JoVE Logo

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Este artigo descreve uma técnica de transplante tecidual que foi projetada para testar as propriedades de sinalização e padronização do prosencéfalo basal durante o desenvolvimento craniofacial.

Resumo

O embrião aviário tem sido usado como um sistema modelo por mais de um século e levou à compreensão fundamental do desenvolvimento de vertebrados. Um dos pontos fortes desse sistema modelo é que o efeito e a interação entre os tecidos podem ser avaliados diretamente em embriões quiméricos. Mostramos anteriormente que sinais do prosencéfalo contribuem para a morfogênese facial regulando a forma do domínio de expressão do ouriço sônico (SHH) na Zona Ectodérmica Frontonasal (FEZ). Neste artigo, o método de gerar quimeras do prosencéfalo e fornecer ilustrações dos resultados desses experimentos é descrito.

Introdução

Muitas pesquisas contemporâneas em biologia do desenvolvimento se concentram no papel dos genes na formação de embriões. Existem boas ferramentas para examinar os mecanismos de desenvolvimento de uma perspectiva genética. No entanto, os embriões são montados e sofrem morfogênese em resposta às interações teciduais. O sistema aviário é uma ferramenta clássica usada para avaliar a variedade de interações teciduais que regulam o desenvolvimento pelas seguintes razões: a embriologia é bem compreendida, os embriões são facilmente acessíveis, as ferramentas para análise de sistemas aviários são bem desenvolvidas e os embriões são baratos.

O sistema de transplante aviário tem sido amplamente empregado para rastreamento de linhagens e para avaliar interações teciduais durante o desenvolvimento quase um século 1,2,3,4. Esse sistema foi utilizado para investigar um centro de sinalização, a Zona Ectodérmica Frontonasal (FEZ), que regula a morfogênese da mandíbulasuperior5, e um vídeo foi publicado descrevendo essa técnicaanteriormente6. Além das codornas-pintinhos, outras espécies também têm sido utilizadas na produção de quimeras para análise de interações teciduais. Por exemplo, o camundongo FEZ foi transplantado de camundongos selvagens tipo7 e mutantes8, e outros utilizaram os sistemas pato, codorna e pintinho para avaliar o papel da crista neural na padronização do esqueleto facial 9,10,11,12.

Neste trabalho, o papel do prosencéfalo na regulação do padrão de expressão gênica no FEZ através do transplante do prosencéfalo ventral reciprocamente entre embriões de codorna, pato e pintinho foi avaliado, pois um sinal do prosencéfalo é necessário para induzir a expressão do ouriço sônico no FEZ. Os transplantes de prosencéfalo não são únicos no campo. Esses transplantes foram utilizados para avaliar o desenvolvimento da motilidade em embriões de codornas epatos13, embora nesses experimentos também tenham sido transplantados tecidos que contribuíram para derivados não neurais. Em outros trabalhos, circuitos auditivos em aves foram avaliados por transplante de prosencéfalo14, mas esses transplantes continham células presuntivas da crista neural, que contribuem para a formafacial9,10 e participam da regulação da expressão de SHH noFEZ15. Assim, um sistema para transplantar apenas o prosencéfalo ventral de uma espécie de ave para outra antes do fechamento do tubo neural foi concebido para avaliar o papel do cérebro na forma facial16 (Figura 1A,B). Este método foi isento de contaminação da crista neural do enxerto. Neste artigo, o método é ilustrado e os resultados esperados são descritos, e os desafios enfrentados são discutidos.

Protocolo

Pato Pekin branco (Anas platyrhynchos), galinha Leghorn branco (Gallus gallus) e codorna japonesa (Cortunix coturnix japonica) são incubados a 37 °C em câmara umidificada até estágio combinado em HH7/817.

1. Preparação do tecido doador

NOTA: A preparação de reagentes e ferramentas e a forma de abrir ovos para manipulação experimental foram descritas6.

  1. Prepare meios DMEM com vermelho neutro, uma pipeta de transferência de vidro e agulhas de tungstênio afiadas.
  2. Expor embriões (como mostrado em6).
  3. Colher enxertos teciduais do lado esquerdo do prosencéfalo basal de embriões estágio 7/8. Use agulhas curvas de tungstênioafiadas 6 para incisar suavemente um pedaço do prosencéfalo medindo ~0,3 mm de comprimento por 0,2 mm de largura, certificando-se de não incluir a endoderme subjacente deslizando a agulha abaixo do prosencéfalo para que a agulha fique paralela ao eixo do tubo neural.
  4. Usando a pipeta de transferência de vidro, pegue o enxerto do embrião doador.
  5. Transfira o enxerto para DMEM contendo Vermelho Neutro (0,01% em PBS, 23 °C) por 2 minutos para corá-lo e, em seguida, coloque o enxerto corado em DMEM que não contenha Vermelho Neutro até que esteja pronto para o enxerto.

2. Preparação do anfitrião

  1. Incubar ovos fertilizados de galinha Leghorn branca (Gallus gallus) a 37 °C em câmara umidificada até HH7/8 17.
  2. Expor embriões (como mostrado em6).
  3. Usando agulhas de tungstênio afiadas, prepare o local do enxerto cortando suavemente e, em seguida, removendo um pedaço de prosencéfalo basal de 0,3 mm por 0,2 mm do lado esquerdo para acomodar o enxerto, como foi feito para isolar o tecido doador.
  4. Tome cuidado para evitar a ruptura excessiva da endoderme subjacente, que será evidente à medida que os grânulos de gema começarão a vazar através de qualquer lágrima que for feita. Isso exige prática e nem todas as tentativas serão bem-sucedidas.
  5. Após transferência para o hospedeiro6, posicionar o enxerto para substituir o prosencéfalo basal extirpado do hospedeiro.
  6. Coloque a fita adesiva firmemente sobre o orifício e devolva o embrião à incubadora a 37 °C durante o período de tempo adequado para análise.

Resultados

Avaliação do quimerismo e contaminação por transplantes
Para avaliar as quimeras, a extensão do quimerismo e a contaminação do enxerto com outros tipos celulares devem ser abordadas. A criação de quimeras através do transplante de tecidos de codornas em embriões de pintinhos permite esse tipo de análise. O uso do anticorpo QCPN células de codorna podem ser visualizadas e distinguidas dos tecidos do hospedeiro (Figura 1 C,D). Neste caso, apena...

Discussão

O método descrito permite examinar as interações teciduais entre o prosencéfalo basal e o ectoderma adjacente. Essa abordagem difere dos métodos anteriores de transplante de prosencéfalo, pois o tecido doador era restrito ao prosencéfalo ventral. Isso elimina o transplante das células da crista neural, que comprovadamente participam da padronização da morfologiafacial9,10. Assim, a restrição do enxerto ao prosencéfalo basal foi essencial para avaliar...

Divulgações

Todos os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

A pesquisa relatada nesta publicação foi apoiada pelo Instituto Nacional de Pesquisa Odontológica e Craniofacial dos Institutos Nacionais de Saúde sob os números de prêmio R01DE019648, R01DE018234 e R01DE019638.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
1x PBSTEKTEKZR114
35x10 mm Petri dishFalcon1008
DMEMThermofisher11965084
Needle holderFine Science Tools26016-12
Neutral RedSigma553-24-2
No. 5 Dumont forcepsFine Science Tools11252-20
Pasteur PipetsThermofisher13-678-6B
QCPN antibodyDevelopmental Studies Hybridoma bank, Iowa University, Iowa, USA
ScissorsFine Science Tools14058-11
Tungsten NeedleFine Science Tools26000

Referências

  1. Waddington, C. Developmental Mechanics of Chicken and Duck Embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  2. Noden, D. M. The role of the neural crest in patterning of avian cranial skeletal, connective, and muscle tissues. Developmental Biology. 96 (1), 144-165 (1983).
  3. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).
  4. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods in Molecular Biology. 461, 337-350 (2008).
  5. Hu, D., Marcucio, R. S., Helms, J. A. A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face. Development. 130 (9), 1749-1758 (2003).
  6. Hu, D., Marcucio, R. S. Assessing signaling properties of ectodermal epithelia during craniofacial development. Journal of Visualized Experiments. (49), (2011).
  7. Hu, D., Marcucio, R. S. Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals. Developmental Biology. 325 (1), 200-210 (2009).
  8. Griffin, J. N., et al. Fgf8 dosage determines midfacial integration and polarity within the nasal and optic capsules. Developmental Biology. 374 (1), 185-197 (2013).
  9. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299 (5606), 565-568 (2003).
  10. Tucker, A. S., Lumsden, A. Neural crest cells provide species-specific patterning information in the developing branchial skeleton. Evolution & Development. 6 (1), 32-40 (2004).
  11. Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing species-specific contributions to craniofacial development using quail-duck chimeras. Journal of Visualized Experiments. (87), (2014).
  12. Schneider, R. A. Neural crest and the origin of species-specific pattern. Genesis. 56 (6-7), 23219 (2018).
  13. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Research. 113 (1), 35-43 (1976).
  14. Chen, C. C., Balaban, E., Jarvis, E. D. Interspecies avian brain chimeras reveal that large brain size differences are influenced by cell-interdependent processes. PLoS One. 7 (7), 42477 (2012).
  15. Hu, D., Marcucio, R. S. Neural crest cells pattern the surface cephalic ectoderm during FEZ formation. Developmental Dynamics. 241 (4), 732-740 (2012).
  16. Hu, D., et al. Signals from the brain induce variation in avian facial shape. Developmental Dynamics. 244 (9), 1133-1143 (2015).
  17. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  18. Xu, Q., et al. Correlations Between the Morphology of Sonic Hedgehog Expression Domains and Embryonic Craniofacial Shape. Evolutionary Biology. 42 (3), 379-386 (2015).
  19. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135 (23), 3947-3958 (2008).
  20. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135 (7), 1223-1234 (2008).

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

Este m s em JoVEEdi o 168Quimera de codorna pintinhoquimera pato pintinhoprosenc falotransplante prosenc falo basalZona ectod rmica frontonasalFEZ

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Pesquisa

Educação

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados