JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

3D многоцветная ДНК FISH представляет собой инструмент для визуализации нескольких геномных локусов в 3D сохранившихся ядрах, однозначно определяя их взаимные взаимодействия и локализацию в ядерном пространстве на уровне одной клетки. Здесь описывается протокол шаг за шагом для широкого спектра первичных клеток человека.

Аннотация

Важным вопросом в клеточной биологии является геномная организация в ядерном пространстве и то, как архитектура хроматина может влиять на такие процессы, как экспрессия генов, клеточная идентичность и дифференциация. Многие подходы, разработанные для изучения 3D-архитектуры генома, можно разделить на две взаимодополняющие категории: технологии захвата хромосомы (C-технологии) и визуализации. В то время как первый основан на захвате хромосомы конформации и проксимальных взаимодействий ДНК в популяции фиксированных клеток, последний, основанный на флуоресценции ДНК на месте гибридизации (FISH) на 3D-сохраненных ядер, позволяет современную визуализацию несколько локусов на уровне одной клетки (многоцветный), изучая их взаимодействия и распределение внутри ядра (3D многоцветная ДНК FISH). Техника 3D многоцветной ДНК FISH имеет ограничение визуализации лишь нескольких предопределенных локусов, не позволяя всесторонний анализ ядерной архитектуры. Однако, учитывая надежность его результатов, 3D многоцветная ДНК FISH в сочетании с 3D-микроскопией и реконструкцией изображения является возможным методом проверки результатов на основе C-технологий и однозначного изучения положения и организации конкретных локусов на уровне одной ячейки. Здесь мы предлагаем шаг за шагом метод 3D многоцветной ДНК FISH подходит для широкого спектра основных клеток человека и обсуждаем все практические действия, важные шаги, понятия 3D-изображения и анализа данных, необходимых для получения успешного и информативного 3D многоцветного ДНК FISH в различных биологических контекстах.

Введение

Высшие эукариоты должны систематически конденсировать и уплотнять огромное количество генетической информации в минуту 3D пространство ядра1,2,3,4. Сегодня мы знаем, что геном пространственно упорядочен в отсеках и топологически связанных областях5 и что несколько уровней сворачивания ДНК генерируют контакты между различными геномными регионами, которые могут включать образование хроматиновых циклов6,7. 3D динамическая петля хроматина может влиять на многие различные биологические процессы, такие как транскрипция8,9,дифференциация и развитие10,11,репарация ДНК12,13, в то время как его возмущения участвуют в различных заболеваниях14,15,16 и дефекты развития15,17,18.

Для изучения организации 3D генома было разработано множество подходов. Хромосомы конформации захвата на основе технологий (C-технологии, 3C, 4C, 5C, Hi-C и производных) были разработаны для изучения организации генома в фиксированных клетках3,4,19,20. Такие подходы основаны на способности захватывать контактные частоты между геномными локусами в физической близости. C-технологии, в зависимости от их сложности, ловят глобальную организацию 3D генома и ядерную топологию популяции клеток3,4,19,20. Тем не менее, 3D взаимодействия являются динамическими во времени и пространстве, весьма изменчивы между отдельными клетками, состоящими из мультиплексных взаимодействий, и широко неоднородны21,22.

3D многоцветная флуоресценция ДНК на месте гибридизации (FISH) является методом, который позволяет визуализации конкретных геномных локусов на уровне одной клетки, что позволяет прямое исследование 3D ядерной архитектуры в дополнение к C-технологий. Он представляет собой технологию, используемую в настоящее время для однозначной проверки C-результатов. 3D многоцветная ДНК FISH использует флуоресцентно маркированные зонды, дополняющие геномные локусовы интересов. Использование различных фторофоров и подходящего микроскопионного оборудования позволяет современную визуализацию нескольких целей в ядерном пространстве23,24. В последние годы FISH был объединен с технологическими достижениями в микроскопии, чтобы получить визуализацию мелкомасштабных структур с высоким разрешением25,26 или с CRISPR-Cas подходы для визуализации нуклеиновых кислот в живой визуализации27,28. Несмотря на широкое внедрение, 3D многоцветный подход DNA FISH по-прежнему считается сложным во многих лабораториях, поскольку используемый биологический материал должен быть адаптирован.

Здесь мы предоставляем всеобъемлющий протокол для 3D многоцветной ДНК FISH (от подготовки клеток/зонда до анализа данных), применимый к широкому кругу первичных клеток человека, что позволяет визуализировать несколько геномных локусов и сохранять 3D-структуру ядер. Для изучения ядерной архитектуры необходимо сохранить трехдернскую структуру ядер. По этой причине, в отличие от других существующих протоколов29,30,31, мы избегаем использования градиента алкоголя и хранения крышки в спирте, которые могут повлиять на структуру хроматина32. Метод адаптирован из сохранившихся 3D-протоколов ДНК FISH24,33, которые будут применяться к широкому кругу первичных клеток человека, как изолированных ex vivo, так и культивируемых in vitro. Существуют параметры пермяки и депротеинации для различных ядерных морфологии и цитологических характеристик (например, разной степени ядерного уплотнения, цитоскелет изобилие)34. Эти параметры часто обычно описаны в других протоколах24,33, без предоставления четкой дискриминации процедуры в различных типах клеток. Кроме того, мы разработали специальный инструмент под названием NuCL'D (ядерный локатор контактов в 3D)16, обеспечивая принципы анализа данных, которые улучшат 3D близость между различными локусами и их ядерное топологическое распределение в ядерном пространстве в автоматизированном режиме.

протокол

1. Подготовка зонда дна и процедуры маркировки с переводом nick

  1. Очистите и очистите и очистите бактериальные искусственные хромосомы (BACs), плазмиды или продукты ПЦР с конкретными комплектами(Таблица материалов),resuspend в ddH2O, проверить электрофорусна на гель агарозы и количественно.
  2. Выполните ник перевод на 1,5 х 2 мкг ДНК от шага 1,1 в окончательном объеме 50 qL путем смешивания всех реагентов в 0,5 мл низкой связывающей ДНК трубки в соответствии с таблицей 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Непосредственно помеченные зонды могут улучшить соотношение сигнала к шуму. Наборы для производства косвенно и непосредственно помечены зонды с различными Alexa фторхромы на ник перевод коммерчески доступны.
  3. Инкубация смеси перевода ник в термальных смесителя на 16 градусов по Цельсию в течение некоторого времени в зависимости от длины исходного материала ДНК: 45 мин для продуктов ПЦР (бассейн ПЦР продуктов по 2000 bp каждый) и до 4 ч для BAC ДНК и плазмидов.
  4. Проверьте размер зондов, производимых в шаге 1.3 электрофорасисом на 2,2% агарозного геля.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оптимальный размер зонда составляет 200 bp(рисунок 1A).
    1. Если ДНК не усваивается достаточно, добавьте 5 U ПОЛимеразы ДНК I и 0,05 U DNase I к реакции и инкубировать в течение 1 х 2 ч при 16 градусах Цельсия, а затем перепроверить. Остановите реакцию с 0,5 мМ EDTA (окончательная концентрация). Храните зонды при -20 градусах По Цельсию.
  5. Для каждого эксперимента ДНК FISH, осадок следующие количества зондов в зависимости от исходного материала ДНК, из которого производятся зонды: 200 нг из ник переведены ПЦР продуктов, 100 нг от ник переведены BACs, или 300 нг от ник переведен плазмида. Добавьте ddH2O до 150 КЛ, 20 мкг немаркированной ДНК спермы лосося, 3,5 мкг специфической ДНК Cot-1, 3 тома 100% EtOH и 1/10 объем 3 M ацетата натрия рН 5,2. Осадок при -80 градусах по Цельсию на 1 ч.
  6. Центрифуга на максимальной скорости в течение 1 ч при 4 градусах По Цельсию и отбрасывайте супернатант. Вымойте гранулы дважды с 70% EtOH.
  7. Приостановите гранулы в 2 qL 100% formamide pH 7.0, встряхните при 40 градусах По Цельсия в течение 30 мин (может занять до нескольких часов), а затем добавьте равный объем 4x солен-натриевого цитрата (SSC)/20% dextran сульфата.
    1. Подготовка 20x SSC путем смешивания 175,3 г NaCl и 88,2 г цитрата натрия в окончательном объеме 1 L H2O. Autoclave, фильтр и подготовить aliquots.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для многоцветной ДНК FISH, различные зонды могут быть осаждены вместе, за исключением зондов, которые могут anneal друг с другом. В этих конкретных случаях относитесь к ним отдельно, осаждаети и resuspend зонды, разделяющие реагенты, упомянутые в шагах 1.5-1.7 по отношению к количеству зондов. Бассейн зондов только после повторного в formamide. Если используются стеклянные крышки размером более 10 мм или менее 10 мм, масштабируйте/вниз объем реагентов, используемых в шагах 1,5–1,7 пропорционально размеру слайда. Зонды гибридизации могут храниться при -20 градусов в течение длительного периода времени (до двух месяцев).

2. Фиксация клеток, предварительное лечение и пермяки

ПРИМЕЧАНИЕ: Пермябилизация и депротеинаизации проходы являются ключевыми шагами. Время реакции и концентрации реагентов сильно зависит от типа клеток, изобилия цитоплазмы и ядерной морфологии.

  1. Клеточная фиксация, предварительное лечение и пермяки для первичных Т-лимфоцитов человека
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол подходит для небольших клеток, с небольшими ядрами и низким количеством цитоплазмы.
    1. Используйте стеклянные крышки (10 мм, толщина No 1,5Н).
    2. Вымойте стекло с ddH2O, затем с 70% EtOH и дайте им высохнуть. Используйте по одному стакану для каждого колодца из 24-колодца пластины.
    3. Добавить 200 л 0,1% поли-L-лизин (w/v)(Таблица материалов)непосредственно на стекле, чтобы сформировать каплю. Обратите внимание, как капля должна оставаться на стеклянной поверхности, не касаясь колодца в течение 2'5 мин. Оставьте падение тщательно, и дайте стеклу высохнуть в течение 30 мин.
    4. Выполните шаг 2.1.3 в два раза больше.
    5. Положите 200 зл подвесных клеток (2 х 106/мл, PBS подвеска ex vivo первичных Т лимфоцитов) непосредственно на стекло, позволяют клеткам семян при комнатной температуре (RT) в течение 30 минут.
    6. Быстро удалите падение. Добавить свежеприготовленный 4% PFA (подготовлен в PBS/0,1% TWEEN 20, рН 7,0, отфильтрованный) в течение 10 мин и исправить семенами клеток на RT.
    7. Вымойте три раза в течение 5 минут каждый с 0,05% Triton X-100/PBS (TPBS) на RT. Permeabilize с 0,5% TPBS в течение 10 минут на RT.
    8. Выполните rNase лечения, добавив 2,5 злицита RNase коктейль(Таблица материалов) в 250 Л ПБС / хорошо в 24-хорошо пластины для 1 ч при 37 градусов по Цельсию.
    9. Промыть в PBS, добавить 20% глицерола / PBS, и инкубировать ночь (ON) при 4 градусах Цельсия.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может варьироваться от 1 ч до ON. Слайды могут храниться в 20% глицерола/PBS при 4 градусах Цельсия до 7 дней.
    10. Заморозить на сухом льду (15-30 с), постепенно оттепель на РТ, и замочить в 20% глицерола / PBS. Повторите шаг 2.1.9 еще три раза.
    11. Вымойте в 0,5% TPBS в течение 5 мин на RT. Мыть еврейв в 0,05% TPBS, дважды в течение 5 мин на RT. Инкубировать в 0,1 N HCl в течение 12 минут на RT. Промыть в 2x SSC.
    12. Инкубировать в 50% formamide pH 7.0/2x SSC ON на RT.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Время инкубации может быть оптимизировано и в конечном итоге сокращено. Слайды могут храниться в 50% formamide/2x SSC в течение нескольких дней.
  2. Фиксация клеток, предварительное лечение и пермяки для первичных миобластов человека
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол подходит для больших клеток, с большим количеством цитоплазмы.
    1. Выращивайте первичные миобласти человека непосредственно на крышках в 24-колодцах в среде роста (модифицированная среда Eagle DmeM), 20% сыворотки крупного рогатого скота плода (FBS), 25 нг/мл фибробластный фактор роста (FGF), 10 нг/мл эпидермального фактора роста (EGF), 10 мкг/мл человеческого инсулина, 1x глутамин, 1x пенициллин/ стрептомицин) не менее 24 ч (до 50-70% от слияния).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для облегчения слипания, желатин или коллаген или поли-L-лизин может быть использован для покрытия coverslip до посева.
