Os autores gostariam de agradecer ao Canadian Institutes of Health Research (MOP53116) e Alberta Heritage Foundation for Medical Research para a concessão operacional e fundo de estabelecimento, respectivamente, para apoiar o desenvolvimento deste modelo experimental.

1. Anestesia <ol><li> Definir a velocidade de fluxo da máquina de anestesia em 2L/min. Ligue o escape de sucção a vácuo. </li><li> Máscara de carga cara com gás anestésico (isoflurano) a 5% (~ 3 min). </li><li> Leitões recém-nascidos serão induzidos com isoflurano inalado 5% em 100% de oxigénio (~ 3 min). </li><li> Manter a anestesia em 2-3% de isoflurano. Ajuste fino de isoflurano 0,5% consoante o caso, no entanto, pode variar de 0,5 a 5%, dependendo da condição de leitões. </li><li> Uma vez que o acesso vascular foi estabelecida, a anestesia por inalação pode ser comutada para a anestesia intravenosa utilizando fentanil (5-50 mcg / kg / h) e midazolam (200-500 mcg / kg / h) infusões. Pancurónio (50-100 mcg / kg / h) pode ser obrigado a controlar os movimentos musculares excessivas durante a cirurgia, enquanto que a capacidade de observar estado animal é preservado para o ajustamento de drogas anestésicas. </li><li> O leitão é monitorada por oximetria de pulso (percutânea de oxigênio saturation a 95-100%) e ECG (ritmo cardíaco em 130-170 batimentos / min). </li><li> Temperatura retal do leitão é mantido a 38-40 ° C com manta de aquecimento e aquecedor radiante. </li><li> O estado anestésico do leitão está sendo avaliado regularmente durante todo o período experimental com neurológicos (tamanho da pupila, lacrimejamento, movimentos do corpo), comportamentais (agitação), cardiovascular (taquicardia e hipertensão) e respiratória (taquipneia) parâmetros como apropriado. Paralisia mínimo é dado. Experiência anterior de anestesia em leitões com e sem paralisia seria útil para a avaliação. </li><li> O protocolo é um procedimento não-sobrevivência com a eutanásia dos animais no final do experimento com uma overdose de pentobarbital (100 mg / kg) por via intravenosa. </li></ol> 2. Cirurgia de colocação de cateteres vasculares na virilha (Figura 1) <ol><li> Faça uma incisão 2-3cm de comprimento na virilha direita. </li><li> Dissecar um centímetro da veia femoral direita e retidão 1 centímetrot artéria femoral. Coloque duas cordas 3-0 em torno de cada navio. </li><li> Cateterização venosa femoral direita: Ligar o distal da veia. Inserir um cateter Argyle (3,5 ou 5 French, duplo-lúmen) (Covidien, Mansfield, MA) a 15cm e isso vai colocar no átrio direito. Amarre as duas cordas para fixar o cateter. O cateter pode ser usado para fluido de manutenção e de infusão de medicamentos (porta secundária) e venosa central / medição da pressão atrial direita (porta principal). </li><li> Cateterismo femoral direito arterial: Ligar o distal da artéria. Levante-se a cadeia de proximal para parar o fluxo de sangue. Inserir um cateter Argyle (3,5 ou 5 francês, único lúmen) a 5cm. Isto irá colocar o cateter arterial na aorta infra-renal para a medição contínua da pressão arterial média e a amostragem de sangue. Amarre as duas cordas para fixar o cateter. </li><li> Fechar a pele. </li></ol> 3. Estabelecer ventilação mecânica (Figura 2) <ol><li> Fazer uma horizontal 2-3cm de comprimentoincisão no pescoço. </li><li> Dissecar e expor um centímetro da traquéia. Coloque duas cordas 1-0 ao redor da traquéia. </li><li> Insira um tubo endotraqueal (3.0 ou 3.5) a um centímetro na traquéia. Conectar a um ventilador e iniciar ventilação mecânica. Fixe o tubo endotraqueal. </li><li> Dissecar e expor a artéria carótida comum. Cercar o navio com um fluxo de tempo de trânsito sonda de ultra-som (2SB ou 2RB, Transonic Systems Inc., Ithica, NY) para medir continuamente o fluxo de sangue. </li></ol> 4. Colocação de sondas de fluxo em mesentérica superior (Figura 3) e renal esquerda (Figura 4) artérias <ol><li> Doses adicionais de fentanil (5-10 mcg / kg) e acepromazina (0,01-0,02 mg / kg) são necessárias antes da incisão da pele. </li><li> Fazer uma incisão lateral-subcostal longa e dissecar cuidadosamente camadas musculares. </li><li> Exposição da aorta abdominal. </li><li> Minimizar manuseamento vascular (vasospasmo) e lesão linfática. </li><li> Dissecar 0,5 a 1 cm ea artéria mesentérica superiorcolocar uma sonda de fluxo Transonic (3SB) em torno dele. </li><li> Dissecar 0,5 a 1 cm da artéria renal esquerda e colocar uma sonda de fluxo Transonic (2SB) em torno dele. </li><li> Fechar a pele e fixar a sonda de fluxo. </li></ol> 5. A colocação de cateter na artéria pulmonar (Figura 5) e o fluxo de sonda (Figura 6) <ol><li> Doses adicionais de fentanil (5-10 mcg / kg) e acepromazina (0,01-0,02 mg / kg) são necessárias antes da incisão da pele. </li><li> Deite o animal na posição de lateral direito. </li><li> Toracotomia no 4 º espaço intercostal esquerdo. </li><li> Cuidado com a artéria mamária interna e veia, ligadura se necessário. </li><li> Utilize um cotonete dental para pressionar para baixo o pulmão esquerdo e aumentar o oxigênio, se necessário. </li><li> Abra o pericárdio. </li><li> Identificar o canal arterial, que vai da artéria pulmonar à aorta. </li><li> Canal arterial pode ser ligado pela colocação de um clipe ou por um grosso &quot;3-O seda&quot; gravata em sua origem. </li><li> A artéria pulmonar principal e livre passagem avestilingue ascular usando uma espessa &quot;0&quot; gravata. </li><li> Realizar um fio de bolsa (5-0 prolene) sutura na base para a colocação do cateter de artéria pulmonar. </li><li> Inserir um angiocath de calibre 20G (com 3 orifícios laterais em menos de 1 cm da ponta do cateter), através do fio de bolsa até um máximo de 1 cm. </li><li> Verifique se há livre fluxo de sangue venoso. </li><li> Conecte-se transdutor de pressão, verificar pressão arterial pulmonar e forma de onda. </li><li> Aperte o fio de bolsa e prenda o cateter pulmonar. </li><li> Colocar uma sonda de fluxo Transonic (6SB) em torno da artéria pulmonar principal. </li><li> Coloque gel de ultra-sons entre a sonda de fluxo e de artéria para permitir a transdução de sinal óptima. </li><li> Cobrir a ferida com gaze salina úmida. </li></ol> 6. Hipóxia e reoxigenação protocolo <ol><li> Reduzir a concentração de oxigénio inspirado para 10% por aumento da concentração de gás de azoto para induzir a hipoxemia inalado. </li><li> Ajuste o oxigênio inspiradoconcentração entre 10% e 15% para se obter uma PaO 2 de 20-40 mmHg ou SaO 2 de 30-40%, durante 2 h. </li><li> Realizar análise de sangue arterial para avaliar PaCO 2 e ajustar a taxa de ventilação de acordo. </li><li> Com a indução de hipoxemia, a primeira hora é dedicada a indução de uma resposta constante (e o débito cardíaco) taquicardia. </li><li> Continue a acompanhar as mudanças no fluxo de sangue no comum mesentérica, carótida superior e esquerda artérias renais. </li><li> Durante a segunda hora de hipóxia, o stress hipóxico é aumentada para saída constante inferior cardíaca a 30-40% da linha de base, a pressão arterial média de 30-35 mmHg e pH arterial 6,95-7,05. </li><li> Estresse hipóxico pode ser encerrado prematuramente ou prorrogado por 15 min, conforme apropriado. </li><li> Aumentar a concentração de oxigênio inspirado abruptamente para 100% abruptamente interrompendo gás nitrogênio, continuando oxigênio puro. </li><li> Monitorar o débito cardíaco, pressão arterial média e