Comece preparando um punch de biópsia de 3,5 milímetros de diâmetro. Marque um ponto no eixo de punção cinco milímetros distal da borda. Fixe o puncionador e use uma ferramenta giratória de duas velocidades para cortar a seção distal marcada do eixo.
Corte o eixo a uma profundidade de 3,5 milímetros, deixando os 1,5 milímetros finais presos, e dobre a ponta a 90 graus. Em seguida, prepare o PBS em 900 mililitros de água destilada e ajuste o pH para 7,4. Em seguida, leve a solução a um volume final de um litro adicionando água destilada.
Prepare uma solução de aldeído paraforme a 4% dissolvendo dois gramas de aldeído paraforme em 45 mililitros de PBS sob um capô químico e aqueça-o a 65 graus Celsius enquanto ajusta o pH para 7,4. Uma vez que o aldeído paraforme esteja totalmente dissolvido, ajuste o volume final da solução para 50 mililitros. Pesar o rato para determinar o volume correto do cocktail anestésico injetável para administração.
Uma vez administrada a anestesia, posicione o mouse sobre a mesa cirúrgica, seguindo os princípios padrão da cirurgia de roedores. Em seguida, coloque um travesseiro de cinco milímetros de altura sob a cabeça do roedor na posição de decúbito lateral. Seque completamente a superfície ocular com uma lança ocular cirúrgica e apague bem os cílios.
Ajuste o microscópio cirúrgico para uma visão ideal do mouse anestesiado e ajuste o temporizador para 30 segundos. Em seguida, examine a circunferência da área limbal usando o microscópio cirúrgico, mantendo as pálpebras do mouse bem abertas usando os dedos polegar e indicador. Agora segure cuidadosamente a trefina de punção esterilizada paralela ao eixo dos olhos sem aplicar pressão para baixo.
Evite girar o instrumento e mantenha o eixo da trefina de punção paralelo ao eixo do globo. Peça ao assistente cirúrgico para colocar três gotas de solução de hidróxido de sódio no orifício de trefinas de perfuração. Após 30 segundos, limpe a córnea e o fórnice usando cinco mililitros de PBS.
Em seguida, use um papel indicador de pH universal para garantir um valor de pH entre sete e 7,5 na superfície corneana do olho lesionado. Após o procedimento, lavar, secar e higienizar a trefina punch e a mesa cirúrgica com etanol 70%. Examine os olhos de um rato anestesiado sob um biomicroscópio com lâmpada de fenda e use uma câmera para capturar imagens.
Em seguida, aplique colírios fluorescentes a 0,1% e mergulhe qualquer excesso de líquido fluorescente com um aplicador de algodão. Avaliar a possível presença de defeitos epiteliais corneanos utilizando o filtro azul de cobalto e tirar fotografias. Depois, aplique a pomada oftálmica antibiótica tripla sobre a superfície ocular danificada.
Nuclear o olho preservando a carúncula medial e toda a conjuntiva palpável. Sob um microscópio cirúrgico, dissecar delicadamente a junção entre a carúncula e a pele. Com o uso de pinças dentárias, retraia a carúncula e ajude a guiar a tesoura cirúrgica sob a conjuntiva palpável, indo em direção à sua junção com a placa tarsal.
Cortar a conjuntiva ao longo da linha de adesão em direção ao canto lateral. Em seguida, gire a tesoura cirúrgica para a junção da conjuntiva com a placa tarsal inferior no plano subconjuntival. Agora retraia as pálpebras superior e inferior do lado nasal usando os dedos polegar e indicador.
Ao retrair, guie a ponta da pinça curva atrás da glândula lacrimal saliente, movendo-se em direção ao nervo óptico. Segure firmemente o nervo óptico e extraia o globo. Em seguida, enxágue o globo com PBS e transfira-o para a solução de fixação.
O processo de cicatrização do olho de camundongo após lesão de córnea e límplice alcalino em um modelo de camundongo é mostrado. O edema da córnea é proeminente nos dias zero e dois, enquanto a fibrose é mais evidente na segunda semana pós-lesão. O defeito epitelial cicatrizou pela migração de células epiteliais conjuntivais em padrão centrípeto em 12 a 14 dias.
Entretanto, 50% dos olhos lesados desenvolveram defeitos epiteliais persistentes ao final da segunda semana.
