Depois de anestesiar o rato, aperte suavemente uma das patas do rato para verificar se o rato está adequadamente anestesiado. Administrar gotas de solução oftálmica de tropicamida a 1% para dilatar os olhos do rato e aguardar 30 segundos. Em seguida, para reduzir o movimento dos olhos e o piscar, aplique gotas de cloridrato de proparacaína a 0,5% em ambos os olhos, seguido de gotas de gel lubrificante para os olhos e posicione o mouse em uma almofada de água de aquecimento.
Prepare uma mistura de corante contendo um volume igual de verde de indocianina ou ICG e corante fluoresceína. Injetar 250 microlitros da mistura através de uma injeção intraperitoneal no quadrante inferior esquerdo, perto das patas traseiras do rato, posicionando-o paralelo à pele para evitar a perfuração do órgão. Retraia cuidadosamente o êmbolo, certificando-se de que não entrou sangue na tampa da seringa.
Prossiga injetando gradualmente o corante em um ritmo constante. Em seguida, coloque o mouse sobre a almofada de aquecimento da plataforma de imagem. Ajuste o posicionamento do corpo do mouse em um ângulo de 45 graus em relação à câmera e incline suavemente a cabeça ligeiramente para baixo.
Limpe delicadamente o olho a ser fotografado usando um cotonete para remover a camada de colírios ou géis lubrificantes. Faça a transição da câmera para o olho do mouse e selecione o canal FA no módulo de aquisição. Organize a cabeça do mouse de forma que o nervo óptico fique centralizado na tela, evitando a necessidade de inclinar o oftalmoscópio de varredura a laser.
Agora, mude para o canal ICGA no módulo de aquisição. Uma vez que o olho ocupe toda a tela no software de imagem, gire o botão preto redondo no módulo de aquisição para ajustes de sensibilidade da imagem. Use o botão do oftalmoscópio para ajustar o foco.
Em seguida, pressione o botão preto redondo no módulo de aquisição para normalizar a imagem. Após a normalização, clique no botão ADQUIRIR no painel touchscreen para salvar a imagem. Alternar para o canal de AF usando o módulo de aquisição e ajustar a sensibilidade e o foco de cada imagem, como mostrado anteriormente, para capturar o vazamento da neovascularização de coroide ou lesão de CNV.
Em seguida, capturar imagens para a fase inicial de ICGA e FA três a quatro minutos após a injeção. Uma vez que todas as imagens necessárias são capturadas, aplique um lubrificante gel ou pomada no olho do mouse. CNV capilar domina as lesões de CNV em camundongos jovens.
Em contraste, camundongos velhos exibem CNV arteriolar, caracterizada por vasos de grande calibre, alças vasculares e conexões anastomóticas. Camundongos jovens e velhos mostram visibilidade clara da vasculatura retiniana em FA.In as imagens ICGA de camundongos jovens, a vasculatura retiniana não é visível e os vasos coroidais parecem desbotados. Nas imagens de ICGA de camundongos velhos, a vasculatura parcial da retina pode ser observada enquanto os vasos coroidais parecem desbotados.
A CNV arteriolar em camundongos velhos exibe um tamanho maior de CNV e significativamente mais vazamento em comparação com CNV capilar em camundongos jovens.