    2. Промыть клетки в 2х3 изменения PBS. Добавить свежеприготовленные 4% PFA и исправить клетки в течение 10 минут на RT.
    3. Вымойте три раза в течение 3 мин каждый в 0,01% TPBS на RT. Пермяки в 0,5% TPBS в течение 10 минут на RT.
    4. Выполните rNase лечения, добавив 2,5 злицита RNase коктейль(Таблица материалов) в 250 Л ПБС / хорошо в 24-хорошо пластины для 1 ч при 37 градусов по Цельсию.
    5. Промыть в PBS, добавить 20% глицерола / PBS, и инкубировать ON на RT.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может варьироваться от 1 ч до ON. Слайды могут храниться в 20% глицерола/PBS при 4 градусах Цельсия до 7 дней.
    6. Заморозить на сухом льду (15-30 с), постепенно оттепель на РТ, и замочить в 20% глицерола / PBS. Повторите этот шаг три раза.
    7. Вымойте три раза в течение 10 минут каждый в PBS. Инкубировать в 0,1 N HCl в течение 5 мин на RT. Промыть в 2x SSC.
    8. Инкубировать в 50% formamide pH 7.0/2x SSC ON на RT.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Время инкубации может быть оптимизировано и в конечном итоге сокращено. Слайды могут храниться в 50% formamide/2x SSC в течение нескольких дней.
    9. Уравновешивать слайды (сохраняется в 50% formamide/2x SSC) в 2x SSC в течение 2 мин. Затем уравновешивать в PBS в течение 3 мин.
    10. Лечить с 0,01 N HCl/0.0025% пепсина от нескольких секунд до 5 мин, в зависимости от типа клетки. Во время этого шага наблюдайте за клетками под оптическим микроскопом и останавливайте реакцию (шаг 2.2.11), как только ядра освобождаются от цитоплазмы, сохраняя при этом их структуру нетронутой (например, нуклеоли все еще видны и нетронутыми).
    11. Инактивируйте пепсина, смыв дважды по 5 мин каждый в 50 мМ MgCl2/PBS.
    12. Пост-фикс в 1% PFA/PBS в течение 1 мин. Вымойте в течение 5 мин в PBS. Вымойте дважды в течение 5 минут каждый в 2x SSC, а затем добавить 50% formamide/2x SSC, по крайней мере 30 мин.

3. 3D многоцветная гибридизация ДНК FISH

  1. Денатурировать зонды при 80 градусах по Цельсию в течение 5 минут, а затем быстро положить на лед.
  2. Загрузите зонды гибридизации на чистый слайд микроскопа. Включите крышку с клетками вверх дном на падение гибридизации зондов.
  3. Запечатайте крышку резиновым цементом. Пусть резиновый цемент полностью высохнет. Затем поместите горки на нагревательный блок и денатурируйте при 75 градусах по Цельсию в течение 4 мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сроки денатурации и температура денатурации могут быть увеличены, до 80 градусов по Цельсию.
  4. Гибридизуйся при 37-c ON в металлической коробке, плавающей в водяной бане.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для улучшения соотношения сигнала к шуму температура гибридизации может подняться до 42 градусов по Цельсию.
  5. Очистите от резинового цемента, погрузите горки в 2x SCC, снимите стеклянную крышку и перенесите его в 2x SSC в 6-хорошую пластину.
  6. Вымойте в 2x SSC три раза в течение 5 минут каждый при 37 градусах По Цельсию, встряхивая при 90 об/мин в инкубаторе шейкера. Вымойте в 0,1x SSC три раза в течение 5 минут каждый при 60 градусах Цельсия, встряхивая при 90 об/мин в экскере инкубатора. Кратко промыть в 4x SSC/0.2% TWEEN 20.