outros hemodinâmica parágrafometros para a rápida recuperação. </li><li> Ressuscitação com oxigênio a 100% pode ser continuado por 0,5 h. Após este período de tempo, reduzir a concentração de oxigénio inspirado para 21% rapidamente. </li><li> Continuar reoxigenação com 21% de oxigênio para o restante período de experiência. A concentração de oxigénio inspirado pode ser titulada para 25%, se necessário. </li><li> Bolus de fluido de uma solução a 10 ml / kg de Ringer de lactato pode ser necessária, conforme apropriado, durante o período experimental. Seu uso deve ser protocolizado. </li></ol> 7. Resultados representativos: A indução de hipoxemia no leitão recém-nascido durante a primeira hora de hipóxia deve aumentar o débito cardíaco (fluxo arterial pulmonar) e 120% -130% dos valores iniciais (Figura 7A) e a frequência cardíaca (Figura 7B). Normalmente, o débito cardíaco deve atingir o seu pico de compensação entre o primeiro e 0,5 h 1h de hipóxia. Além disso, o fluxo de sangue deve ser centralizada, resultando em diminuição mimperfusão senteric e renal, mas um aumento do fluxo ou preservado carótida comum arterial (Figura 8). Durante a segunda hora de hipóxia, há uma diminuição contínua do débito cardíaco, o desenvolvimento de hipotensão (Figura 9A), diminuição da frequência cardíaca, com ou sem arritmia ocorreu. Hipóxia deve induzir hipertensão pulmonar, com a pressão da artéria pulmonar aumentado (Figura 9B), a qual pode por vezes reduzir no min 30 final de hipóxia como a diminuição do débito cardíaco. Após a reanimação, todos os parâmetros hemodinâmicos vai recuperar imediatamente a linha de base normóxica, exceto para o fluxo de sangue renal, que se recupera gradualmente durante a primeira hora de reoxigenação. No entanto, os parâmetros hemodinâmicos, especialmente para o débito cardíaco e da pressão arterial média deteriora-se gradualmente ao longo de 2 horas, antes de a reoxigenação e cerca de 70-75% da linha de base normóxicas e 35-45 mm Hg, respectivamente. Este dysfuncti cardiovascularem, pelo menos, em parte, para o atordoamento do miocárdio e garante cardiovasculares terapias de apoio, tais como agentes vasoativos e inotrópicos. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" /> Figura 1: incisão na virilha com a colocação de cateteres femorais arteriais e venosos <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" /> Figura 2: incisão do pescoço com a colocação de um tubo endotraqueal e uma sonda de fluxo em torno da artéria carótida comum <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" /> Figura 3: incisão de flanco com o isolamento da artéria mesentérica superior <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" /> Figura 4: incisão de flanco com o isolamento da artéria renal esquerda <img alt="Figura 5" src = &quot;files/ftp_upload/3166/3166fig5.jpg /&quot; /&gt; Figura 5: A toracotomia com a colocação de cateter na artéria pulmonar <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" /> Figura 6: A toracotomia com a colocação de uma sonda de fluxo em torno Transonic artéria pulmonar principal <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" /> Figura 7: mudanças temporais no (A) o débito cardíaco (fluxo arterial pulmonar) e (B) a freqüência cardíaca durante a hipóxia e reoxigenação <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" /> Figura 8: Mudanças temporais no fluxo sanguíneo em (A), carótida comum (B) mesentérica superior e (C) artérias renais esquerdas durante hipóxia e reoxigenação <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" /> Figura 9: Temporalmudanças no (A) e pressão arterial média (B) a pressão da artéria pulmonar durante hipóxia e reoxigenação

