JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Представленный метод создает естественные травоядные поврежденные ткани растений путем применения личинок Manduca sexta к отдельным листьям картофеля. Ткань завода is assayed для выражения 6 homologs фактора транскрипции, включинных в предыдущих реакциях к травоядной насекомой.

Аннотация

Мультитрофический характер исследований экспрессии генов травоядных насекомых требует большого количества биологических репликаций, создавая потребность в более простых, более рационализированных протоколах травоядных. Возмущения жевательных насекомых обычно изучаются в целых растительных системах. Хотя вся эта стратегия организма популярна, нет необходимости, если подобные наблюдения могут быть воспроизведены в одном отдельном листе. Предполагается, что основные элементы, необходимые для трансдукции сигнала, присутствуют в самом листе. В случае ранних событий в трансдукции сигнала, клетки должны только получать сигнал от возмущения и передавать этот сигнал соседним клеткам, которые анализируются на экспрессию генов.

Предлагаемый метод просто меняет сроки отсоединения. В целых экспериментах завода личинки ограничиваются одним листом, который в конечном итоге отделяется от растения и прослеживаются на экспрессию генов. Если порядок иссечения обращен вспять, от последнего в цельных исследованиях растений, до первого в отдельном исследовании, эксперимент по кормлению упрощается.

Solanum tuberosum var. Kennebec распространяется узловой передачи в простой среде культуры тканей и передается в почву для дальнейшего роста при желании. Листья вырезаются из родительского растения и перемещаются в петри блюда, где кормление проводится с личинок этапов M. sexta. Поврежденная ткань листьев анализируется для выражения относительно ранних событий в трансдукции сигнала. Анализ экспрессии гена определил факторы транскрипции Cys2-His2 (C2H2), подтверждающие успех использования отдельных листьев в ранних исследованиях. Метод легче выполнять, чем целые заражения растений и использует меньше места.

Введение

Травоядный набор в движение ряд молекулярных событий, в ходе которых растение может как определить нападение и смонтировать соответствующий ответ для его выживания. Растение получает два основных сигнала от жевательных насекомых; один из физических повреждений тканей, а другой от насекомых конкретных веществ. Повреждение связанных молекулярных моделей (DAMPs) высвобождаются в ответ на повреждение, созданное личинки ротовых рта и вызвать четко определенные реакции раны, что приводит к увеличению гормона жасмоновой кислоты и транскрипции защитных генов1. Одним из самых известных DAMPs является systemin, полипептид, который образуется в результате расщепления большего белка просистемина после того, как лист ранен2,3. Реакция раны жасмониной кислоты дополнительно модулируется травоядными молекулярными паттернами (HAMPs), которые могут быть получены из слюны гусеницы, содержимого кишечника (регургитант) и кала (frass)4. Насекомые используют эти вещества, чтобы либо повысить или уклониться от обороны ответ5. Транскрипционные факторы затем ретранслировать сообщение от гормональныхсигналов в защите ответ через регулирование вниз по течению обороны генов 6,7,8.

Некоторые исследования взаимодействия растительного и насекомого, используемые в лабораторных условиях, имеют смоделированный тип, с целью приближения естественного метода кормления насекомым. Имитация травоядной травы, как правило, достигается путем создания искусственного повреждения тканей растений с различными инструментами, которые имитируют конкретный механизм насекомых рот достаточно, чтобы вызвать выпуск DAMPs и вызвать производство оборонных генов. Другие насекомые конкретных компонентов, таких как устные выделения или регургитант часто добавляются, чтобы повторить вклад от HAMPs9,10,11. Создание определенного размера и типа раны и применение точных количеств ГАМК является одним из преимуществ такого рода исследований и может предложить более воспроизводимые результаты. Естественные исследования травости, где повреждение ткани растений достигается путем применения полевых или лабораторно-воспитанных насекомых, часто являются более сложными, потому что размер раны и hamP суммы регулируются поведением насекомых и добавить изменчивость Данных. Естественные против смоделированных методов и их преимущества и недостатки хорошо обсуждаются в литературе12,13,14.

Для изучения ранних сигнальных событий, таких как транскрипционные факторы, определенный процент листа необходимо потреблять в относительно короткий промежуток времени, поэтому личинки должны начать жевать немедленно и поддерживать потребление, пока лист не заморожен для анализа. M. sexta является ненасытной подачи на нескольких solanaceous растений во многих из его личинок этапов, что делает его идеальным для придавая максимальный ущерб в относительно короткий промежуток времени15. Это удобно при изучении ранних сигнальных событий, так как реакция растения происходит почти сразу после того, как насекомое контактирует с поверхностью листа16,17. Широко используемый метод клетки зажима сдерживания доказывает неуклюже, по мере того как множественные клетки потребовали бы постоянн регулировки в течении эксперимента для того чтобы позволить для удаления или добавления личинок. Листья также должны быть достаточно большими и достаточно сильными, чтобы поддерживать несколько насекомых кормления в то же время. Эти виды картофельных растений требуют большого количества места для наблюдения за кормлением. Larvae часто перемещается в нижней части поверхности листьев, что также делает кормления наблюдений довольно трудно. Использование целых растений для выполнения этих экспериментов является явно громоздким.

В настоящем исследовании используются отдельные листья, изолированные в чашках Петри, а не целые растения, чтобы упорядочить и упростить весь подход к изучению травоядной травы. Применение протокола в данном исследовании ограничивается наблюдением группы факторов транскрипции C2H2, индуцированных в начале картофельных листьев после травоядного повреждения личинками M. sexta.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Следующий протокол предназначен для одного человека, чтобы настроить, сделать наблюдения и собирать образцы. Несколько запусков одной и той же установки могут быть объединены для увеличения биологической репликации. Любые дополнительные повторения эксперимента должны быть созданы в то же время суток, чтобы устранить возможные суточные влияния на экспрессию генов. Протокол предназначен для создания 3 «зараженных» листьев для 5 отдельных точек времени сбора урожая. Совмещенные листья управления для каждого времени указывают на создание в общей сложности 30 образцов. Эксперимент может быть выполнен с различными размерами листьев и личинок этапов, но рекомендуется, чтобы размер листьев, личиночной стадии и время заражения быть последовательным на протяжении всей процедуры.

1. Подготовка картофельных растений

ПРИМЕЧАНИЕ: Все шаги, требующие стерильной техники должны быть выполнены в ткани культуры капюшон18,19.

  1. Подготовка Kennebec plantlets из эксплантного источника.
    1. Подготовьте среду распространения.
      1. Добавьте 4,43 г Мурашиге и Скуга (MS) с витаминным порошком, 20 г сахарозы и 2 г замены агара до 1 л обратного осмоса (RO) очищенной воды в 2 l колбе с спин-баром. Переложить колбу на перемешать тарелку и перемешать. Отрегулируйте рН до 5.8 с помощью NaOH, продолжая перемешивать.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Агар не растворится до тех пор, пока не будет автоматически.
      2. Добавьте 1 мл консерванта/биоцида и автоклава на жидкий цикл в течение 20 мин (121 кС, 101,3 кПа). Удалите среду из автоклава сразу после завершения цикла и охладите его до 50 градусов по Цельсию. Передача 100 мл стерильных и охлажденных сосудов среды к стерильной культуре (например, Magenta или Plantcon) с использованием стерильной техники в капюшоне культуры тканей.
    2. Подготовка эксплантного материала.
      1. Получить эксплантный источник, как Kennebec семян картофеля и удалить все следы почвы путем мытья с помощью крана H2O. Удалить ростки и нарезать 2 см кусочки стерильной скальпеля.
      2. Стерилизовать проростки штук путем замачивания в течение 15 с в 70% этанола, а затем 13 мин в 1:1 отбеливатель (1 часть RO-вода: 1 часть концентрированного гермицидального / коммерческого отбеливателя класса). Промыть 5 раз в стерильных H2O.
      3. Передача эксплантного материала в стерильные сосуды культуры тканей с размножением среды в капюшоне культуры тканей с использованием стерильной техники. Перенесите сосуды в камеру культуры тканей растений и выражайте в течение 2кв20123 недель или до тех пор, пока растения не образуются при 24 градусах По цельсию, 16 ч света (140 мм-2с -1)/8 ч темного фотопериода.
  2. Подготовка узловораспространимых тканей культуры картофельных растений.
    1. Подготовка узловой среды передачи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это позволит сделать 10 сосудов культуры ткани, которые могут быть использованы в тот же день или могут быть сделаны заранее и храниться при 4 кВ до узловой передачи.
      1. Добавьте 36,43 г питательной смеси агара до 1 л очищенной от RO воды в 2 l колбу с спин-баром. Переложить колбу на перемешать тарелку и перемешать. Отрегулируйте рН до 5.8 с помощью KOH, продолжая перемешивать.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Агар не растворится до тех пор, пока не будет автоматически.
      2. Автоклав на жидком цикле в течение 20 мин (121 кС, 101,3 кПа). Удалите среду из автоклава сразу после завершения цикла и охладите его до 50 градусов по Цельсию. Передача 100 мл стерильных охлажденных узлов переноса средних к стерильной культуре сосудов (см. Таблицаматериалов) с использованием стерильной техники в капюшоне культуры тканей.
    2. Приготовьте узловые черенки.
      1. Получить растения Kennebec, выращенные из эксплантного материала (производится в шаге 1.1.2). Плантлеты должны иметь не менее 3-4 узлов (точки ветвей). Удалите листья с помощью стерильных ножниц или скальпеля. Вырезать ветви близко к основному стеблю, оставляя около 2 мм ветви ткани.
      2. Удалите узловые секции из стебля, разрезая примерно на 2 мм выше и ниже каждой точки или узла. Упорядочить узловые черенки в стерильных тканей культуры сосуд, содержащий узловой передачи среды (производится в шаге 1.2.1.2) в той же ориентации, как и в предыдущем сосуде (ветвь указывая вверх).
      3. Перенесите сосуды с узловыми черенками в камеру культуры тканей растений и вырастуте в течение 2 кв20123 недель при 24 градусах по Цельсию, 16 ч свет (140 мм-2с -1)/8 ч темный фотопериод.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Каждая узловая резка вырастет в новый растительный завод. Количество черенков в каждом сосуде определяет размер листа. Меньше черенков, передаваемых на судно, приведет к большим листьям. Три растения на судно будут иметь 15 мм х 20 мм листьев в 2'u20123 недель.
  3. (Необязательно) Подготовка почвы выращивается Кеннебек картофельных растений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для производства больших листьев, узловые размножаемые картофельные растения могут быть перенесены в почву.
    1. Передача картофельных растений, выращенных в узловой среде передачи почвы, осторожно потянув растение из среды, пока все корневой ткани освобождается от агара.
    2. Перенесите в почву чуть выше 1-го узла от корней и слегка упакуйте почву вокруг пересадки. Вода мягко, чтобы обеспечить контакт почвы с корневой системой.
    3. Поместите в камеру роста с 16 ч свет (140 мольм -2s -1)/8 ч темный фотопериод и 25/20 C день / ночь температуры.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Растения готовы, когда два верхних полностью расширенных листьев достигли размера, подходящего для ассеа.
  4. (Необязательно) Приготовьте клубневые картофельные растения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Картофельные растения, выращенные из клубней, крупнее и надежнее и могут быть полезны при выращивании личинок на растениях или при желании ночного кормления личинок.
    1. Поместите картофель клубень 6 глубоко в 10 в горшок, содержащий смесь почвы дополняется 10 мл гранулы медленного удобрения релиза.
    2. Поместите в камеру роста с 16 ч свет (140 мольм -2s -1)/8 ч темный фотопериод и 25/20 C день / ночь температура. Растения готовы примерно 30-й u201240 дней от посадки клубня.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте растения, которые начали цвести.

2. Подготовка насекомых для кормления

  1. Получить желаемую личиночное место M. sexta.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Larvae для этого исследования были воспитаны на искусственной диете через 5 instar20 и поставил опытный человек из внутренних насекомых. Larvae также может быть выращена частично или полностью на растительной ткани. Larvae не едят сразу перед линькой и, скорее всего, есть сразу после линьки, поэтому соответствующая постановка имеет важное значение21.
  2. Передача личинок в соответствующий сосуд сдерживания (например, 6-, 12-, 24-ну хорошо ткани культуры блюдо) в зависимости от размера личинки. В блюде должна быть одна личинка на хорошо.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Larvae может отображать территориальное или людоедское поведение без источника пищи и может получить травму, если размещены вместе.
  3. (Необязательно) Голодали личинки до 2 ч, как это может улучшить личиночное кормление.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Larvae должны быть в сосуде сдерживания, хранящемся в камере роста в течение этого времени.

