie). Nałóż lubrykant okulistyczny na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Następnie umieść mysz w pozycji leżącej na plecach (Rysunek 2B po lewej) i usuń włosy z brzucha, aby zapobiec infekcji, za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i/lub kremu do depilacji. Zdezynfekuj brzuch i okolicę pachwinową za pomocą co najmniej trzech naprzemiennych rund roztworu jodu powidonu, a następnie 70% etanolu (Rysunek 2B po prawej). Przed zabiegiem należy potwierdzić głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu szczypania palca u nogi. Zapewnij śródoperacyjne wsparcie termiczne za pomocą poduszki grzewczej i użyj serwety chirurgicznej, aby zabezpieczyć sterylny obszar operacyjny.
  3. Naciąć skórę w dolnej środkowej części (Rysunek 2C po lewej). Zalecane jest nacięcie skóry o długości około 2 cm. Zaciśnij lewą ścianę brzucha za pomocą kleszczyków Pean (można również użyć kleszczyków atraumatycznych lub retraktora) i przeciągnij tkankę na lewą stronę myszy, aby zabezpieczyć pole operacyjne (Rysunek 2C po prawej). Po laparotomii należy zmniejszyć zawartość procentową izofluranu do 1,0-1,5% w celu utrzymania znieczulenia.
  4. Użyj bawełnianego wacika, aby zmobilizować jelito cienkie i grube po prawej stronie myszy (tj. po lewej stronie operatora). Biała tkanka tłuszczowa lewego najądrza w jamie brzusznej znajduje się w lewej okolicy pachwinowej. Zmobilizuj białą tkankę tłuszczową najądrza i lewe jądro na zewnątrz brzucha (Rysunek 2D po lewej) i rozciągnij tkankę (2D po prawej).
  5. Użyj mikropipety P200 wyposażonej w końcówkę do pipety o pojemności 200 μl, aby zebrać całą objętość wysepek z jednej probówki o pojemności 1,5 ml z delikatnym pipetowaniem (Rysunek 2E po lewej), uważając, aby po pobraniu w probówce nie pozostały żadne wysepki. Pozwól, aby zebrane wysepki osiadły na końcówce pipety pod wpływem grawitacji (Rysunek 2E po prawej).
  6. Delikatnie przyłóż końcówkę mikropipety do rozdętej tkanki tłuszczowej. Uważając, aby zapobiec nadmiernemu wypłukaniu pożywki/buforu w końcówce, ostrożnie wysepki wysiewki na tkance (Rysunek 2F po lewej). Po wysianiu potwierdź prawidłowe umieszczenie wysepek pod mikroskopem preparacyjnym (Rysunek 2F po prawej).
  7. Przykryj wysepki białą tkanką tłuszczową najądrza (Ryc. 2G). Nie jest konieczne stosowanie szwów ani środków wiążących biologicznie.
  8. Umieść lewe jądro pod białą tkanką tłuszczową najądrza i zwróć tkanki do jamy wewnątrzotrzewnowej (Rysunek 2H). Zamknij skórę w dwóch warstwach (otrzewnej, następnie mięśnia i skóry) za pomocą szwu 4-0 (można użyć dowolnych szwów, takich jak nylonowe lub wchłanialne) (Rysunek 2I). Wstrzyknąć kwas acetylosalicylowy (300 mg/kg; SQ) w pobliżu rany w celu znieczulenia pooperacyjnego. Następnie umieść mysz pod lampą grzewczą i monitoruj aż do pełnego wyzdrowienia.

4. Monitorowanie po przeszczepieniu wysp trzustkowych (Podsumowanie)

  1. Oceń efekty terapeutyczne przeszczepu wysp trzustkowych, monitorując poziom glukozy we krwi, test tolerancji glukozy i ocenę histologiczną w dniu pooperacyjnym (POD) 28.
    1. Monitoruj poziom glukozy we krwi, w tym pomiary stężenia glukozy we krwi w teście tolerancji glukozy, za pomocą małego glukometru.
    2. Zbierz próbki krwi (trochę mikrolitrów) z żyły ogonowej. Jeśli chodzi o ocenę histologiczną, mysia insulina (do wykrywania przeszczepionych wysp trzustkowych) i czynnik von Willebranda (do wykrywania naczyń, który jest dowodem na wszczepienie wysp trzustkowych) wykryto w przeszczepionych wyspach trzustkowych w odzyskanej tkanki tłuszczowej najądrza za pomocą immunohistochemii.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

Aby porównać skuteczność przeszczepu wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem do tego po przeszczepie wysp dootrzewnowych, taką samą liczbę wysp wszczepiono do otrzewnej w lewej przestrzeni parakolkowej u kontrolnych biorców z cukrzycą. Zaobserwowano, że poziom glukozy we krwi myszy z przeszczepem wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem stopniowo i znacząco spadał w porównaniu z myszami, którym przeszczepiono wyspę trzustkową dootrzewnową (p = 0,0023; Rysunek 3A). Miesiąc po pr...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Metoda przeszczepu wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem obejmuje techniki z dwóch różnych technik przeszczepu: przeszczep wysp dootrzewnowych i przeszczep wysp trzustkowych w tkance tłuszczowej. Ponieważ błona powierzchniowa białej tkanki tłuszczowej najądrza jest uważana za białą tkankę tłuszczową, która jest pokryta otrzewną i która jest przyczepiona do najądrza, metodę przeszczepu wysp trzustkowych pokrytych tłuszczem można anatomicznie sklasyfikować jako rodzaj przeszczepu wysp dootrzewnowych...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

Nie mamy konfliktu interesów.

Acknowledgements

To badanie zostało sfinansowane z grantu na badania naukowe (C) (19K09839, NS) z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii Japonii.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
4-0 NylonAlfresaER2004NA45-KF2Zamykanie brzucha
Alexa 488-sprzężony osł anty-świnkamorska Jackson Immunoresearch706-546-148Przeciwciało drugorzędowe dla przeciwciała insulinowego
Alexa 647-sprzężony osioł anty-królikJackson Immunoresearch711-606-152Przeciwciało drugorzędowe dla przeciwciała czynnika von Willebranda
DMEM, niski poziom glukozy, pirogronianThermoFisher Scientific11885084Hodowla wysepek, przesadzanie wysepek
EosinFujifilm Wako Chemicals051-06515Używanie do barwienia tkanek przez eozynę
Eppendorf Probówki Safe-Lock, 1,5 mLEppendorf30120086Zbieranie wysepek 
Stożkowe probówki wirówkowe Falcon 15 mlCorning352095Wysepki zbierające
Falcon 40 & m Sitko do komórekFalcon352340Służy do oddzielania wysp trzustkowych od innych tkanek trzustki
Stożkowe probówki wirówkowe Falcon 50 mlCorning352070Odrzucanie nadmiernej pożywki/buforu
Antyinsulina świnki morskiejAgilent Technologies Japan, Ltd. (Dako)IR002Pierwszorzędowe przeciwciało dla mysiej insuliny
HematoxylinMuto Pure Chemicals Co., Ltd.30002Służy do barwienia tkanek roztworem izodyny hematoksyliny
10%Shionogi & Co., Ltd.nr numer katalogowyUżywanie do dezynfekcji
IsofluraneFujifilm Wako Chemicals095-06573Używanie do znieczulenia
Labcon 1000 µ L ZapSilk Końcówki do pipet o niskiej retencjiLabcon1177-965-008Służy do oddzielania wysp trzustkowych od innych tkanek trzustki
Labcon 200 µ L ZapSilk Końcówki do pipet o niskiej retencjiLabcon1179-965-008Służy do wysiewania wysepek na białej tkance tłuszczowej najądrza
MintsensorSanwa Kagaku Kenkyusho Co., Ltd.,8AEB02ESłuży do monitorowania poziomu glukozy we krwi
Pipetteman P-1000GilsonF123602Służy do oddzielania wysp trzustkowych od innej tkanki trzustki
Pipetman P-200GilsonF123601Służy do wysiewu wysepek na najądrza białą tkankę tłuszczową
Królik anty-vWFAbcamab6994Pierwszorzędowe przeciwciało dla mysiego czynnika von Willebranda

