Os autores gostariam de agradecer a Charles River Alemanha para fornecer um CD-ratos. Agradecemos também a Robin Schneider e os funcionários do laboratório central de suporte biológico em camundongos de habitação. Pedimos gentilmente agradecer Nicholls Flora para assistência técnica excelente e Kurt Professor Burki generosamente para fornecimento de instalações de pesquisa e recursos.

O experimento animal foi aprovado pelo Serviço Cantonal Veterinário (Zurique, Suíça). Habitação e procedimentos experimentais foram de acordo com a lei suíça Animal Protection e em conformidade com a Directiva Europeia sobre a Protecção dos Animais utilizados para fins científicos (DIRECTIVA 2010/63/EU DO PARLAMENTO EUROPEU E DO CONSELHO de 22 de Setembro de 2010). 1. Considerações pré-operatórias 1,1 Mice: Requisitos de habitação, condições gerais e vigilância da saúde Recomenda-se que os ratos entregues a partir de fornecedores ou transferidos de colônias de roedores externas devem chegar à instalação de alojamento, pelo menos, duas semanas antes da cirurgia. Este período deve permitir aos animais para se adaptar ao novo ambiente e as condições específicas de instalação de habitação. Camundongos, os animais que vivem social, devem ser alojados em grupos compatíveis durante este período de adaptação. Para monitoramento do nível de um indivíduo dealimentos e consumo de água, cada rato é alojados individualmente partir de 3 dias antes da cirurgia até 10 dias após o implante cirúrgico transmissor. A linha do tempo para o estabelecimento de telemetria-transmissor-rolamento ratos é mostrada na Figura 1. É crucial que os animais vêm à cirurgia de boa saúde e condição. Portanto, antes da cirurgia, os animais devem ser monitorados uma vez por dia durante 2-3 dias sobre o estado geral (aparência, postura, comportamento espontâneo), bem como para o peso corporal, consumo de alimentos e água. Estes dados são documentados em um registro médico (condição geral de saúde e monitoramento folha de dados, Tabela 1) para estabelecer níveis basais individuais do estado geral e de saúde geral e bem-estar. Todos os animais que apresentem sintomas de doença ou condição geral comprometida antes da cirurgia devem ser excluídos do experimento. 1,2 clipping cabelo, um dia antes da cirurgia O dia antes da implantação, a fim de raspar a animals para a cirurgia, os ratos são anestesiados rapidamente em uma pequena câmara de Perspex (8x8x8cm), utilizando sevoflurano (8%) ou isoflurano (5%) em oxigênio puro (600 mL / min). Após a perda do reflexo de endireitamento, o mouse é retirado da câmara e os pêlos do pescoço e abdominal anterior é cortado com o animal deitado em decúbito dorsal, anestesia é mantida por cerca de 5 minutos com uma máscara de nariz com 3-4% ou sevoflurano 1,5-3% isoflurano em oxigênio puro a uma vazão de 600 mL / min. Após o corte do cabelo, os animais são permitidos para despertar e depois são trazidos de volta para sua gaiola. 2. Implantação 2,1 Ambiente de funcionamento, a preparação do transmissor de telemetria No dia da implantação, todos os procedimentos relativos à preparação do transmissor e cirurgia são realizados em uma bancada de trabalho com uma capela de fluxo laminar equipada com um microscópio cirúrgico. Condições assépticas são assegurados pela utilização de instrum autoclavadopais e materiais esterilizados e desinfecção da bancada de trabalho 7. Antes da implantação, os transmissores de telemetria (ETA-F10, Data Sciences International, St. Paul, MN, EUA) são os primeiros preparados. Após a remoção do seu pacote estéril, a leva do transmissor são encurtados para um comprimento adequado para o tamanho do mouse para ser implantado. Na maioria dos adultos ratos outbred ou puras, o eletrodo vermelho pode ser reduzido para cerca de 42 mm eo eletrodo branco / incolor a um comprimento de aproximadamente 55 mm. Tubulação de isolamento é removido da peça (sensorial) distal das ligações: cerca de 20 mm de tubulação é removida do eletrodo de vermelho, cerca de 10 mm de tubulação é removida do eletrodo branco / incolor. A parte distal de cada eletrodo (que agora está sem tubulação) é formada em um loop, fixando o final com fio de seda fina (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Alemanha). Depois de preparar os eletrodos, o transmissor é colocado em wasalina estéril rm pronto para ser implantado quando o animal é anestesiado e cirurgicamente preparado. 2,2 Anestesia Em 5-10 minutos antes da indução da anestesia inalatória, uma mistura de midazolam (4 mg / kg) e fentanil (0,04 mg / kg) são pré-medicação administrada por via subcutânea, proporcionando sedação e analgesia preemptiva. Anestesia inalatória geral é induzido pela colocação do animal na câmara de indução e introduzindo o agente anestésico volátil (8% sevoflurano ou 5% de isoflurano em oxigênio puro min ml / 600). Quando o animal apresenta perda do reflexo de endireitamento é transferido para a bancada de trabalho sob a capela de fluxo laminar, e colocado em decúbito dorsal sobre uma placa de metal especialmente concebidos equipado com uma máscara de nariz e tubo do aparelho de anestesia. A anestesia é mantida pela respiração espontânea (3-4% 1,5-3% sevoflurano ou isoflurano em oxigênio puro a uma vazão de 600 mL / min). Durante olho anestesia, o animals são protegidos com pomada (Vitamina A, Baush &amp; Lomb, Steinhausen, Suíça). Enquanto estava deitado na placa de metal que o animal é aquecido pela superfície aquecida em banho-maria (39 ° C + / -1) da bancada de trabalho. 2,3 Cirurgia A pele da região abdominal anterior do pescoço e é desinfetada com álcool 70%. A 1 - incisão de 1,5 cm de comprimento na pele é feita a partir do mais baixo ao longo da linha média do tórax ao abdômen. O chumbo (branco / incolor) negativo é tunnelled subcutânea do tórax para o pescoço, onde uma pequena incisão (≤ 0,5 cm) é feita no sentido longitudinal. A pele e tecidos subjacentes estão preparados para fazer espaço para a fixação da alça de arame do eletrodo. O laço de arame é fixo entre os músculos localizados à direita da traquéia, utilizando duas suturas de seda fina (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Alemanha). A ferida no pescoço é então fechada com suturas absorvíveis (Vicryl 6-0, Ethicon, Norderstedt, Alemanha), em camadas. A parede abdominal é, então, abriu na linha alba e do corpo do transmissor de telemetria é colocado dentro da cavidade abdominal do mouse. O laço de arame do eletrodo (vermelho) positivo é suturada ao apêndice xifóide com fio de seda, de tal maneira que fica entre o fígado eo diafragma na região abdominal superior esquerdo (Figura 2). Então, as camadas musculares da região abdominal são fechadas com suturas absorvíveis (Vicryl 6-0, Ethicon, Norderstedt, Alemanha). Antes de finalmente fechamento da parede abdominal, uma mistura de Sulfadoxin e Trimetoprima [(30 mg / kg e 6 mg / kg, respectivamente; dissolvido em 1 mL de solução salina (0,9%) e em cerca de temperatura corporal (38-39 ° C)] é injetado na cavidade abdominal para fins de profilaxia anti-infecciosa e apoiar a homeostase dos fluidos. Finalmente, a pele da região abdominal é restaurado com grampos (Precise, 3 Cuidados de Saúde M, St. Paul, MN, EUA). 3. Cuidados pós-operatório Após a conclusão da cirurgia e anestesia, 0,1 mg / kg de buprenorfina (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Suíça) e 5 mg / kg de meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Suíça) é administrado por via subcutânea para tratamento da dor, e os animais são deixados na água morna (39 ° C + / -1) superfície da bancada de trabalho para se recuperar por aproximadamente 2h. Juntamente com o alívio da dor (duas vezes por dia: buprenorfina, 0,1 mg / kg e meloxicam 5 mg / kg), terapia de apoio composta por 300 mL de glicose (5%) e 300 mL solução salina (0,9%) aquecida à temperatura corporal, é aplicada por via subcutânea duas vezes por dia durante 4 dias. Para apoiar a recuperação ainda mais, vale a pena fornecer os animais com uma garrafa de água adicional contendo solução de glicose a 15%. Durante o período de recuperação de 10/04 dias, é recomendado que os animais são mantidos quentes. Portanto, no nosso caso, os ratos estão alojados em um gabinete de aquecimento (30 ° C + / - 1). Monitoramento do estado geral e do peso corporal, comobem como o consumo de alimentos e água, é realizada uma vez por dia de acordo com o estado geral de saúde e folha de dados de monitoramento (Tabela 1) durante 10 dias pós-operatório. Endpoints humano, ou seja, o sacrifício de um animal para evitar a dor e sofrimento desnecessários se a progressão de recuperação não é satisfatória, são realizados sob as seguintes condições: <ol class="lroman"><li> Se estiver em mau estado geral, ou seja, o animal é substancialmente apático (sem movimento após ser tocado / empurrada) e sua superfície corpo sente frio apesar do aquecimento, o animal deve ser sacrificado imediatamente. </li><li> Se, no dia 4 após a implantação do transmissor, o animal mostra sinais claros de apatia, é extremamente agressivo ou não mostrar qualquer ingestão de alimentos, que devem ser sacrificados imediatamente. </li><li> No dia 8 após a implantação do transmissor, o animal tem para mostrar um claro aumento no peso corporal em comparação com os anteriores pós-operatório. Além disso, ele tem que