3. Установка компонентов для эксперимента по заражению

ПРИМЕЧАНИЕ: Смотрите схематическое резюме на рисунке 1.

  1. Сделайте шаблоны размещения для каждого момента сбора урожая.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Полезно настроить 5 различных лотков для каждого момента сбора урожая. Это держит образцы организованы и позволяет блюда, которые будут перемещены вокруг более эффективно, как набор без изменения их расположения. Если будут выполнены расчеты в процентах от ущерба, это необходимо, так как изображения до и после заражения должны быть захвачены в той же фокусной длине.
    1. Получить 5 крепких лотки способны держать набор из шести соответствующих размеров Петри блюда и линии с белой бумагой.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Размер чашки Петри основан на размере листа, выбранном для кормления. Лист должен легко поместиться в блюдо, не касаясь сторон. Например, блюдо 60 мм х 15 мм подходит для листьев длиной до 50 мм в длину или ширину.
    2. Проследите набор из шести кругов, используя соответствующее размер ы Петри блюдо на бумаге в каждом лотке. Этикетка один набор кругов "контроль" A, B и C, а другой "зараженных" A, B и C. Также наметьте каждый шаблон размещения соответствующим временем сбора урожая.
  2. (Необязательно) Настройка камеры для захвата изображения «до заражения» и «после заражения».
    1. Закрепите камеру на стенде в соответствующем фокусном длине для захвата всех блюд Петри в шаблоне размещения.
  3. Этикетка время сбора урожая точки трубки.
    1. Наметьте набор из 30, 1,7 мл микроцентрифуговых труб, соответствующих каждому кругу в шаблоне размещения. Этикетка труб, чтобы надлежащим образом определить возмущение (контроль / зараженных), письмо репликации растений (A, B или C) и время сбора урожая (количество минут после периода заражения).
  4. Приготовьте блюда Петри, выбранные в шаге 3.1.1.
    1. Поместите стерильный фильтровальный бумажный диск в каждой из 30 блюд Петри со ступени 3.1.1. Добавить стерильную воду, чтобы смочить диски; не допускайте, чтобы избыток воды вбассейневаться в блюдо. Поместите каждое блюдо в каждом из шести кругов в каждом шаблоне размещения.
    2. Позиция три картофельных растений рядом с каждым шаблоном размещения. Убедитесь, что растения одинакового возраста и относительного размера.

4. Выполнение заражения

ПРИМЕЧАНИЕ: Один шаблон времени сбора урожая/размещения устанавливается одновременно.

  1. Удалите два верхних по размеру листа с каждого растения стерильными ножницами и поместите один лист в тарелку Петри и один в зараженное блюдо Петри для каждого растения (A, B и C). Провести этот процесс как можно быстрее.
  2. (Необязательно) Перенесите шаблон размещения на стенд камеры, чтобы запечатлеть изображение «до заражения».
  3. Передача личинок к каждому зараженного блюда с помощью мягких щипц высоцы как можно быстрее. Установите таймер для желаемого времени заражения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Период времени, когда личинки потребляют ткани листьев является "время заражения". Это то, что может быть определено эмпирически с помощью нескольких тестовых листьев / личинок до начала фактического заражения. Выбранное «время заражения» должно быть последовательным для всех зараженных листьев.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Larvae должны быть обработаны с осторожностью мягкими щипками касания. Со 2-го по 4-й instar может быть схвачен мягко их рога или живота.
  4. Наблюдайте подавать для того чтобы убеждаться что все личинки едят. Larvae должны быть добавлены / удалены на основе кормления поведения. Держите крышки на блюдах Петри как можно больше.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Несколько личинок могут быть использованы на лист.
  5. Удалить личинки из листьев в конце времени заражения. Запустите таймер для сбора урожая.
  6. (Необязательно) Перенесите шаблон размещения на стенд камеры, чтобы запечатлеть изображение «после заражения».
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все шесть листьев в шаблоне размещения собирают в определенное время сбора урожая.

