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Resumo

Este protocolo descreve um procedimento para identificar e dissecar os órgãos do peixe-zebra adulto.

Resumo

Nos últimos 20 anos, o peixe-zebra tornou-se um organismo modelo poderoso para a compreensão do desenvolvimento de vertebrados e doença. Embora a análise experimental do embrião e larva é extensa ea morfologia tem sido bem documentada, descrições da anatomia do peixe-zebra adulto e estudos de desenvolvimento das estruturas e órgãos adultos, juntamente com técnicas para trabalhar com adultos estão faltando. Os órgãos da larva sofrer mudanças significativas em sua estrutura geral, morfologia e localização anatômica durante o larval para a transição do adulto. Externamente, a larva transparente desenvolve sua característica adulto padrão pigmentar listrada e emparelhado nadadeiras pélvicas, enquanto internamente, os órgãos submetidos a enorme crescimento e remodelação. Além disso, o primórdio gônadas bipotential desenvolve em ambos os testículos ou ovários. Este protocolo identifica muitos dos órgãos do adulto e demonstra métodos para dissecção do cérebro, gônadas, sistema gastrointestinal, coração e rim de peixe-zebra adulto. Os órgãos dissecados podem ser utilizados para hibridização in situ, imuno-histoquímica, histologia, extração de RNA, análise de proteínas, e outras técnicas moleculares. Este protocolo vai ajudar na ampliação de estudos na zebrafish para incluir a remodelação dos órgãos larval, a morfogênese de órgãos específicos para as investigações adultos e outros sistemas de órgãos do adulto.

Protocolo

  1. Um peixe-zebra macho será dissecado em primeiro lugar, seguido por um peixe fêmea. Antes de iniciar a dissecação, anestesiar um peixe na tricaina 0,2% e depois sacrificá-lo por incubação em água gelada por 15 minutos.
  2. Comece acariciando levemente o peixe seco numa toalha de papel e colocá-lo em uma esteira de dissecação. Externamente, peixe-zebra tem única dorsal, nadadeiras caudais e anal e emparelhado barbatanas peitorais e pélvicas (Figura 1).

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    Figura 1. Peixes machos adultos com barbatanas rotulados.
  3. Pin o peixe para o tapete dissecando através da parte carnuda da cauda e na parte ventral da cavidade ocular.
  4. Snip a pele na barriga do peixe só anterior à barbatana anal. Cortar a pele eo músculo subjacente ao longo da barriga da nadadeira anal à opérculo (o revestimento rígido sobre o gill) (Figura 2, etapa 1).

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    Figura 2. Passos na remoção de pele e músculos da parede do corpo para expor os órgãos internos.
  5. Em seguida, retire o opérculo ea barbatana peitoral, incluindo a cintura peitoral (na região, de espessura óssea na base da nadadeira) (Figura 2, etapa 2). Cortar a pele e músculo subjacente início de cima do agora exposto gill posteriormente ao longo do lado do peixe e, em seguida, até o fin anal (Figura 2, etapa 3).
  6. Remova cuidadosamente a pele eo músculo subjacente do lado do peixe. Muitos dos órgãos internos são agora visíveis (Figura 3).

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    Figura 3. Peixes machos adultos com parede do corpo e do músculo removido permitindo a visualização dos órgãos internos.
  7. Os testículos são longas, brancas, órgãos pares que estão ligados à parede do corpo dorsal. Remover um testículo e coloque-o em um prato de PBS. Examinar os testículos com a luz refletida para visualizar os túbulos seminíferos (Figura 4), que contêm cistos com vários estágios de células germinativas em desenvolvimento de spermatagonia para espermátides (Leal et al., 2009).

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    Figura 4. Dissecação de um testículo. As estruturas brancas arredondadas são os túbulos seminíferos.
  8. Em seguida, remova o sistema gastrointestinal da cavidade do corpo do peixe. O fígado pode ser identificado pelo seu grande tamanho, morfologia lobed, cor tannish e vascularização extensiva. A vesícula biliar, um verde saco cheio de líquido translúcido, eo baço, que aparece vermelho brilhante, são encontrados dentro das vísceras.
  9. Separar os intestinos do resto dos órgãos e esticá-la. O anterior, as regiões média e posterior do intestino são definidos pela altura das pregas epiteliais (Wallace et al., 2005).
  10. Coloque um pedaço do intestino em PBS e observar as dobras epiteliais usando luz transmitida.
  11. Em seguida, examine a bexiga natatória. A bexiga natatória consiste em uma câmara posterior, que é ligado ao esôfago através do ducto pneumático, e uma câmara anterior, que é conectado ao ouvido interno através do aparelho weberiano (Finney et al., 2006).
  12. Remova e descarte a bexiga natatória. Unpin os peixes e re-pin lado ventral que até dissecar o rim, que está localizado ao longo da parede do corpo dorsal. O rim é uma estrutura translúcida rosa associados com a aorta dorsal e as células pigmentadas. O rim é dividido em cabeça, corpo e cauda regiões (Figura 5). Dissecar um pedaço do rim e colocá-lo em PBS. Separar os tecido renal para revelar os túbulos renais.

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    Figura 5. Localização de cabeça, corpo e cauda renal ao longo da parede do corpo dorsal.
  13. Dissecar um peixe fêmea. Como descrito anteriormente, euthanize o peixe em água gelada e seque antes fixando-o para o tapete de dissecação. Retire a pele do lado do peixe como se demonstrou anteriormente. O ovário é uma estrutura bilobado que é suspenso na cavidade do corpo por um mesovário vascularizada.
  14. Remover um lobo do ovário, colocá-lo em PBS, e examiná-lo com luz transmitida. Os ovócitos podem ser separadas usando agulhas finas e depois encenado (Figura 6, Selman et al., 1993). Estágio I oócitos são aproximadamente 10 - 150 microns em tamanho e translúcido. Oócitos fase II são cerca de 150 - 350 microns em tamanho e definido pelo aparecimento de grânulos corticais. Oócitos fase III são 350-750 microns em tamanho e são opacas devido ao acúmulo de vitelo. Oócitos estágio maduro IV e V são translúcidas e geralmente não encontrados nos ovários de fêmeas que recentemente acoplado.

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    Figura 6. Palco ao vivo I, II, III e oócitos observado sob umdissecando microscópio com luz transmitida.
  15. Em seguida, dissecar o coração do peixe. O coração está localizado posterior e ventral à brânquia. Comece por cortar o coração e todo o tecido circundante e colocando-o em PBS. Dissecar cuidadosamente afastado o tecido que envolve o coração, tomando cuidado para não danificar o átrio delicado.
  16. Coloque o coração dissecado em solução de Ringer para observar o batimento cardíaco.
    Identificar o átrio, ventrículo e bulbo arterial (Figura 7, Hu et al., 2001).

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    Figura 7. Dissecada coração adulto.
  17. Completar a dissecção, removendo o cérebro do peixe. Comece por Unpinning o peixe e retirar a cabeça com uma lâmina de barbear. Remover o tecido mole tanto quanto possível, a partir do lado ventral do crânio, com fórceps. Remove os olhos com uma tesoura pequena mola. Ruptura de abrir o crânio e remover o osso do lado ventral do cérebro. Agora coloque a cabeça em um prato de PBS e remover os ossos do crânio e da pele do lado dorsal do cérebro.
  18. Identificar os bulbos olfativos, telencéfalo, habenula, tectum óptico, cerebelo e medula (Figura 8, Wullimann et al, 1996;. Schilling, 2002).

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    Figura 8. Cérebro zebrafish Dissecada adulto. Vista dorsal, anterior ao topo.

Divulgações

Experimentos em animais foram realizados de acordo com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pela University of Pennsylvania Animal Care Institucional e Comitê de uso.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado pelo NIH conceder R01 HD050901 a MCM e bolsa de estudos da American Cancer Society de pós-doutorado # PF-05-041-01-DDC para TG.

Materiais

Reagentes:

0,2% tricaina (etílico 3-aminobenzoato)
200 mg tricaina pó
97,9 ml de água DD
~ 1 ml 1 M Tris (pH 9)
Ajustar o pH para 7,0

Tampão fosfato salino (PBS)
4,0 g NaCl
0,1 g KCl
100 ml 0,1 M PO 4 tampão, pH 7,3
150 ml dH 2 O

Solução de Ringer
6.7g NaCl
0,2 g KCl
0,2 g CaCl 2
Hepes 1.2g
1 LH 2 O
Ajustar o pH para 7,2

Equipamento:

Prato de dissecação com esteira
Microscopia Eletrônica de Ciências
catalogo 70540

Vannas Primavera tesoura
Multa Ferramentas Ciência
catalogo 91500-09

Referências

  1. Finney, J. L., Robertson, G. N., McGee, C. A., Smith, F. M., Croll, R. P. Structure and Autonomic Innervation of the Swim Bladder in the Zebrafish (Danio rerio). J Comp Neurol. 495, 587-606 (2006).
  2. Hu, N., Yost, H. J., Clark, E. B. Cardiac morphology and blood pressure in the adult zebrafish. Anat Rec. 264, 1-12 (2001).
  3. Leal, M. C., Cardoso, E. R., Nóbrega, R. H., Batlouni, S. R., Bogerd, J., França, L. R., Schulz, R. W. Histological and stereological evaluation of zebrafish (Danio rerio) spermatogenesis with an emphasis on spermatogonial generations. Biol Reprod. 81, 177-187 (2009).
  4. Schilling, T. F., Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. The morphology of larval and adult zebrafish. Zebrafish: A Practical Approach (The Practical Approach Series). , (2002).
  5. Selman, K., Wallace, R., Sarka, A., Qi, X. Stages of oocyte development in the Zebrafish, Brachydanio rerio. J. Morphol. 218, 203-224 (1993).
  6. Wallace, K. N., Akhter, S., Smith, E. M., Lorent, K., Pack, M. Intestinal growth and differentiation in zebrafish. Mech Dev. 122, 157-173 (2005).
  7. Wullimann, M. F., Rupp, B., Reichert, H. . Neuroanatomy of the zebrafish brain : a topological atlas. , (1996).

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