consumir em la leste de 80% do consumo de alimentos pré-operatório diariamente. Se uma dessas condições não for atendida, o animal deve ser sacrificado imediatamente. </li></ol> Menos 10 dias após o implante, o animal é transferido de volta para a sala de animais em condições de habitação standard. Camundongos devem ser alojados em grupos compatíveis para permitir a interação social e para evitar os efeitos adversos de longo prazo habitação individual, que pode ter impactos substanciais sobre a leitura de experimentos subseqüentes 8, 9. Ratos deve ter um período de pelo menos 4 semanas após a implantação convalescença transmissor antes do primeiro experimento é conduzido e aquisição de dados começa. 4. De aquisição de dados A coleta de dados é iniciado tocando o animal com um ímã, quando então o transmissor está ligado. Dataquest ART Software (Data Sciences International, St. Paul, MN, EUA) coordena a detecção, recolha, análise e grapresentação aphical (na forma de formas de onda) de sinais de um ou mais animais. O Programa de Aquisição de coleta sinais de dados enviados para o computador dos conversores e receptores através de uma troca de dados Matrix (Data Sciences International). Este programa pode coletar dados para um determinado período de tempo em intervalos regulares ou amostra continuamente e salvar os dados no disco rígido do computador. Como o alcance ea qualidade do sinal emitido depende fortemente da composição do material da gaiola e equipamento circundante (por exemplo, metal, plástico vs), sugere-se que a placa de receptor é colocado o mais próximo possível do animal quanto possível, por exemplo, sob o gaiola dos animais ou acima da área experimental de bancada de laboratório, por exemplo, ou esteira. Recomenda-se que a configuração correta do sistema de transmissão de gravação e os dados sejam verificados por fazer um pequeno exame de medições em tempo real no modo de amostragem contínua. Depois que os dados foram recolhidos e armazenados, eles podem ser enredoted, listados e analisados ​​para uma variedade de diferentes parâmetros usando o programa de análise. Detalhes da configuração do sistema de gravação (por exemplo, definir a amostragem modus), e software de análise (por exemplo, para os parâmetros de variabilidade da frequência cardíaca, PQ intervalo e intervalo QT estabelecida a partir de biopotencial / ECG curvas) podem ser encontradas nos manuais do fabricante. Dicas valiosas para o planejamento biométricos e métodos estatísticos úteis para a aquisição de dados de telemetria e interpretação são publicados em outros lugares 3. 5. Resultados representativos: Um esquema geral do procedimento descrito é mostrado na Figura 1. A posição do transmissor implantado, incluindo a localização dos eletrodos para a obtenção de biopotenciais do coração (um ECG) é mostrado na Figura 2. Exemplos de dados brutos de curto prazo curvas biopotencial (um ECG), e de longo prazo da freqüência cardíaca, temperatura corporal e gravações locomotor atividade do indivíduocamundongos são apresentados na Figura 3 e Figura 4, respectivamente. A Figura 5 apresenta um exemplo dos dados publicados a partir de medições a longo prazo em grupos de camundongos após uma experiência. Vários outros parâmetros podem ser estabelecidos a partir das curvas biopotenciais. Exemplos para a apresentação dos parâmetros da variabilidade da frequência cardíaca 5, intervalo QT e PQ intervalo de 10, 11 são publicados em outros lugares. Tabela 1. Estado geral de saúde e monitoramento folha de dados. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3260/3260ConditionMonitoringDataSheet.doc">Clique aqui para baixar a folha.</a> Este modelo facilita o monitoramento do estado geral de um rato do indivíduo e da saúde. Exame inicial da aparência de um animal, postura e comportamento espontâneo, bem como a determinação do peso corporal e consumo de alimentos e água deve ser estabelecido antes da cirurgia de implantação, uma vez por dia durante 3 dias. Comparação de determinações basais com aqueles obtidospor dia durante 10 dias após a cirurgia serve para avaliar a progressão da recuperação pós-operatória. Além disso, cuidados pós-operatórios e tratamento da dor são bem documentados na forma de um registro médico. Instruções sobre endpoints humanitários são dadas, a fim de facilitar as decisões sobre se um rato deve ser sacrificado para evitar dor e sofrimento desnecessários se o animal não satisfaz os critérios para a rápida recuperação após o implante. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig1.jpg" /> Figura 1. Schedule para o estabelecimento de telemetria-transmissor-rolamento camundongos. Ordem cronológica dos procedimentos relativos à implantação de um transmissor mostrando os pontos de tempo em que um mouse pode ser usado para experiências e aquisição de dados. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig2.jpg" /> Figura 2. Localização Radiografia / esboço mostrando do Telemet implantadotransmissor ry. O corpo do transmissor é colocado na cavidade abdominal. O fio positivo é formado em um laço de arame e fixado ao apêndice xifóide com suturas. O polo negativo é encapsulado por via subcutânea do tórax para o pescoço e fixos como um laço de arame entre os músculos ao lado da traquéia. A radiografia é tirada a partir da publicação dos autores anteriores em animais de laboratório 9. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig3.jpg" /> Figura 3. Curvas biopotencial. Raw impressão de curvas de um ECG de um camundongo consciente e do mesmo animal sob anestesia inalatória com sevoflurano. A freqüência cardíaca é calculado automaticamente pelo sistema de telemetria. A seqüência de 3 segundos gravado sob anestesia indica uma freqüência cardíaca de 440 bpm. A curva registrada no consciente do mouse mostra uma freqüência cardíaca de 660 bpm, que cai dentro da faixa esperada para a frequência cardíaca durante o modotaxa de atividades físicas como grooming ou de comer. A partir de curvas biopotencial / um ECG, os parâmetros de variabilidade da freqüência cardíaca, de IBI, e PQ e intervalos QT pode ser estabelecida com o uso de software do fabricante. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig4.jpg" /> Figura 4. Raw dados de medições a longo prazo em ratos sadios e doentes. Freqüência cardíaca (bpm), temperatura corporal central (° C) e locomotor atividade (contagens) são medidos enquanto os ratos são alojados individualmente em sua gaiola de casa sem qualquer perturbação de procedimentos homem ou experimental. A freqüência cardíaca é registrada por 30 segundos a cada 5 minutos (frequência de amostragem 1000 Hz). Temperatura corporal central é amostrado por 10 segundos a cada 5 minutos. Atividade locomotora é registrado continuamente e armazenados em intervalos de 5 minutos. Pontos de cinco minutos dados são traçados para 6,5 ​​dias. As medições de telemetria são gravados a partir de três ratos com diferentescondições corporais. O rato saudável mostra um ritmo circadiano claro com o aumento normal em valores fisiológicos e comportamento da atividade locomotora durante a fase de (noite) escura. Em contraste, após uma grande cirurgia, a freqüência cardíaca aumenta, particularmente na fase de luz do dia, e atividade locomotora é deprimido. O mouse terceira sofria de crônica tumor ritmo circadiano sua doença da freqüência cardíaca e temperatura corporal central aparece achatada, e atividade locomotora é diminuída. Dados representativos de medidas a freqüência cardíaca (os valores normais e após cirurgia de grande porte) são tomadas a partir publicação dos autores anteriores em Altex 12. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig5.jpg" /> Figura 5. Exemplo de apresentação dos resultados de medições de longo prazo depois de um experimento de telemetria. O valor é retirado de publicação dos autores anteriores em animais de laboratório 1. Como uma experiência exemplar, uma isofl de 50 minutosanestesia urane ou sevoflurano foi realizada. O impacto a longo prazo dos anestésicos sobre a freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora após os animais estavam acordados foi comparado. Usando 16-transmissor implantado ratos, os dados de telemetria foram registrados em oito ratos por anestésico, enquanto os animais foram alojados individualmente e permitiu andar livremente em suas gaiolas de casa. Para análise dos efeitos a longo prazo pós-anestésica, levamos em conta que os valores variam muito, durante um ciclo de 24 h desde os ratos são ativos principalmente à noite. Portanto, as médias dos valores de telemetria para cada animal foram calculados separadamente para a noite (12 h escuro) e dia (12 h de luz) fases. Valores normais de um indivíduo foram estabelecidas por meio do cálculo dos três dias antes da anestesia. Para cada dia após a anestesia, a média da fase de claro e escuro foi comparado com os valores normais do indivíduo, resultando em valores delta. Assim, os valores delta representam o desvio dos valores normais (estabelecida antesà anestesia) no dia correspondente h 12 e período nocturno. Colunas representam a média de oito ratos; barras indicam o desvio padrão. Asteriscos indicam significância de P ≤ 0,05 (one-way análise de variância para comparação das médias dos grupos em cada um dos quatro dias após a anestesia com os valores normais).

<ol>
	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Radiotelemetria é uma poderosa alternativa aos métodos convencionais de medição de parâmetros fisiológicos na pesquisa biomédica. Sistemas de alta qualidade de telemetria consistindo de implantável transmissores, receptores e aquisição de dados e hardware e software de análise estão agora disponíveis no mercado, mesmo para animais tão pequenos como camundongos. Telemetria representa a única técnica atualmente disponível para a coleta de dados a partir desenfreado, movimentando-se livremente ratos. Usando esse método, é agora possível coletar dados de forma contínua e / ou por longos períodos de tempo a partir de animais residentes no seu próprio ambiente familiar, minimizando assim o estresse para os animais e conseqüente artefatos experimental. A forma ea posição dos terminais foi otimizado a fim de obter sinais mesmo durante movimentos rápidos (por exemplo, lutando, correndo, lutando) ou em uma postura ereta 9. Assim, medidas precisas podem ser obtidas durante as experiências, por exemplo, durante o estresse da anestesia, emprodução, enquanto correndo em uma esteira, durante experimentos comportamentais, durante as experiências infecção, e muitas outras situações experimentais. No entanto, a fim de obter dados fiáveis, reprodutíveis e artefato-livre, é crucial para excluir as influências ambientais, e nós chamar a atenção para a importância das condições padronizadas. Recomenda-se que a sala é isolada de ruídos eletrônicos e acústicos, incluindo ultra-som, para que os ratos são particularmente sensíveis. Além disso, sem perturbações, como visitantes ou alheios procedimentos experimentais, deve ser permitida quando a realização de medições. Para evitar a interferência influências (particularmente no caso de medições de gaiola), todos os procedimentos necessários criação deve ser concluída no quarto antes de iniciar cada medição. Além disso, a moradia de ratos, particularmente se os machos são usados ​​em grupos ou individualmente podem ter impacto sobre as medidas e devem ser considerados ao plaexperimentos nning 9. Além disso, os ratos devem ser saudável e livre de patógenos murinos, pois latente ou manifesta infecções, bem como doenças ou problemas de saúde de qualquer outro, pode ter uma influência considerável sobre parâmetros fisiológicos e comportamento da atividade. Assim, os ratos devem se recuperar totalmente após o implante e ser dado tempo suficiente para adaptar-se a influência do transmissor antes de iniciar qualquer experimentos. Coleta de dados por radiotelemetria em ratos requer implantação cirúrgica preliminar do transmissor de telemetria. Esta deve ser realizada somente por pessoal treinado com técnicas cirúrgicas, a fim de minimizar o trauma tecidual e dor subseqüentes e angústia. Para experimentadores segurando básicos ou mesmo avançados (micro-) habilidades cirúrgicas, é recomendada a realização de que os primeiros testes em cadáveres frescos do rato usando implantes de formação (isto é, manequins, fornecido pelo fabricante) para estabelecer os procedimentos e se familiarizar com as especificidades de este tipoda cirurgia. Após esse treinamento, a maioria dos pesquisadores seriam capazes de implantar este tipo de transmissores com sucesso e alcançaria uma proficiência útil após um implante de poucos. Condições assépticas deve ser mantida durante a cirurgia para manter a carga microbiológica eo risco de infecções baixos. No entanto, a esterilidade completa não pode ser fornecida por causa de algumas condições específicas, esterilidade conflitantes em ratos (por exemplo, efeito de resfriamento de corte de cabelo extensa e desinfecção, impraticabilidade de bandagens para proteger as feridas). Assim, profilaxia anti-infecciosa é administrado durante a implantação. Bem adaptados tratamento analgésico e um plano de monitoramento claramente definidos, bem como cuidados pós-operatórios adequados desempenhar um papel crucial no resultado satisfatório do experimento. No geral, o implante cirúrgico de um transmissor de telemetria em camundongos será estressante para o animal. Em particular, se a modificação genética em speclinhas do mouse ific influencia o fenótipo e prejudica a condição dos animais corporais, complicações no período peri-operatório e aumentou as taxas de mortalidade após o implante pode ser um risco. Para evitar sofrimento desnecessário, os indivíduos exibindo recuperação insatisfatório ou convalescença prolongada devem ser liberados a partir da experiência e sacrificado antes de chegar a um estágio moribundo. Para este fim, uma folha de dados (Tabela 1: estado geral de saúde e monitoramento folha de dados) facilitar o acompanhamento sistemático dos sintomas críticos e fornecer conselhos sobre endpoints humana foi estabelecida. Assim, a recuperação está documentado no estilo de um registro médico ou um jornal laboratório, o que torna a realização desta metodologia (ie processo de implantação e recuperação pós-operatória) transparente para as autoridades e órgãos competentes bem-estar animal responsável por experimentação animal (por exemplo, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

O rato de laboratório é a espécie animal de escolha para a maioria das pesquisas biomédicas,, tanto na esfera acadêmica e da indústria farmacêutica. Os ratos são um tamanho gerenciável e relativamente fácil de casa. Esses fatores, juntamente com a disponibilidade de uma riqueza de mutantes espontâneos e induzida experimentalmente, fazer ratos de laboratório ideal para uma ampla variedade de áreas de investigação. Na pesquisa cardiovascular, farmacológicos e toxicológicos, medição precisa dos parâmetros relacionados com o sistema circulatório dos animais de laboratório é muitas vezes necessária. Determinação da freqüência cardíaca, variabilidade da freqüência cardíaca e duração do PQ e intervalos QT são baseadas no eletrocardiograma (ECG) gravações. No entanto, a obtenção de curvas de ECG de confiança, bem como dados fisiológicos, tais como a temperatura corporal em ratos pode ser difícil usar técnicas de medição convencionais, que exigem conexão de sensores e cabos para um contido, amarrado, ou mesmo umanimais estetizada. Os dados obtidos desta forma devem ser interpretadas com cautela, pois é sabido que a contenção e anestesia pode ter uma grande influência sobre parâmetros fisiológicos artifactual 1, 2. Radiotelemetria permite que dados sejam coletados de animais conscientes e sem restrições. Medições podem ser realizadas até mesmo em animais que circulam livremente, e sem a necessidade de o investigador estar na proximidade do animal. Assim, fontes conhecidas de artefatos sejam evitados, e medições precisas e confiáveis ​​são asseguradas. Esta metodologia também reduz a variabilidade interanimal, reduzindo assim o número de animais utilizados, tornando esta tecnologia o método mais humano de monitorar os parâmetros fisiológicos em animais de laboratório 3, 4. Avanços constantes em tecnologia de aquisição de dados e miniaturização implante significa que agora é possível gravar parâmetros fisiológicos e atividade locomotora de forma contínua e em tempo real sobre mais periods tais como horas, dias ou mesmo semanas 3, 5. Aqui, descrevemos uma técnica cirúrgica para implante de um transmissor de telemetria comercialmente disponível utilizada para a medição contínua da temperatura central do corpo, atividade locomotora e biopotencial (ie onelead ECG), a partir do qual a freqüência cardíaca, variabilidade da freqüência cardíaca, e PQ e intervalos QT pode ser estabelecido em freeroaming, camundongos sem restrições. Apresentamos também pré-operatório procedimentos e protocolos para cuidados pós-operatórios intensivos e tratamento da dor, que melhore a recuperação, bem-estar e as taxas de sobrevivência em camundongos implantados 5, 6.

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Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Uma técnica cirúrgica para implante de transmissores de telemetria disponíveis comercialmente utilizado para a medição contínua de biopotencial (um ECG), freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora em ratos movimentando-se livremente é mostrado. Recomendações e protocolos para cuidados pós-operatórios e alívio da dor, melhorar a recuperação, bem estar e taxa de sobrevivência também são apresentados.

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

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40.3K visualizações.  University Hospital Zurich. Uma técnica cirúrgica para implante de transmissores de telemetria disponíveis comercialmente utilizado para a medição contínua de biopotencial (um ECG), freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora em ratos movimentando-se livremente é mostrado. Recomendações e protocolos para cuidados pós-operatórios e alívio da dor, melhorar a recuperação, bem estar e taxa de sobrevivência também são apresentados.