5. Листья для сбора урожая

  1. Перенесите каждый лист в соответствующую помеченную трубку в конце каждого моментасбора урожая и немедленно заморозьте, опустив трубку в жидкость N 2. Храните собранную ткань растений при -80 градусах Цельсия до изоляции РНК.
  2. Повторите шаги 4'u20125.1 для каждого момента сбора урожая.

6. Обработка ткани листьев для анализа экспрессии генов

  1. Измельчить замороженные ткани листьев в порошок с микропестом.
  2. Изолировать общую РНК и процесс экспрессии генов, как ранее описано22.

7. (Необязательно) Оценка повреждения листьев

  1. Визуально оценить процент повреждения листьев или рассчитать площадь листа в до и после заражения изображений.
  2. Измерьте область листа с программными средствами (например, Фенофит)23.
  3. Из измерений области листа вычислить процент ущерба как
    % повреждения , (лист области до - лист области после) / лист области до » х 100.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Потребление листьев определяет успех протокола. Здоровые, точно постановочные личинки должны начать подавать сразу после размещения на поверхности листа и кормления должны продолжаться в довольно последовательной манере на протяжении всего времени заражения. В

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Использование существующих целых методов травоядной травы растений не нужно для достижения цели данного конкретного исследования (т.е. экран набор генов-кандидатов для их реакции на заражение). Очевидным преимуществом обособленного уточнения листьев является сокращение времени, нео?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Боба Фаррара и Алексиса Парка за предоставление насекомых, используемых в этом исследовании, и за их опыт в личиночной постановке. Дополнительная благодарность Майклу Блэкберну и Сайкат Гош за критический обзор рукописи.

Упоминание торговых наименований или коммерческих продуктов в данной публикации предназначено исключительно для предоставления конкретной информации и не подразумевает рекомендации или одобрения Со стороны Министерства сельского хозяйства США.

Министерство сельского хозяйства США является поставщиком равных возможностей и работодателем.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
agar substitutePhytoTechnology LaboratoriesG3251product is Gelzan
containment vessel (6,12 or 24 well dish)Fisher Scientific 08-772-49, 08-772-50, 08-72-51many other companies sell these products
manduca eggs Carolina Biological Supply Company14388030-50 eggs
manduca eggs Great Lakes HornwormNA50, 100, 250 or 500 eggs
manduca larvaeCarolina Biological Supply Companycall for specific larval instar requestsany instar
manduca larvaeGreat Lakes Hornwormcall for specific larval instar requestsany instar
microcentrifuge tubes, 1.7 ml Thomas Scientific1158R22these have been tested in liquid N2 and will not explode
Murashige & Skoog (MS) Basal Medium w/VitaminsPhytoTechnology LaboratoriesM519used to make propagation medium
nutrient agar mixPhytoTechnology LaboratoriesM5825product is Murashige & Skoog Basal Medium with vitamins, sucrose, and Gelzan
paper filter discsFisher Scientific 09-805AWhatman circles-purchase to fit in petri dish
petri dish, 60X15 mm or 100X15 mmFisher Scientific FB0875713A or FB0875712purchase size appropriate for leaf size
potato tubers anyB size (not organic)suggest Maine Farmer’s Exchange
pots, 10" Griffin Greenhouse Supplies, Inc.41PT1000CN2
preservative/biocidePlant Cell TechnologyNAproduct is PPM (Plant Preservative Mixture)
seed potatoes for explant sourceanyB size (not organic)suggest Maine Farmer’s Exchange
slow release fertilizer (14-14-14 )anyNAOsmocote is a popular brand name
soft touch forcepsBioQuip4750
soil mixGriffin Greenhouse Supplies, Inc.65-51121product is Sunshine LC1 mix
sterile culture vessel PhytoTechnology LaboratoriesC2100Magenta-type vessel, PTL-100
sterile culture vessel Fisher Scientific ICN2672206product is MP Biomedicals Plantcon

Ссылки

  1. Choi, H. W., Klessig, D. F. DAMPs, MAMPs, and NAMPS in plant innate immunity. BMC Plant Biology. 16, 1-10 (2016).
  2. Pearce, G., Strydom, D., Johnson, S., Ryan, C. A. A polypeptide from tomato leaves induces wound-inducible proteinase inhibitor proteins. Science. 253, 895-897 (1991).
  3. Savatin, D. V., Gramegna, G., Modesti, V., Cervone, F. Wounding in the plant tissue: the defense of a dangerous passage. Frontiers in Plant Science. 470 (5), 1-11 (2014).
  4. Basu, S., Varsanit, S., Louis, J. Altering Plant Defenses: Herbivore-Associated Molecular Patterns and Effector Arsenal of Chewing Herbivores. Molecular Plant-Microbe Interactions. 31, 13-21 (2018).
  5. Chung, S. H., et al. Herbivore exploits orally secreted bacteria to suppress plant defenses. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 110, 15728-15733 (2013).
  6. Chen, M. -S. Inducible direct plant defense against insect herbivores: A review. Insect Science. 15, 101-114 (2008).
  7. Howe, G. A., Major, I. T., Koo, A. J. Modularity in jasmonate signaling for multistress resilience. Annual Review of Plant Biology. 69, 387-415 (2018).
  8. War, A. R., et al. Plant defence against herbivory and insect adaptations. AoB PLANTS. 10 (4), 1-19 (2018).
  9. McCloud, E. S., Baldwin, I. T. Herbivory and caterpillar regurgitants amplify the wound-induced increases in jasmonic acid but not nicotine in Nicotiana sylvestris. Planta. 203, 430-435 (1997).
  10. Schittko, U., Hermsmeier, D., Baldwin, I. T. Molecular interactions between the specialist herbivore Manduca sexta (Lepidoptera, Sphingidae) and its natural host Nicotiana attenuate: II. Accumulation of plant mRNAs responding to insect-derived cues. Plant Physiology. , 701-710 (2001).
  11. Halitschke, R., Schittko, U., Pohnert, G., Boland, W., Baldwin, I. T. Molecular interactions between the specialist herbivore Manduca sexta (Lepidoptera, Sphingidae) and its natural host Nicotiana attenuate. III. Fatty acid-amino acid conjugates in herbivore oral secretions are necessary and sufficient for herbivore-specific plant responses. Plant Physiology. 125, 711-717 (2001).
  12. Lortzing, T., et al. Transcriptomic responses of Solanum dulcamara to natural and simulated herbivory. Molecular Ecology Resources. 17, 1-16 (2017).
  13. Hjältén, J. Simulating herbivory: problems and possibilities. Ecological Studies. 173, 243-255 (2004).
  14. Lehtilä, K., Boalt, E. The use and usefulness of artificial herbivory in plant-herbivore studies. Ecological Studies. 173, 257-275 (2004).
  15. Schittko, U., Preston, C. A., Baldwin, I. T. Eating the evidence? Manduca sexta larvae can not disrupt specific jasmonate induction in Nicotiana attenuata by rapid consumption. Planta. 210, 343-346 (2000).
  16. Zebelo, S. A., Maffei, M. E. Role of early signalling events in plant-insect interactions. Journal of Experimental Botany. 66, 435-448 (2015).
  17. Maffei, M. E., Mithofer, A., Boland, W. Before gene expression: early events in plant-insect interaction. Trends in Plant Science. 12, 310-316 (2007).
  18. Goodwin, P. B., Adisarwanto, T. Propagation of potato by shoot tip culture in Petri dishes. Potato Research. 23, 445-448 (1980).
  19. Goodwin, P. B. Rapid propagation of potato by single node cuttings. Field Crops Research. 4, 165-173 (1981).
  20. Martin, P. A. W., Blackburn, M. B. Using combinatorics to screen Bacillus thuringiensis isolates for toxicity against Manduca sexta and Plutella xylostella. Biological Control. 42, 226-232 (2007).
  21. Bell, R. A., Joachim, F. G. Techniques for rearing laboratory colonies of tobacco hornworms and pink bollworms. Annals of the Entomological Society of America. 69 (2), 365-373 (1976).
  22. Lawrence, S. D., Novak, N. G. The remarkable plethora of infestation-responsive Q-type C2H2 transcription factors in potato. BMC Research Notes. 11, 1-7 (2018).
  23. Green, J. M., et al. PhenoPhyte: a flexible affordable method to quantify 2D phenotypes from imagery. Plant Methods. 8 (45), 1-12 (2012).
  24. Lawrence, S. D., Novak, N. G., Jones, R. W., Farrar, R. R. Jr, Blackburn, M. B. Herbivory responsive C2H2 zinc finger transcription factor protein StZFP2 from potato. Plant Physiology and Biochemistry. 80, 226-233 (2014).
  25. Korth, K. L., Dixon, R. A. Evidence for chewing insect-specific molecular events distinct from a general wound response in leaves. Plant Physiology. 115, 1299-1305 (1997).
  26. Browne, R. A., Cooke, B. M. Development and evaluation of an in vitro detached leaf assay for pre-screening resistance to Fusarium head blight in wheat. European Journal of Plant Pathology. 110, 91-102 (2004).
  27. Browne, R. A., et al. Evaluation of components of fusarium head blight resistance in soft red winter wheat germ plasm using a detached leaf assay. Plant Disease. 89, 404-411 (2005).
  28. Michel, A. P., Rouf Mian, M. A., Davila-Olivas, N. H., Canas, L. A. Detached leaf and whole plant assays for soybean aphid resistance: differential responses among resistance sources and biotypes. Journal of Economic Entomology. 103, 949-957 (2010).
  29. Sharma, H. C., Pampapathy, G., Dhillon, M. K., Ridsdill-Smith, J. T. Detached leaf assay to screen for host plant resistance to Helicoverpa armigera. Journal of Economic Entomology. 98, 568-576 (2005).
  30. Vivianne, G. A. A., et al. A laboratory assay for Phytophthora infestans resistance in various Solanum species reflects the field situation. European Journal of Plant Pathology. 105, 241-250 (1999).
  31. Kamoun, S., et al. A gene encoding a protein elicitor of Phytophthora infestans is down-regulated during infection of potato. Molecular Plant-Microbe Interactions. 10, 13-20 (1997).
  32. Nowakowska, M., Nowicki, M., Kłosińska, U., Maciorowski, R., Kozik, E. U. Appraisal of artificial screening techniques of tomato to accurately reflect field performance of the Late Blight resistance. Plos One. 9, e109328(2014).
  33. Arimura, G., et al. Herbivory-induced volatiles elicit defence genes in lima bean leaves. Nature. 406, 512-515 (2000).
  34. Erb, M. Volatiles as inducers and suppressors of plant defense and immunity-origins, specificity, perception and signaling. Current Opinion in Plant Biology. 44, 117-121 (2018).
  35. Hasegawa, S., et al. Gene expression analysis of wounding-induced root-to-shoot communication in Arabidopsis thaliana. Plant, Cell and Environment. 34, 705-716 (2011).
  36. Ryan, C. A., Moura, D. S. Systemic wound signaling in plants: A new perception. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 99, 6519-6520 (2002).
  37. Hilleary, R., Gilroy, S. Systemic signaling in response to wounding and pathogens. Current Opinion in Plant Biology. 43, 57-62 (2018).
  38. Carolina Biological Supply Company. Hornworms. , Available from: https://www.carolina.com/hornworm/hornworms/FAM_143880.pr (2018).
  39. Great Lakes Hornworm. Products. , Available from: https://www.greatlakeshornworm.com/products/ (2018).
  40. The Board of regents of the University of Wisconsin System. Manduca. , Available from: http://labs.russell.wisc.edu/manduca/lifecycle/ (2018).
  41. Raising Manduca sexta. , Available from: https://acad.carleton.edu/curricular/Biol/resources/rlink/description2.html (2018).
  42. Berkley, C. Teach life cycles with the tobacco hornworm. , Available from: https://www.carolina.com/teacher-resources/Interactive/teach-life-cycles-with-the-tobacco-hornworm/tr30179.tr (2018).
  43. Chung, S. H., et al. Host plant species determines symbiotic bacterial community mediating suppression of plant defenses. Scientific Reports. 7, 1-13 (2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

147Manduca sextaSolanum tuberosum var KennebecC2H2

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены