Acoplamento da captura de carbono de uma usina com lagoas abertas semi-automatizadas para cultivo de microalgas

Resumo

Um protocolo é descrito para utilizar o dióxido de carbono no gás de usina de gás natural para cultivar microalgas em lagoas abertas de pista. A injeção de gás de flue é controlada com um sensor de pH, e o crescimento das microalgas é monitorado com medições em tempo real da densidade óptica.

Resumo

Nos Estados Unidos, 35% das emissões totais de dióxido de carbono (CO₂) vêm da indústria de energia elétrica, das quais 30% representam a geração de eletricidade a gás natural. As microalgas podem biofixar CO₂ 10 a 15 vezes mais rápido que as plantas e converter biomassa de algas em produtos de interesse, como biocombustíveis. Assim, este estudo apresenta um protocolo que demonstra as sinergias potenciais do cultivo de microalgas com uma usina de gás natural situada no sudoeste dos Estados Unidos em um clima semiárido quente. Tecnologias de última geração são usadas para melhorar a captura e utilização de carbono através da espécie de algas verdes Chlorella sorokiniana, que pode ser processada ainda mais em biocombustível. Descrevemos um protocolo envolvendo uma lagoa de pista aberta semi-automatizada e discutimos os resultados de seu desempenho quando foi testado na usina de Energia Elétrica Tucson, em Tucson, Arizona. O gás de flua foi usado como a principal fonte de carbono para controlar o pH, e Chlorella sorokiniana foi cultivada. Um meio otimizado foi usado para cultivar as algas. A quantidade de CO₂ adicionada ao sistema em função do tempo foi monitorada de perto. Além disso, outros fatores físico-químicos que afetam a taxa de crescimento de algas, a produtividade da biomassa e a fixação de carbono foram monitorados, incluindo densidade óptica, oxigênio dissolvido (DO), eletrocondutividade (CE) e temperaturas de ar e lagoa. Os resultados indicam que um rendimento de microalgas de até 0,385 g/L de peso seco sem cinzas é alcançável, com um teor lipídetivo de 24%. Aproveitar as oportunidades sinérgicas entre emissores de CO₂ e agricultores de algas pode fornecer os recursos necessários para aumentar a captura de carbono, ao mesmo tempo em que apoia a produção sustentável de biocombustíveis e bioprodutos de algas.

Introdução

O aquecimento global é uma das questões ambientais mais importantes que o mundo enfrenta hoje¹. Estudos sugerem que a principal causa é o aumento das emissões de gases de efeito estufa (GEE), principalmente CO₂, na atmosfera devido às atividades humanas ^2,3,4,5,6,7. Nos EUA, a maior densidade de emissões de CO₂ é originária principalmente da combustão de combustíveis fósseis no setor de energia, especificamente usinas de geração de energia elétrica ^3,7,8,9. Assim, as tecnologias de captura e utilização de carbono (CCU) surgiram como uma das principais estratégias para reduzir as emissões de GEE^{em 2,7,10}. Estes incluem sistemas biológicos que utilizam a luz solar para converter CO₂ e água via fotossíntese, na presença de nutrientes, à biomassa. O uso de microalgas foi proposto devido à taxa de crescimento rápido, alta capacidade de fixação de CO₂ e alta capacidade de produção. Além disso, as microalgas têm amplo potencial de bioenergia porque a biomassa pode ser convertida em produtos de interesse, como biocombustíveis que podem substituir combustíveis fósseis 7,9,10,11,12.

As microalgas podem crescer e alcançar a conversão biológica em uma variedade de sistemas de cultivo ou reatores, incluindo lagoas de pista abertas e fotobioreatores fechados 13,14,15,16,17,18,19. Os pesquisadores têm estudado as vantagens e limitações que determinam o sucesso do bioprocesso em ambos os sistemas de cultivo, em condições internas ou externas 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Lagoas abertas são os sistemas de cultivo mais comuns para captura e utilização de carbono em situações onde o gás de chaminé pode ser distribuído diretamente da pilha. Este tipo de sistema de cultivo é relativamente barato, é fácil de escalar, tem baixos custos de energia e tem baixos requisitos de energia para mistura. Além disso, esses sistemas podem ser facilmente co-localizados com a usina para tornar o processo da CCU mais eficiente. No entanto, existem algumas desvantagens que precisam ser consideradas, como a limitação na transferência de gás/massa líquida de CO₂. Embora existam limitações, as lagoas abertas de pista foram propostas como o sistema mais adequado para a produção de biocombustíveis microángicos ao ar livre 5,9,11,16,20.

Neste artigo, detalhamos um método para cultivo de microalgas em lagoas abertas de pista que combina a captura de carbono do gás de chaminucultura de uma usina de gás natural. O método consiste em um sistema semi-automatizado que controla a injeção de gás de chaminático com base no pH da cultura; o sistema monitora e registra o status de cultura chlorella sorokiniana em tempo real usando densidade óptica, oxigênio dissolvido (DO), eletrocondutividade (CE) e sensores de temperatura de ar e lagoa. Os dados de biomassa de algas e injeção de gás de flua são coletados por um data logger a cada 10 minutos na instalação de Energia Elétrica de Tucson. A manutenção da cepa de algas, a escala, as medições de controle de qualidade e a caracterização da biomassa (por exemplo, correlação entre densidade óptica, g/L e conteúdo lipíduo) são realizadas em um ambiente laboratorial na Universidade do Arizona. Um protocolo anterior esboçou um método para otimizar as configurações de gás de flua para promover o crescimento de microalgas em fotobioreatores via simulação^{de computador 26}. O protocolo aqui apresentado é único na forma de utilizar lagoas abertas de pista e foi projetado para ser implementado no local em uma usina de gás natural, a fim de fazer uso direto do gás de chaminuto produzido. Além disso, medições de densidade óptica em tempo real fazem parte do protocolo. O sistema como descrito é otimizado para um clima semiárido quente (Köppen BSh), que exibe baixa precipitação, variabilidade significativa na precipitação de ano para ano, baixa umidade relativa, altas taxas de evaporação, céu claro e radiação solar intensa²⁷.

Protocolo

1. Sistema de crescimento: configurações de lagoa aberta ao ar livre

1. Configure as lagoas abertas de pista perto da fonte de gás de chaminática (contendo 8-10% DE CO₂). Certifique-se de que a água e a eletricidade estão disponíveis no local do reator da lagoa e que o reator não está à sombra na maior parte do dia (Figura 1).
2. Capture o gás de fluída durante o processo pós-combustão usando uma mangueira de combustível de 0,95 cm, alguns metros antes do gás da chaminé entrar na pilha para ser descarregado na atmosfera (Figura 2).
3. Remova a água do gás de chaminé usando uma armadilha de água de 20 L e um condensador (comprimento da bobina ~12 m) entre a pilha e o compressor (Figura 2).
   NOTA: O gás de flua normalmente contém aproximadamente 9\u201213,8% de água²⁸. Além disso, o condensador e o gasoduto esfriam o gás de chaminina¹⁶.
4. Conecte os seguintes sensores a um datalogger para monitorar o crescimento de algas: (1) um sensor de densidade óptica em tempo real²⁹, que mede a absorvência em dois comprimentos de onda — 650 e 750 nm — e pode detectar uma concentração celular alga máxima de 1,05 g/L; (2) um sensor DO; (3) termopares de ar e lagoa; (4) um sensor de pH; e (5) um sensor CE.
   NOTA: Além disso, os sensores pH e CE estão conectados a um transmissor. A configuração da unidade de data logger é mostrada na Figura 3.
5. Certifique-se de que todos os componentes do sistema de crescimento de algas estejam calibrados e funcionando corretamente antes da inoculação.

2. sistema de controle de pH

1. Gerencie a injeção de gás de flua usando um compressor, um sistema de válvula de controle e o programa de data logger, como mostrado nas Figuras 2 e Figura 3 (material suplementar A).
2. Use um tubo para direcionar o gás de chaminução da válvula de controle para o fundo da lagoa da pista através de um difusor de pedra.
3. Injete o gás de chaminíudo no sistema de crescimento com base no pH. Quando o valor do pH for maior que 8,05, o sistema injetará gás de flua, enquanto quando o pH é inferior a 8,00, o sistema vai parar a injeção de gás de chaminático em períodos sem crescimento. A vazão é medida em litros padrão por minuto (SLPM).
   NOTA: Na válvula de controle, a pressão do gás da chaminé de entrada é limitada a um máximo de 50 psi.

3. Seleção de algas e manutenção da tensão (luz e temperatura)

NOTA: A alga verde Chlorella sorokiniana DOE 1412 foi isolada pela Juergen Polle (Brooklyn College)^30,31 e selecionada pela Aliança Nacional para Biocombustíveis Avançados e Bioprodutos (NAABB); sua seleção foi baseada nos estudos anteriores de caracterização de cepas realizados por Huesemann et ^al.32,33 . Suas pesquisas sobre triagem de algas, produtividade de biomassa e cultivo simulado pelo clima (por exemplo, temperatura e luz) na região Sudoeste ao usar lagoas abertas ao ar livre informaram o método utilizado neste projeto.

1. Mantenha culturas à temperatura ambiente (25 °C) usando um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h.
2. Mantenha a intensidade leve em 200 μM/m²/s para manutenção da cultura cultivada em placas e em pequenas culturas líquidas (50 mL a 500 mL).
3. Mantenha a intensidade leve para escalar cultivada em culturas líquidas de 50 mL a 500 mL a 400 μM/m²/s, e culturas líquidas 5 L a 20 L a 600\u2012800 μM/m²/s.

4. Dimensionar e controlar a qualidade

1. Prepare o meio de cultura BG11 utilizando água deionizada e os seguintes sais, para macronutrientes, em g/L: 1.5 NaNO₃, 0.04 K₂HPO₄, 0,075 MgSO₄*H₂O, 0.036 CaCl₂*H₂O, 0,006 (NH₄)₅Fe(C₆H₄O₇)₂, 0,006 Na₂EDTA*2H₂O, 0.02 Na₂CO₃; adicionar 1 mL/L de solução de elemento de rastreamento, que contém os seguintes micronutrientes em g/L: 2,86 H₃BO₃, 1.81 MnCl₂*4H₂O, 0,22 ZnSO₄*7H₂O, 0,39 Na₂MoO₄*2H₂O, 0,079 CuSO₄*5H₂O, 0,0494 Co(NO₃)₂*6H₂O.
   NOTA: Para inoculação de placa e/ou armazenamento a longo prazo, adicione 7,5 g/L de ágar Bacto; para a inoculação cultural, não é necessária adição de ágar. Esterilize o meio de cultura na autoclave por 21 min a 121 °C.
2. Despeje o meio BG11 com ágar em pratos Petri em um capô de fluxo laminar estéril ou armário de biossegurança. Uma vez que as placas estejam firmes e frias, pipeta 500 μL de uma cultura de estoque de algas congelada suspensa e adicione ampicillina (100 μg/mL); incubar as placas de algas em uma mesa de agitação (120 rpm) por 1 a 2 semanas.
3. Use um laço estéril para selecionar uma única colônia de algas a partir de uma placa de cultura e inocula-a em um tubo de 50 mL contendo meio de crescimento estéril em um armário de biossegurança limpo. Cresça a pequena cultura líquida em uma mesa de agitação (120 rpm) por uma semana.
4. Transfira 50 mL de cultura de algas (fase de crescimento linear, OD_750nm ≥ 1) em um frasco de 1 L com meio líquido de 500 mL. Encaixe cada frasco com uma rolha de borracha e tubos de aço inoxidável para fornecer aeração. Filtre o ar usando filtros de esterilização de ar de 0,2 μm. Deixe a cultura crescer por uma a duas semanas. Monitore a densidade celular usando um espectrofotômetro (OD_750nm).
5. Coloque a cultura líquida de 500 mL em um carboy de 10 L contendo 8 L de meio de cultura não estéril e injete uma mistura de 5% de CO₂ e 95% de ar. Em seguida, cultivar algas nas mesmas condições da etapa 4.4.
6. Monitore a placa de estoque e as culturas líquidas (em etapas 4.2\u20124.5) uma vez por semana. Pegue uma alíquota e observe-a sob o microscópio em 10x e 40x de ampliação para garantir o crescimento da cepa desejada. Manteve culturas até serem comprometidas ou usadas para experimentos. Descarte culturas contaminadas.

5. Preparação média concentrada para cultivo de lagoa aberta

1. Para preparar os elementos de rastreamento, a solução encha parcialmente um frasco volumoso de 1 L com água destilada (DW). Insira uma barra de meximento magnética e adicione os produtos químicos mostrados na Tabela 1 sequencialmente. Certifique-se de que cada ingrediente se dissolve antes da adição do próximo constituinte. Remova o ímã e encha o frasco até a marca de volume 1 L.
2. Encha parcialmente uma garrafa de vidro 1 L com DW e insira a barra de agitação magnética. Coloque o recipiente na parte superior de uma placa de agitador magnético e adicione os produtos químicos para o volume final do reator, adicionando-os sequencialmente, garantindo que cada um se dissolva totalmente. A Tabela 2 lista os produtos químicos para preparar 1 L de médio, então multiplique todos os valores pelo volume final do reator. Encha a garrafa de vidro para 1 L.

6. Inoculação da lagoa aberta ao ar livre

1. Limpe completamente o reator usando 30% de alvejante antes de cada inoculação e após a colheita. Recomenda-se deixar o alvejante durante a noite. Enxágüe bem o reator para remover todo o alvejante.
2. Calibrar todos os sensores antes da inoculação das algas de acordo com o procedimento de calibração correspondente.
3. Diluir a mídia concentrada (na etapa 5) usando a fonte de água preenchendo a lagoa da pista até 80%.
4. Inocular o reator usando um carboy 10 L cheio de algas (fase de crescimento linear OD_750nm > 2) e trazê-lo para o seu volume final.
5. Microalgas aclimate sombreando parcialmente a lagoa do autódromo com paletes de madeira por ~ 3 dias (Figura 4), uma vez que a fase exponencial passou, como uma estratégia de adaptação para evitar a fotoinibição.
   NOTA: Este período também dará tempo para que as microalgas se adaptem ao estresse causado pela injeção direta de gás de chaminático.

7. Experimento de crescimento em lote na estação geradora

1. Inspecione e regise quaisquer variações do dia-a-dia, incluindo evaporação de água, motor de roda de remo, funcionalidade do sensor e qualquer coisa fora do comum.
2. Escorra e inspecione o compressor e a armadilha de água todos os dias para remover qualquer excesso de água para minimizar a corrosão, uma vez que o gás de chaminé é altamente corrosivo³⁴.
3. Configure o data logger para digitalizar cada medição do sensor a cada 10 s e armazenar os dados médios a cada 10 minutos. Estes incluem DO, pH, CE, densidade óptica em tempo real, bem como temperatura do ar e reator.

8. Amostragem e monitoramento discretos

1. Certifique-se de que o nível de água permanece constante no volume final do reator, caso contrário, a medição da densidade óptica será afetada.
2. Após reabastecer a água no reator, pegue uma amostra de 5 mL para medições de massa celular por densidade óptica (540, 680 e 750 nm) usando um espectrômetro ultravioleta visível. Repita o processo diariamente.
3. Faça uma amostra de 500 mL três vezes por semana para observações de microscópio e concentração de biomassa com base no peso seco livre de cinzas (AFDW).
   1. Realize observações de microscópio com lentes objetivas 10x e 40x. Além disso, essas ampliações do microscópio são utilizadas como parte do controle de qualidade de algas descrito na etapa 4.6.
   2. Use 400 mL da amostra na etapa 8.3 para AFDW
      1. Coloque cada filtro de microfibra de vidro de tamanho de poro de 0,7 μm em uma bandeja de papel alumínio e pré-trate cada bandeja/filtro de papel alumínio usando um forno por 4h a 540 °C.
      2. Rotule cada bandeja de papel alumínio usando um lápis #2, grave seu peso (A) e coloque-a no aparelho do filtro de vácuo.
      3. Mexa a amostra de algas vigorosamente antes de medir um volume a ser filtrado. Filtre a amostra de algas suficiente para dar uma diferença de peso pré/pós-cinzas entre 8 e 16 mgs. Escolha uma diferença de peso para usar ao longo do experimento e mantenha esse valor constante.
      4. Coloque cada filtro contendo a amostra de algas em sua bandeja de papel alumínio no forno a 105 °C por pelo menos 12 h.
      5. Retire a bandeja/filtro de papel alumínio do forno de secagem e coloque-a em um desiccador de vidro para evitar a captação de água. Registre cada bandeja de papel alumínio/peso do filtro (B).
      6. Coloque a bandeja/filtro de papel alumínio no forno de muffle de 540 °C por 4h.
      7. Desligue o forno de muffle, esfrie bandejas/filtros de papel alumínio, coloque-os no desiccador e grave cada bandeja de papel alumínio/peso do filtro (C).
      8. Calcule o AFDW usando análise gravimétrica:
         % AFDW= C – A x 100 / B
4. Segure 2 L de algas antes de colher para análise de extração lipídica assistida por micro-ondas (MAE) usando solventes.
   1. Centrifugar a amostra de algas a uma força centrífuga relativa (RFC) de 4.400 x g por 15 min. Pegue a pelota de algas e seque-a usando um forno a 80 °C por pelo menos 24 h.
   2. Triture a amostra de algas e pese o pó de algas (a biomassa recomendada varia de 0,3 g a 0,5 g).
   3. Adicione o pó de algas (biomassa de algas secas) nos vasos do sistema de reação acelerada de micro-ondas (MARS) Xpress, adicione 10 mL de clorofórmio:metanol (2:1, v/v) solução de solvente sob o capô, feche os vasos e deixe ficar durante a noite.
   4. Coloque as naves na máquina MARS usando o sensor solvente por 60 min a 70 °C e 800 W de potência.
   5. Tire os vasos de MARTE e deixe-os esfriar sob o capô.
   6. Use um funil e uma lã de vidro para separar a parte líquida que contém clorofórmio, metanol e lipídios transferindo cada amostra líquida para um tubo de teste de vidro pré-pesado e mantenha os sólidos (biomassa livre de lipídios) para outras análises.
   7. Pegue os tubos de ensaio contendo os lipídios para o evaporador de nitrogênio, remova-os uma vez que o líquido tenha sido evaporado e, em seguida, deixe os tubos durante a noite sob o capô para garantir a secura completa.
   8. Calcular o conteúdo lipídico (wt. %) utilizando análise gravimétrica:
      Teor lipídico (wt. %) = Biomassa seca de lipídios x 100/ Massa de algas secas

9. Colheita de algas e rotação de culturas

1. Colher 75% do volume total de cultura de algas quando a cultura estiver perto de chegar à fase estacionária. Tome 2\u20125 L de cultura para realizar análises de produtividade de biomassa em laboratório. Processe e converta o resto das algas nos produtos algas desejados.
2. Ressunúcule a lagoa aberta usando as algas de 25% restantes como inóculo. Adicione água até 80% do volume total do reator, adicione a mídia concentrada e, em seguida, finalize o enchimento até o volume final do reator, se necessário.
3. Cultive a tensão de algas apropriada de acordo com a estação, com base nas condições de temperatura e intensidade da luz.

10. Gerenciamento de dados

1. Registo dados no data logger e colete para análise como na etapa 7.3.
2. Considere salvar dados brutos e analisados na unidade de compartilhamento regional de Agal Feedstock Testbed (RAFT). Os colaboradores do projeto RAFT contribuem com seus dados para simular e modelar a produtividade de algas e validar o cultivo ao ar livre.

Resultados

Resultados experimentais anteriores do nosso laboratório indicam que o cultivo de microalgas usando uma lagoa de pista aberta semi-automatizada pode ser acoplado a processos de captura de carbono. Para entender melhor a sinergia entre esses dois processos (Figura 2), desenvolvemos um protocolo e o adaptamos para cultivar a espécie de algas verdes Chlorella sorokiniana em condições ao ar livre em um clima semiárido quente. O gás de flua a gás natural foi obtido a partir de uma...

Discussão

Neste estudo, demonstramos que o acoplamento sinérgico da captura de carbono do gás fluído e o cultivo de microalgas é possível em um clima semiárido quente. O protocolo experimental para o sistema semi-automatizado de lagoas de pista de corrida integra tecnologia de ponta para monitorar parâmetros relevantes em tempo real que se correlacionam com o crescimento de algas ao usar gás de chaminé como fonte de carbono. O protocolo proposto visa reduzir a incerteza no cultivo de algas, que é uma das principais desva...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adjustable speed motor (paddle wheel system)	Leeson	174307	Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boats	Fisher Scientific	08-732-102	Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?]	Fisher Scientific	1185 - 57 - 5	Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium Phosphate	Sigma-Aldrich	7722-76-1	This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium salt	Sigma Aldrich	A9518-5G	This chemical is used for avoiding algae contamination
Autoclave	Amerex Instrument Inc		Hirayama HA300MII
Bacto agar	Fisher Scientific	BP1423500	Fisher BioReagents Granulated Agar
Bleach	Clorox		Germicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3)	Fisher Scientific	10043-35-3	Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O)	Sigma-Aldrich	10035-04-8	Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L)	Nalgene - Thermo Fisher Scientific	2250-0050PK	Polypropylene Carboy w/Handles
Centrifuge	Beckman Coulter, Inc		J2-21
Chloroform	Sigma-Aldrich	67-66-3	This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% Iron	Loveland Products	SDS No. 1000595582 -17-LPI	https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O)	Sigma-Aldrich	10026-22-9	Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
Compressor	Makita	MAC700	This equipment is used for the injection CO2 system
Control Valve	Sierra Instruments	SmartTrak 100	This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O)	Sigma-Aldrich	7758-99-8	Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000	Scientific Campbell	CR3000	This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen Solution	Campbell Scientific	14055	Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probe	Sensorex	?	DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solution	Ricca Chemical Company	2245 - 32 ( R2245000-1A )	Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensor	Hanna Instruments	HI3003/D	Flow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O)	Sigma-Aldrich	6381-92-6	Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
Filters	Fisher Scientific	09-874-48	Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
Flasks	Fisher scientific	09-552-40	Pyrex Fernbach Flasks
Furnace	Hogentogler	Model: F6020C-80	Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace
Glass dessicator	VWR International LLC	75871-430	Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnel	Fisher Scientific	FB6005865	Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hood	Fisher Hamilton Safeair		Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O)	Fisher Scientific	10034 - 99 - 8	Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
Methanol	Sigma-Aldrich	67-56-1	Lipid extraction solvent
Micro bubble Diffuser	Pentair Aquatic Eco-Systems	1PMBD075	This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella Sorokiniana	NAABB	DOE 1412
Microoscope			Carl Zeiss 4291097
Microwave assistant extraction	MARS, CEM Corportation		CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2O	Sigma-Aldrich	13446-34-9	Manganese(II) chloride tetrahydrate
Mortars	Fisher Scientific	FB961B	Fisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporator	Organomation		N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
Oven	VWR International LLC	89511-410	Forced Air Oven
Paddle Wheel			8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motor	Leeson	M1135042.00	Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
Pestles	Fisher Scientific	FB961M	Fisherbrand porcelein pestles
pH and EC Transmitter	Hanna Instruments	HI98143	Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutions	Fisher Scientific	13-643-003	Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensor	Hanna Instruments	HI1006-2005	Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tips	Fisher Scientific	1111-2821	1000 ul TipOne graduated blue tip in racks
Pippetter	Fisher Scientific	13-690-032	Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettes	Fisher scientific	14377017	BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
Plates	Fisher scientific	08-757-100D	Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
Potash			This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4)	Sigma-Aldrich	7758 -11 - 4	Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage Bottles	Fisher scientific	06-414-2A	1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway Pond			Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density Sensor	University of Arizona		This equipment was design and build by a member of the group
RS232 Cable	Sabrent		Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker Table			Algae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3)	Sigma-Aldrich	497-19-8	Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O)	Sigma-Aldrich	10102-40-6	Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3)	Sigma-Aldrich	7631-99-4	Medium Preparation: Sodium nitrate
Spectophotometer	Fisher Scientific Company	14-385-400	Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubes	Fisher Scientific	14-961-27	Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type K	Omega	KMQXL-125G-6
Urea	Sigma-Aldrich	2067-80-3	Urea
Vacuum filtration system	Fisher Scientific	XX1514700	MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pump	Grainger		Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O)	Sigma-Aldrich	7446-20-0	Zinc sulfate heptahydrate