<ol>
	<li>Borke, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+myocardial+matrix+metalloproteinases+in+hypoxic+newborn+pigs+during+resuscitation:+effects+of+oxygen+and+carbon+dioxide.">Increased myocardial matrix metalloproteinases in hypoxic newborn pigs during resuscitation: effects of oxygen and carbon dioxide.</a> Eur. J. Clin. Invest. 34, 459-466 (2004).</li><li>Munkeby, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitation+of+hypoxic+piglets+with+100%+O2+increases+pulmonary+metalloproteinases+and+IL-8.">Resuscitation of hypoxic piglets with 100% O2 increases pulmonary metalloproteinases and IL-8.</a> Pediatr. Res. 58, 542-548 (2005).</li><li>Haaland, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Posthypoxic+hypothermia+in+newborn+piglets.">Posthypoxic hypothermia in newborn piglets.</a> Pediatr. Res. 41, 505-512 (1997).</li><li>Haase, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitation+with+100%+oxygen+causes+intestinal+glutathione+oxidation+and+reoxygenation+injury+in+asphyxiated+newborn+piglets.">Resuscitation with 100% oxygen causes intestinal glutathione oxidation and reoxygenation injury in asphyxiated newborn piglets.</a> Ann. Surg. 240, 364-373 (2004).</li><li>Stevens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitation+with+21%+or+100%+oxygen+is+equally+effective+in+restoring+perfusion+and+oxygen+metabolism+in+hypoxic+newborn+piglet+liver.">Resuscitation with 21% or 100% oxygen is equally effective in restoring perfusion and oxygen metabolism in hypoxic newborn piglet liver.</a> Shock. 27, 657-662 (2007).</li><li>Johnson, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=N-acetylcysteine+improves+the+hemodynamics+and+oxidative+stress+in+hypoxic+newborn+pigs+reoxygenated+with+100%+oxygen.">N-acetylcysteine improves the hemodynamics and oxidative stress in hypoxic newborn pigs reoxygenated with 100% oxygen.</a> Shock. 28, 484-490 (2007).</li><li>Chapados, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+cortisol+response+to+ACTH+challenge+in+hypoxic+newborn+piglets+resuscitated+with+21%+and+100%+oxygen.">Plasma cortisol response to ACTH challenge in hypoxic newborn piglets resuscitated with 21% and 100% oxygen.</a> Shock. 33, 519-525 (2010).</li><li>Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet+dysfunction+in+asphyxiated+newborn+piglets+resuscitated+with+21%+and+100%+oxygen.">Platelet dysfunction in asphyxiated newborn piglets resuscitated with 21% and 100% oxygen.</a> Pediatr. Res. 59, 636-640 (2006).</li><li>Martin-Ancel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+organ+involvement+in+perinatal+asphyxia.">Multiple organ involvement in perinatal asphyxia.</a> J. Pediatr. 127, 786-793 (1995).</li><li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+anatomy+and+physiology+of+the+pig.">Comparative anatomy and physiology of the pig.</a> Scan. J. Lab. Anim. Sci. Suppl. 25, 11-22 (1998).</li><li>Chapados, I., Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Not+all+models+are+created+equal:+Animal+models+to+study+hypoxic-ischemic+encephalopathy+of+the+newborn.">Not all models are created equal: Animal models to study hypoxic-ischemic encephalopathy of the newborn.</a> Neonatology. 94, 300-303 (2008).</li><li>Liu, J. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+post-resuscitation+treatment+with+N-acetylcysteine+on+cardiac+recovery+in+hypoxia-injured+newborn+pigs.">Effects of post-resuscitation treatment with N-acetylcysteine on cardiac recovery in hypoxia-injured newborn pigs.</a> PLoS ONE. 5, e15322-e15322 (2010).</li><li>Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardio-renal+recovery+of+hypoxic+newborn+pigs+after+18%,+21%+and+100%+reoxygenation.">Cardio-renal recovery of hypoxic newborn pigs after 18%, 21% and 100% reoxygenation.</a> Intensive Care Med. 34, 1114-1121 (2008).</li><li>Temesvari, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+the+blood-brain+barrier+permeability+in+neonatal+cytotoxic+brain+edema:+laboratory+and+morphological+findings+obtained+on+newborn+piglets+with+experimental+pneumothorax.">Modulation of the blood-brain barrier permeability in neonatal cytotoxic brain edema: laboratory and morphological findings obtained on newborn piglets with experimental pneumothorax.</a> Biol. Neonate. 46, 198-208 (1984).</li><li>Domoki, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reventilation+with+room+air+or+100%+oxygen+after+asphyxia+differentially+affects+cerebral+neuropathology+in+newborn+pigs.">Reventilation with room air or 100% oxygen after asphyxia differentially affects cerebral neuropathology in newborn pigs.</a> Acta. Paediatr. 95, 1109-1115 (2006).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Part+15:+Neonatal+resuscitation:+2010+American+Heart+Association+guidelines+for+cardiopulmonary+resuscitation+and+emergency+cardiovascular+care.">Part 15: Neonatal resuscitation: 2010 American Heart Association guidelines for cardiopulmonary resuscitation and emergency cardiovascular care.</a> Circulation. 122, S909-S919 (2010).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

O actual protocolo experimental tem uma vantagem para examinar as alterações sistêmicas e regionais hemodinâmicos em indivíduos recém-nascidos durante o processo de hipóxia e reoxigenação. Nós podemos também examinar o respectivo efeito das intervenções utilizadas para melhorar a função cardiovascular durante a recuperação. Nós e outros relatam a experiência e os resultados do estudo de asfixia neonatal em relação aos efeitos cardiovasculares em 1, 2 pulmonar, neurológica 3, 4...

a swine model of neonatal asphyxia

Anualmente mais de 1 milhão de recém-nascidos morrem no mundo como relacionado à asfixia. Neonatos asfixiados comumente têm falência de múltiplos órgãos, incluindo hipotensão déficit de perfusão, encefalopatia hipóxico-isquêmica, hipertensão pulmonar, enterocolite vasculopathic, insuficiência renal e complicações tromboembólicas. Os modelos animais são desenvolvidos para nos ajudar a entender a fisiopatologia e farmacologia de asfixia neonatal. Em comparação com os roedores e os cordeiros recém-nascido, o leitão recém-nascido foi provado ser um modelo válido. O leitão recém-nascido tem várias vantagens, incluindo desenvolvimento semelhante à de 36-38 semanas feto humano com sistemas do corpo comparáveis, tamanho grande massa (~ 1,5-2 kg no nascimento), que permite a instrumentação e monitoramento do animal e controla as variáveis ​​de confusão de desarranjos hipóxia e hemodinâmica. Nós aqui descrever um protocolo experimental para simular a asfixia neonatal e nos permite examinar a systemic e regionais alterações hemodinâmicas durante o processo asfixiantes e reoxigenação assim como os respectivos efeitos de intervenções. Além disso, o modelo tem a vantagem de se estudar falha de múltiplos órgãos ou disfunção em simultâneo e a interacção com vários sistemas do corpo. O modelo experimental é um procedimento não-sobrevivência que envolve a instrumentação cirúrgica de leitões recém-nascidos (raça dias de idade e 1,5-2,5 kg de peso, 1-3 misto) para permitir o estabelecimento de ventilação mecânica, de acesso (arterial e venoso central) vascular ea colocação de cateteres e sondas de fluxo (Transonic Inc.) para a monitorização contínua da pressão intra-vascular e fluxo de sangue através das artérias diferentes, incluindo principal carótida, pulmonar comum, mesentérica superior e esquerda artérias renais. Usando estes leitões cirurgicamente instrumentados, após estabilização durante 30-60 minutos, tal como definidos pela variação Z &lt;10% nos parâmetros hemodinâmicos e gases sanguíneos normais, iniciar um protocolo experimentalde hipoxemia grave que é induzida através de hipóxia alveolar normocápnica. O porquinho é ventilada com oxigénio de 10-15% por aumento da concentração de gás inalado azoto durante 2 h, com o objectivo de saturações de oxigénio arterial de 30-40%. Este grau de hipoxemia vai produzir asfixia clínica com acidose metabólica grave, hipotensão e choque cardiogênico com hipoperfusão de órgãos vitais. A hipoxia é seguida por reoxigenação com oxigénio a 100% durante 0,5 horas e, em seguida, 21% de oxigénio durante 3,5 h. Intervenções farmacológicas podem ser introduzidas em devido tempo e os seus efeitos investigada em ocultação, moda em blocos ao acaso.

Watch this Scientific Journal Video about A Swine Model of Neonatal Asphyxia at JoVE.com

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Modelos animais de grande porte têm bons valores de translação no exame de fisiologia e farmacologia da asfixia neonatal. Usando leitões recém-nascidos, desenvolvemos um protocolo experimental para simular a asfixia neonatal, que tem as vantagens de estudar a hemodinâmica sistêmica e regional, o transporte de oxigênio com vias bioquímicas e patológicas e correlações.

Um Modelo de Suínos de asfixia neonatal

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

Research

JoVE Journal

Medicine

14.2K visualizações.  University of Alberta. Modelos animais de grande porte têm bons valores de translação no exame de fisiologia e farmacologia da asfixia neonatal. Usando leitões recém-nascidos, desenvolvemos um protocolo experimental para simular a asfixia neonatal, que tem as vantagens de estudar a hemodinâmica sistêmica e regional, o transporte de oxigênio com vias bioquímicas e patológicas e correlações.