References

  1. Barton, F. B., et al. Improvement in outcomes of clinical islet transplantation: 1999-2010. Diabetes Care. 35 (7), 1436-1445 (2012).
  2. Balamurugan, A. N., et al. Islet product characteristics and factors related to successful human islet transplantation from the Collaborative Islet Transplant Registry (CITR) 1999-2010. American Journal of Transplantation. 14 (11), 2595-2606 (2014).
  3. Collaborative Islet Transplant Registry. Collaborative Islet Transplant Registry. Annual Report. , (2017).
  4. Rajab, A., et al. Total Pancreatectomy and Islet Autotransplantation Following Treated Hepatitis C Infection. Cell Transplantation. 27 (10), 1569-1573 (2018).
  5. Mellgren, A., Schnell Landstrom, A. H., Petersson, B., Andersson, A. The renal subcapsular site offers better growth conditions for transplanted mouse pancreatic islet cells than the liver or spleen. Diabetologia. 29 (9), 670-672 (1986).
  6. Hiller, W. F., Klempnauer, J., Luck, R., Steiniger, B. Progressive deterioration of endocrine function after intraportal but not kidney subcapsular rat islet transplantation. Diabetes. 40 (1), 134-140 (1991).
  7. Yasunami, Y., Lacy, P. E., Finke, E. H. A new site for islet transplantation--a peritoneal-omental pouch. Transplantation. 36 (2), 181-182 (1983).
  8. Kin, T., Korbutt, G. S., Rajotte, R. V. Survival and metabolic function of syngeneic rat islet grafts transplanted in the omental pouch. American Journal of Transplantation. 3 (3), 281-285 (2003).
  9. Kasoju, N., et al. Bioengineering a pre-vascularized pouch for subsequent islet transplantation using VEGF-loaded polylactide capsules. Biomaterials Science. 8 (2), 631-647 (2020).
  10. Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. White Adipose Tissue as a Site for Islet Transplantation. Transplantology. 1 (2), 55-70 (2020).
  11. Osama Gaber, A., Chamsuddin, A., Fraga, D., Fisher, J., Lo, A. Insulin independence achieved using the transmesenteric approach to the portal vein for islet transplantation. Transplantation. 77 (2), 309-311 (2004).
  12. Fujita, M., et al. Technique of endoscopic biopsy of islet allografts transplanted into the gastric submucosal space in pigs. Cell Transplantation. 22 (12), 2335-2344 (2013).
  13. Sakata, N., et al. Strategy for clinical setting in intramuscular and subcutaneous islet transplantation. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 30 (1), 1-10 (2014).
  14. Cantarelli, E., et al. Transplant Site Influences the Immune Response After Islet Transplantation: Bone Marrow Versus Liver. Transplantation. 101 (5), 1046-1055 (2017).
  15. White, S. A., et al. The risks of total pancreatectomy and splenic islet autotransplantation. Cell Transplantation. 9 (1), 19-24 (2000).
  16. Itoh, T., Nishinakamura, H., Kumano, K., Takahashi, H., Kodama, S. The Spleen Is an Ideal Site for Inducing Transplanted Islet Graft Expansion in Mice. PLoS One. 12 (1), 0170899(2017).
  17. Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. The Spleen as an Optimal Site for Islet Transplantation and a Source of Mesenchymal Stem Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), (2018).
  18. Sakata, N., et al. Effect of rat-to-mouse bioartificial pancreas xenotransplantation on diabetic renal damage and survival. Pancreas. 32 (3), 249-257 (2006).
  19. Nagaya, M., et al. Effectiveness of bioengineered islet cell sheets for the treatment of diabetes mellitus. Journal of Surgical Research. 227, 119-129 (2018).
  20. Weaver, J. D., et al. Vasculogenic hydrogel enhances islet survival, engraftment, and function in leading extrahepatic sites. Science Advances. 3 (6), 1700184(2017).
  21. Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1323-1331 (2005).
  22. Chen, X., et al. The epididymal fat pad as a transplant site for minimal islet mass. Transplantation. 84 (1), 122-125 (2007).
  23. Sakata, N., et al. Mechanism of Transplanted Islet Engraftment in Visceral White Adipose Tissue. Transplantation. 104 (12), 2516-2527 (2020).
  24. Navarro-Requena, C., et al. PEG hydrogel containing calcium-releasing particles and mesenchymal stromal cells promote vessel maturation. Acta Biomaterialia. 67, 53-65 (2018).
  25. Phelps, E. A., Headen, D. M., Taylor, W. R., Thule, P. M., Garcia, A. J. Vasculogenic bio-synthetic hydrogel for enhancement of pancreatic islet engraftment and function in type 1 diabetes. Biomaterials. 34 (19), 4602-4611 (2013).
  26. Manzoli, V., et al. Immunoisolation of murine islet allografts in vascularized sites through conformal coating with polyethylene glycol. American Journal of Transplantation. 18 (3), 590-603 (2018).
  27. Gotoh, M., Maki, T., Kiyoizumi, T., Satomi, S., Monaco, A. P. An improved method for isolation of mouse pancreatic islets. Transplantation. 40 (4), 437-438 (1985).
  28. Brandhorst, D., Brandhorst, H., Hering, B. J., Bretzel, R. G. Long-term survival, morphology and in vitro function of isolated pig islets under different culture conditions. Transplantation. 67 (12), 1533-1541 (1999).
  29. Noguchi, H., et al. Low-temperature preservation of isolated islets is superior to conventional islet culture before islet transplantation. Transplantation. 89 (1), 47-54 (2010).
  30. Itoh, T., et al. Low temperature condition prevents hypoxia-induced islet cell damage and HMGB1 release in a mouse model. Cell Transplantation. 21 (7), 1361-1370 (2012).
  31. Komatsu, H., et al. Optimizing Temperature and Oxygen Supports Long-term Culture of Human Islets. Transplantation. 103 (2), 299-306 (2019).
  32. Unger, R. H. Lipid overload and overflow: metabolic trauma and the metabolic syndrome. Trends in Endocrinology, Metabolism. 14 (9), 398-403 (2003).
  33. Mao, D., et al. A macroporous heparin-releasing silk fibroin scaffold improves islet transplantation outcome by promoting islet revascularisation and survival. Acta Biomaterialia. 59, 210-220 (2017).
  34. Wang, K., Wang, X., Han, C. S., Chen, L. Y., Luo, Y. Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice. Journal of Visualized Experiments. (125), e54995(2017).
  35. Wang, X., Wang, K., Zhang, W., Qiang, M., Luo, Y. A bilaminated decellularized scaffold for islet transplantation: Structure, properties and functions in diabetic mice. Biomaterials. 138, 80-90 (2017).
  36. Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice. Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Przeszczep wysp trzustkowych pokrytych t uszczembia a tkanka t uszczowa naj drzawszczepienie wysp trzustkowychmodel mysimodel rakask adniki wysp trzustkowychtrawienie trzustkisitko kom rkowepo ywka hodowlanasurowica bydl cakom rki groniastezabieg chirurgicznynaci cie brzuchatkanka t uszczowatechniki molekularne