4. 3D многоцветное обнаружение ДНК FISH

ПРИМЕЧАНИЕ: Для непосредственно обозначенных зондов пропустите шаги 4.1 и 4.2.

  1. Блок в 4x SSC/0,2% TWEEN 20/4% бычьей сыворотки альбумина (BSA) в течение 20 минут при 37 градусах Цельсия в 24-хорошей пластине, тряся при 20 об/мин в шейкере-инкубаторе.
  2. Инкубировать с соответствующей концентрацией антидигоксигена (1:150) и/или стрептавидина (1:1,000)(Таблица материалов),разбавленного в 4x SSC/0,2% TWEEN 20/4% BSA на 35 мин в темной и влажной камере при 37 градусах Цельсия.
  3. Вымойте в 4x SSC/0,2% TWEEN 20 три раза в течение 5 мин каждый при 37 градусах Цельсия, встряхивая при 90 об/мин в 6-колодценной тарелке в шейкере-инкубаторе.
  4. Равновесие в PBS и пост-фикс в 2% формальдегида / PBS в течение 2 мин на RT в 24-хорошо пластины.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Непосредственно помеченные зонды не нуждаются в постфиксации.
  5. Вымойте 5x кратко в PBS. Пятно с 1 нг/мл DAPI (4,6-диамидино-2-фенилинол) /PBS в течение 5 мин на RT.
  6. Вымойте 5x кратко в PBS. Гора с антифадедным раствором(Таблица материалов).

5. 3D многоцветная микроскопия и анализ ДНК FISH

  1. Приобретение 3D-изображений с помощью системы микроскопа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь используется широкоугольный микроскоп с осевым расстоянием 0,2–0,25 мкм между последовательными секциями(рисунок 1B).
  2. Проанализируйте 3D-изображения с тексисов с помощью различных программ и инструментов (здесь, NuCL'D или Ядерные контакты Locator в 3D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Инструмент NuCL'D был разработан для того, чтобы автоматически анализировать 3D многоцветную ДНК FISH в флуоресценционном изображении ячейки z-stacks. NuCL'D реконструирует ядра из стеков клеток в 3D, а также обнаруживает и локализует флуоресцентные 3D пятна. Он измеряет относительное позиционирование пятен в ядре (например, расстояние от центроида ядра и/или периферии ядер) и максимальный радиус для каждого ядра и межпятна расстояний. Используемый инструмент и алгоритм полностью описаны в Cortesi et al.16.
  3. Проанализируйте данные (например, 3D расстояния между указанными геномными локотьями и ядерными центроидами и контактными частотами), полученными NuCL-D.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для 3D расстояний между указанными геномными локотьи и ядерным центроидом, нормализовать расстояния на максимальном радиусе для каждого ядра и представить эти данные как распределение частот нормализованных расстояний от ядерного центроида. Для исследований взаимодействия на большие расстояния контактные частоты должны находиться в диапазоне от 10–20%21 с пороговым межрасстоянием, которое может меняться и может быть помещено около 2 мкм35.
    1. Для проведения статистического анализа проанализируйте около 100 ядер на биологическую репликацию. Представляйте 3D-расстояния между указанными геномными локусами как кумулятивные частотные распределения расстояний, которые находятся ниже выбранного порогового уровня, и используйте t-testдля оценки значимости различий в распределении. Кроме того, вычислить процент ядер положительный для взаимодействий, которые находятся ниже порога между расстояния выбран, и использовать точный тест Фишера для оценки значимости различий в процентах.

Результаты

Метод 3D многоцветной ДНК FISH, описанный в данной статье, позволяет современную визуализацию различных геномных локусов в сохранившихся 3D ядрах(рисунок 1B). Этот протокол позволяет измерять расстояния между аллелями, и различные геномные loci для того чтобы оценит?...

Обсуждение

Текущий метод описывает пошагу протокол для выполнения 3D многоцветной ДНК FISH на широком диапазоне первичных клеток человека. Хотя ДНК FISH является технологией широкого использования, 3D многоцветная ДНК FISH на сохранившихся 3D межфазных ядрах по-прежнему трудно выполнить во многих лабор?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы признают техническую помощь INGM Imaging Facility (Istituto Nazionale di Genetica Molecolare "Ромео эд Энрика Инверници" (INGM), Милан, Италия), в частности C. Cordiglieri, за помощь в 3D многоцветных изображений ДНК FISH Приобретение. Эта работа была поддержана следующими грантами Для B.B.: EPIGEN Итальянский флагман программы, Ассоциация Франсез contre les Myopathies (AFM-Telethon, грант nr 18754) и Джовани Ricercatori, Министерство здравоохранения Италии (GR-2011-02349383). Эта работа была поддержана следующим грантом Ф.М.: Fondazione Cariplo (Bando Giovani, грант nr 2018-0321).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
24-well platesThermo Fisher Scientific142475
6-well platesThermo Fisher Scientific140675
Anti-Digoxigenin 488DBADI7488
b-MercaptoethanolSigmaM3148
bFGFPeproTech100-18B
Biotin 11 d-UTPThermo Fisher ScientificR0081
BSA (bovine serum albumine)SigmaA7030
CoverlsipsMarienfeld117500
CY3 d-UTPGE HealthcarePA53022
DAPI (4,6-diamidino-2-phenylindole)Thermo Fisher ScientificD21490
Deoxyribonucleic acids single strand from salmon testesSigmaD7656
Dextran sulfate (powder)Santa Cruzsc-203917A
Digoxigenin 11 d-UTPRoche11093088910
DMEMThermo Fisher Scientific21969-035 500mL
DNA polymerase IThermo Fisher Scientific18010-017
DNase ISigmaAMPD1
dNTPs (C-G-A-T)EurocloneBL0423A/C/G
EGFSigmaE9644.2MG
EthanolSigma02860-1L
FBS HycloneThermo Fisher ScientificSH30109
Formaldehyde solutionSigmaF8775-25mL
FormamideSigmaF9037
GlutammineThermo Fisher Scientific25030-024 100mL
GlycerolSigmaG5516-100mL
GlycogenThermo Fisher ScientificAM9510
HClSigma30721
Human Cot-1 DNAThermo Fisher Scientific15279-001
Insulin HumanSigmaI9278-5 mL
MgCl2Sigma63069
NaAc (Sodium Acetate, pH 5.2, 3 M)SigmaS2889
NaClSigmaS9888
ParaformaldehydeSigma158127-25G
PBS (phosphate-buffered saline)SigmaP4417
Pennycillin/StreptavidinThermo Fisher Scientific15070-063 100mL
PepsinBioradP6887
PhasePrep BAC DNA KitSigmaNA0100-1KT
Poly-L-lysine solutionSigmaP8920
ProLong Diamond Antifade MountantThermo Fisher ScientificP36970
PureLink Quick Gel Extraction & PCR Purification Combo KitThermo Fisher ScientificK220001
PureLink Quick Plasmid Miniprep KitThermo Fisher ScientificK210010
RNAse cocktailThermo Fisher ScientificAM2288
RubbercementBostik
SlidesVWR631-0114
Streptavidina Alexa fluor 647Thermo Fisher ScientificS21374
Tri-Sodium CitrateSigma1110379026
Tris-HClSigmaT3253-500g
Triton X-100SigmaT8787-250mL
TWEEN 20SigmaP9416-100mL

Ссылки

  1. Cremer, T., Cremer, C. Chromosome territories, nuclear architecture and gene regulation in mammalian cells. Nature Reviews: Genetics. 2 (4), 292-301 (2001).
  2. Lieberman-Aiden, E., et al. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome. Science. 326 (5950), 289-293 (2009).
  3. Schmitt, A. D., Hu, M., Ren, B. Genome-wide mapping and analysis of chromosome architecture. Nature Reviews: Molecular Cell Biology. 17 (12), 743-755 (2016).
  4. Bonev, B., Cavalli, G. Organization and function of the 3D genome. Nature Reviews: Genetics. 17 (12), 772 (2016).
  5. van Steensel, B., Furlong, E. E. M. The role of transcription in shaping the spatial organization of the genome. Nature Reviews: Molecular Cell Biology. 20 (6), 327-337 (2019).
  6. Rajarajan, P., Gil, S. E., Brennand, K. J., Akbarian, S. Spatial genome organization and cognition. Nature Reviews: Neuroscience. 17 (11), 681-691 (2016).
  7. Pombo, A., Dillon, N. Three-dimensional genome architecture: players and mechanisms. Nature Reviews: Molecular Cell Biology. 16 (4), 245-257 (2015).
  8. Fanucchi, S., Shibayama, Y., Burd, S., Weinberg, M. S., Mhlanga, M. M. Chromosomal contact permits transcription between coregulated genes. Cell. 155 (3), 606-620 (2013).
  9. Therizols, P., et al. Chromatin decondensation is sufficient to alter nuclear organization in embryonic stem cells. Science. 346 (6214), 1238-1242 (2014).
  10. Gonzalez-Sandoval, A., et al. Perinuclear Anchoring of H3K9-Methylated Chromatin Stabilizes Induced Cell Fate in C. elegans Embryos. Cell. 163 (6), 1333-1347 (2015).
  11. Hubner, B., et al. Remodeling of nuclear landscapes during human myelopoietic cell differentiation maintains co-aligned active and inactive nuclear compartments. Epigenetics Chromatin. 8, 47 (2015).
  12. Aymard, F., et al. Genome-wide mapping of long-range contacts unveils clustering of DNA double-strand breaks at damaged active genes. Nature Structural & Molecular Biology. 24 (4), 353-361 (2017).
  13. Sellou, H., et al. The poly(ADP-ribose)-dependent chromatin remodeler Alc1 induces local chromatin relaxation upon DNA damage. Molecular Biology of the Cell. 27 (24), 3791-3799 (2016).
  14. Krijger, P. H., de Laat, W. Regulation of disease-associated gene expression in the 3D genome. Nature Reviews: Molecular Cell Biology. 17 (12), 771-782 (2016).
  15. Lupianez, D. G., Spielmann, M., Mundlos, S. Breaking TADs: How Alterations of Chromatin Domains Result in Disease. Trends in Genetics. 32 (4), 225-237 (2016).
  16. Cortesi, A., et al. 4q-D4Z4 chromatin architecture regulates the transcription of muscle atrophic genes in facioscapulohumeral muscular dystrophy. Genome Research. 29 (6), 883-895 (2019).
  17. Woltering, J. M., Noordermeer, D., Leleu, M., Duboule, D. Conservation and divergence of regulatory strategies at Hox Loci and the origin of tetrapod digits. PLoS Biology. 12 (1), 1001773 (2014).
  18. Woltering, J. M., Duboule, D. Tetrapod axial evolution and developmental constraints; Empirical underpinning by a mouse model. Mechanisms of Development. 138, 64-72 (2015).
  19. de Laat, W., Dekker, J. 3C-based technologies to study the shape of the genome. Methods. 58 (3), 189-191 (2012).
  20. Denker, A., de Laat, W. The second decade of 3C technologies: detailed insights into nuclear organization. Genes & Development. 30 (12), 1357-1382 (2016).
  21. Finn, E. H., et al. Extensive Heterogeneity and Intrinsic Variation in Spatial Genome Organization. Cell. 176 (6), 1502-1515 (2019).
  22. Zheng, M., et al. Multiplex chromatin interactions with single-molecule precision. Nature. 566 (7745), 558-562 (2019).
  23. Solovei, I. Fluorescence in situ hybridization (FISH) on tissue cryosections. Methods in Molecular Biology. 659, 71-82 (2010).
  24. Cremer, M., et al. Multicolor 3D fluorescence in situ hybridization for imaging interphase chromosomes. Methods in Molecular Biology. 463, 205-239 (2008).
  25. Legant, W. R., et al. High-density three-dimensional localization microscopy across large volumes. Nature Methods. 13 (4), 359-365 (2016).
  26. Jungmann, R., et al. Quantitative super-resolution imaging with qPAINT. Nature Methods. 13 (5), 439-442 (2016).
  27. Chen, B., et al. Dynamic imaging of genomic loci in living human cells by an optimized CRISPR/Cas system. Cell. 155 (7), 1479-1491 (2013).
  28. Nelles, D. A., et al. Programmable RNA Tracking in Live Cells with CRISPR/Cas9. Cell. 165 (2), 488-496 (2016).
  29. Byron, M., Hall, L. L., Lawrence, J. B. A multifaceted FISH approach to study endogenous RNAs and DNAs in native nuclear and cell structures. Current Protocol of Human Genetics. , 15 (2013).
  30. Chaumeil, J., Augui, S., Chow, J. C., Heard, E. Combined immunofluorescence, RNA fluorescent in situ hybridization, and DNA fluorescent in situ hybridization to study chromatin changes, transcriptional activity, nuclear organization, and X-chromosome inactivation. Methods in Molecular Biology. 463, 297-308 (2008).
  31. Takizawa, T., Gudla, P. R., Guo, L., Lockett, S., Misteli, T. Allele-specific nuclear positioning of the monoallelically expressed astrocyte marker GFAP. Genes & Development. 22 (4), 489-498 (2008).
  32. Kraus, F., et al. Quantitative 3D structured illumination microscopy of nuclear structures. Nature Protocols. 12 (5), 1011-1028 (2017).
  33. Solovei, I., Cremer, M. 3D-FISH on cultured cells combined with immunostaining. Methods in Molecular Biology. 659, 117-126 (2010).
  34. Skinner, B. M., Johnson, E. E. Nuclear morphologies: their diversity and functional relevance. Chromosoma. 126 (2), 195-212 (2017).
  35. Schoenfelder, S., et al. The pluripotent regulatory circuitry connecting promoters to their long-range interacting elements. Genome Research. 25 (4), 582-597 (2015).
  36. Lubeck, E., Cai, L. Single-cell systems biology by super-resolution imaging and combinatorial labeling. Nature Methods. 9 (7), 743-748 (2012).
  37. Beliveau, B. J., et al. Single-molecule super-resolution imaging of chromosomes and in situ haplotype visualization using Oligopaint FISH probes. Nature Communication. 6, 7147 (2015).
  38. Beliveau, B. J., et al. Versatile design and synthesis platform for visualizing genomes with Oligopaint FISH probes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (52), 21301-21306 (2012).
  39. Samacoits, A., et al. A computational framework to study sub-cellular RNA localization. Nature Communication. 9 (1), 4584 (2018).
  40. Cardozo Gizzi, A. M., et al. Microscopy-Based Chromosome Conformation Capture Enables Simultaneous Visualization of Genome Organization and Transcription in Intact Organisms. Molecular Cell. 74 (1), 212-222 (2019).
  41. Mateo, L. J., et al. Visualizing DNA folding and RNA in embryos at single-cell resolution. Nature. 568 (7750), 49-54 (2019).
  42. Nir, G., et al. Walking along chromosomes with super-resolution imaging, contact maps, and integrative modeling. PLoS Genetics. 14 (12), 1007872 (2018).
  43. Bintu, B., et al. Super-resolution chromatin tracing reveals domains and cooperative interactions in single cells. Science. 362 (6413), (2018).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

1553D FISH3D

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены