The authors would like to thank Dr. Christina Ginkel (German Center for Neurodegenerative Diseases, DZNE), Dr. Michaela M&#246;hring (DZNE) and Dr. Robert Stark (DZNE) for assistance in animal breeding and animal health care. This work was financially supported by the Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut f&#252;r Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) Bonn, Germany.

윤리 정책 : 모든 동물 실험은 지역 및 기관 동물 관리 협의회 (본 대학교, BfArM, LANUV, 독일)의 지침에 따라 수행 하였다. 또한, 모든 동물 실험은 우수한 입법 예에 따라 실시 하였다. 11 월 24 일 1986 년 (6백9분의 86 / EEC) 또는 개별 지역 또는 국가 법률의 유럽 공동체위원회 지침. 특별한 노력이 사용 동물 및 이들의 고통 수를 최소화한다. 1. 실험 동물 <ol><li> 실험 동물 ?...

이 실험 동물 행동 1,3들의 전체 레퍼토리를 수행 할 수 있도록 비 억제 기법으로 이식 EEG의 radiotelemetry 중앙 관련성이다. 원격 측정 방식은 자연 EEG 녹음되지만, T-미로, 방사형 미로, 물 미로, 수면 부족 작업 또는 때마다 뇌파 기록이 필요하거나 도움이 같은인지 적 작업과 주기성 분석 설정, 아래도 녹음뿐만 아니라 수 있습니다 이것은 주요 관심사이다 복잡한인지 또는 모터 활동 중. ...

Radiotelemetry 특히 EEG, ECG, EMG, 혈압, 몸체 중심부 온도 또는 활성 측정 1-7의 환경에서, 다양한 크기의 의식 무제한 동물의 행동 및 생리 다양한 파라미터를 측정하기위한 가장 중요한 방법 론적 접근이다. 이론적으로, 모든 화학 종은 고양이, 개, 돼지, 영장류 -3,8-로 마우스 및 래트와 같은 설치류에서 기관 이식의 radiotelemetry EEG를 사용하여 분석 될 수있다. 심지어 물고기, 파충류와 양서류는 radiotelemetric 조사 9 될 수 있습니다. 지난 20 년 동안 이식 뇌파 radiotelemetry는 이러한 간질, 수면 장애, 신경 퇴행성 질환 및 신경 정신 질환 7,10-12 인간 질병의 다양한 형질 전환 동물 모델의 특성에 가치있는 것으로 입증되었습니다. 과거에는 생쥐 biopotentials 쥐 포함한 생리 데이터를 수집하는 다양한 방법 론적 접근 DESC왔다ribed. 재킷 레코더 시스템, 물리적 억제 방법, 비 이식 radiotransmitters와 닿는 시스템에서 착용은 지난 13, 14의 주요 관심을 받았다. 요즘, radiotelemetric 주입을위한 다양한 시스템이 시판되고있다. 그러나, 문학 화면은 자체 제작 radiotelemetric 시스템 15-40의 발전을 설명하는 29 출판물을 밝혔다. 집에서 만든 시스템이 저렴하고 적응 이상의 사용자가 될 가능성이있는 반면, 상업적으로 이용 가능한 시스템은 똑바로 앞으로 설치가 비교적 쉽고 빠르게 설정할 수 있습니다. 이식 EEG의 radiotelemetry 재킷 시스템 또는 방법 닿는 착용 물리적 구속 방법과 같은 경쟁 기술에 비해 많은 장점을 갖는다. 후자는, 정의에 의해 억제된다 즉., 동물 이동 할 수 없거나 정상적인 동작이 손상된다. 심지어 재 취득을 위해 동물을 마취 할 필요가 있습니다책임 데이터. 현대 테더 시스템은 다소 덜 억제 될 가능성이 있지만, 이는 과학적으로 입증되어야한다. 한편 Radiotelemetry 동물 시공간 제한없이 때문에 동작들의 전체 레퍼토리를 나타낼 수 있으며, 접근 억제 인간 1,3-에서 획득 할 수있는 결과보다 예측으로 우수하다고 생각된다. 이 억제 방법 극적 기본 생체 변수, 예를 들면., 식품 섭취량, 바디 코어 온도, 혈압 및 심박수 예 3 신체 활동을 변경할 수 있지만 이는 꽤 알려져있다. 곁에 시스템은 하나 아직도 널리 사용되는 고전 억제 방법 13, 14을 나타냅니다. 경막 또는 깊이 중 전극이되는 전극은 일반적으로 두개골에 고정 된 소형 소켓에 연결된다. 소켓 자체가 동물의 비교적 자유로운 이동을 허용하는 케이블의 연결을 위해 노출된다. Alth요즘 깨닫지 못하고 있거나 남의 테더 시스템은 매우 선조 매우 유연하게 한 주요 단점 중 하나는 여전히 반 억제 즉,이다. 동물이 자신의 몸 (머리)에서 발생하는 모든 외부 장치를 조작하는 경향 또한, 전극 이식 장소에서 감염의 위험이있을 수 있습니다. 다양한 종류의 무선 radiotelemetry 기술이 이미 60 년대 후반에 기재되어 있으며, 따라서 수십 년 동안 존재 해 왔지만, 단지 최근 특히 작은 실험실 설치류 등으로 저렴하고 안정적이며 비교적 편한 10,41,42되었다 마우스 및 래트있다. 작은 소형 이식 EEG 송신기는 현재 시판되고 20g (~ 10 주)보다 큰 쥐에 이식 할 수있다. 따라서, 특히 트랜스 제닉 마우스 모델의 전기 생리 학적 특성 요즘 이식 EEG의 radiotelemetry의 적용 분야 지배적이되었다. 동물의 크기는 더 이상 실험 절대 restric 없다송신기 &#39;배터리의 수명 반면 기 참이다. 제한된 수명 시간에도 불구하고, 송신기 이식 시스템은 시스템을 억제하여 전위 기록 관련 스트레스와 관련된 대부분의 단점을 최소화 할 수있다. 설치류는 휴식, 운동 활성 (탐사)과 수면 (REM, 느린 파 수면) 43, 44를 포함하는 생리 학적 행동의 자신의 완전한 필수품 전반을 표시 할 수 있습니다. 중요한 것은, 이식 radiotelemetry 강하게 동물 사용 세를 줄일 수 있습니다. 현재 과학 실험 동물의 수를 제한하고 그들의 고통을 감소시키는 방법에 대한 집중적 논의가있다. 분명히, 동물 실험과 인간과 동물의 질병의 동물 모델은 수익성 병태 생리 및 치료에 이후의 진행 상황에 대한 우리의 이해에 필수적이다. 또한, 동물 실험 약물 연구 개발에 중요하다. 그들은 실질적으로 약물 라이선스에 전임상 / 독성 연구에 기여 않습니다따라서 모두 인간과 동물의 관리에 투입. 그것은 현재 어떤 대안이 아직 도출 할 그렇지 않으면 불가능하다 복잡한 병리 생리 학적 메커니즘을 이해하는 동물 연구에 사용할 수없는 것으로, 주목할만한입니다. 같은 시간의 3R, 즉에서., 유럽 연합 (EU)과 미국에서 대체 감소 및 개선 전략을 강력하게 보완 대체 방법에 대한 연구를 장려한다. Radiotelemetry는 다른 기술에 비해 실험 동물의 수와 고통을 감소시킬 수있는 성공적인 3R 전략의 중요한 예이다. 여기에서 우리는 쥐와 쥐 모두에서 무선 주파수 송신기의 피하 주머니 주입을 수행하기 위해 상세하고 연속 된 단계별 접근 방식을 제공합니다. 이 제 1 시퀀스는 정위 경막 깊은 뇌내 EEG 전극 위치의 설명이 이어진다. 특별한주의 주택 조건, 마취, 수술 주변 및 수술 후 통증이 지급됩니다관리 가능한 항 감염 치료. 초점은 안정적으로 경막 외 깊은 뇌내 구조를 대상으로 컴퓨터 3D 정위 방법입니다. 우리는 또한 수술 후 회복 기간 동안 외상과 통증 관리의 최적화의 감소를위한 빈번한 실험 EEG 전극 이식에 함정과 전략에 대해 언급. 마지막으로, 표면과 깊은 뇌파 기록의 예되게됩니다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43sl&#246;sung)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PZN 0110208</td>
			<td>20 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>binocular surgical magnification microscope&#160;</td>
			<td>Zeiss Stemi 2000</td>
			<td>0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bulldog serrefine</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18051-28</td>
			<td>28mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cages (Macrolon)</td>
			<td>Techniplast</td>
			<td>1264C, 1290D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cold light source</td>
			<td>Schott KL2500 LCD</td>
			<td>9.705&#160;202</td>
			<td>ordered at Th.Geyer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cotton tip applicators (sterile)</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td>EH12.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>PZN: 1578818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>drapes (sterile)</td>
			<td>Hartmann</td>
			<td>PZN 0366787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td>9065.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.3% / 3% hydrogene peroxide solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>95321</td>
			<td>30% stock solution&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gloves (sterile)</td>
			<td>Unigloves</td>
			<td>1570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dental glas ionomer cement</td>
			<td>KentDental /NORDENTA</td>
			<td>957 321</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2% glutaraldehyde solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G6257</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe Forceps-curved, serrated</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12500-12</td>
			<td>12.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heat-based surgical instrument sterilizer</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18000-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heating pad</td>
			<td>AEG HK5510</td>
			<td>520010</td>
			<td>ordered at myToolStore</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>high-speed dental drill</td>
			<td>Adeor</td>
			<td>SI-1708</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissors extra thin&#160;</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14058-09</td>
			<td>9 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inhalation narcotic system (isoflurane)</td>
			<td>Harvard Apparatus GmbH</td>
			<td>34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Baxter 250 ml</td>
			<td>PZN 6497131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PZN 07506004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lactated Ringer&#8217;s solution (sterile)</td>
			<td>Braun</td>
			<td>L7502</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14078-10</td>
			<td>10 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nissl staining solution</td>
			<td>Armin Baack</td>
			<td>BAA31712159</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile)</td>
			<td>SABANA (Sabafil)</td>
			<td>N-63123-45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Covidien (Sofsilk)</td>
			<td>S1172, S1173</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey Needle Holder</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12001-13</td>
			<td>13 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pads (sterile)</td>
			<td>ReWa Krankenhausbedarf</td>
			<td>2003/01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% saline (NaCl, sterile)</td>
			<td>Braun</td>
			<td>PZN:8609255</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scalpel blades with handle (sterile)</td>
			<td>propraxis</td>
			<td>2029/10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard Pattern Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11000-12, 11000-14</td>
			<td>12 cm and 14.5 cm length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steel and tungsten electrodes parylene coated&#160;</td>
			<td>FHC Inc., USA)</td>
			<td>UEWLGESEANND</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereotaxic frame</td>
			<td>Neurostar</td>
			<td>51730M</td>
			<td>ordered at Stoelting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tapes (sterile)</td>
			<td>BSN medical GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td>626225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TA10ETA-F20&#160;</td>
			<td>DSI</td>
			<td>270-0042-001X</td>
			<td>Radiofrequency transmitter 3.9 g,&#160; 
			3.9 g, 1.9 cc, input voltage range &#177; 2.5 mV, 
			channel bandwidth (B) 1-200 Hz,&#160; 
			nominal sampling rate (f) 1000 Hz (f = 5B) 
			temperature operating range 34-41 &#176;C 
			warranted battery life 4 months</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TL11M2-F20EET&#160;</td>
			<td>DSI</td>
			<td>270-0124-001X</td>
			<td>Radiofrequency transmitter&#160; 
			3.9 g, 1.9 cc, input voltage range &#177; 1.25 mV, 
			channel bandwidth (B) 1-50 Hz,&#160; 
			nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) 
			temperature operating range 34-41 &#176;C 
			warranted battery life 1.5 months</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11021-12</td>
			<td>12 cm length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten carbide iris scissors</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14558-11</td>
			<td>11.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibroslicer 5000 MZ</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>5000-005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (Rompun)</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>PZN: 1320422</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

non-restraining eeg radiotelemetry: epidural and deep intracerebral stereotaxic eeg electrode placement

이식 뇌파 radiotelemetry는 신경 및 신경 퇴행성 질환과 간질의 형질 전환 마우스 모델의 신경 학적 특성에 중앙 관련이있다. 이 강력한 기술은 기본적인 병태 생리 학적 메카니즘에 유용한 통찰을 제공 할뿐만 예., CNS 관련 질환의 병인, 또한 새로운 병진 즉. 치료 방법의 개발을 용이하게한다. 재킷이나 닿는 시스템에 사용되는 기록 시스템의 사용은 반 억제 캐릭터에 자신의 비 생리적 억제에서 고통을 경쟁 기술 반면, radiotelemetric 뇌파 기록은 이러한 단점을 극복. 기술적으로, 이식 뇌파 radiotelemetry 다양한 생리 학적 및 병태 생리 학적 조건 하에서 경막 외 깊은, 뇌내 뇌파의 정확하고 매우 민감한 측정 할 수 있습니다. 첫째, 우리는 곧장 앞으로의 상세한 프로토콜 성공적인 제시높은 품질의 electrocorticograms 결과 경막 외 (표면) 뇌파 기록에 대한 신속하고 효율적인 기술. 둘째, 우리는 해마 (electrohippocampogram)에서, 예를 들면 깊은, 뇌내 EEG 전극을 이식하는 방법을 보여줍니다. 두 방법 모두의 경우, 컴퓨터 화 된 3D 정위 전극 주입 시스템이 사용된다. 무선 주파수 송신기 자체는 마우스 및 래트 모두 피하 파우치에 주입된다. 특별한주의는 또한 실험 동물의 수술 주변과 수술 후 치료를 사전에 지불해야합니다. 마우스 및 래트 적합한 수술 마취 제제뿐만 아니라 수술 후 통증 치료 및 관리를 상세히 설명한다.

이 섹션은 표면과 깊은, 뇌내 뇌파 기록에서 얻은 예를 보여줍니다. 처음은 생리 학적 조건에서 기준 기록은 이전의 예를 들면 다음과 이후의 기록, 약물 치료에 필수적임을 명시해야합니다. 이러한 기준 기록은 다른 행동 상태 또는 절전 / 일주기의 리듬과 뇌의 리듬의 기능적 상호 의존에 대한 중요한 정보를 제공 할 수있다. 여기, 우리는 proconvul​​sive / ps...

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Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

비 구속 된 EEG radiotelemetry 자유롭게 이동 설치류에서 생체 장기 뇌파를 기록하기위한 유용한 방법 론적 접근이다. 상세한 프로토콜은 CNS의 리듬 성 CNS와 관련된 행동 단계 안정적인 기록을 얻기 위해 다양한 뇌 영역에 정위 경막 깊은 뇌내 전극 배치를 설명한다.

비 금지 EEG Radiotelemetry : 경막 외 및 깊은 뇌내 정위 EEG 전극 위치

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

The overall goal of this experimental procedure is to record long-term electroencephalograms with stereotaxic epidural, and intracerebral electrode placement in different brain regions of freely moving rodents using non-restraining EEG radiotelemetry. This method can have answered key questions in the systemic integrative and translation in neuro-science field, such as dysrhythmia and neurological and neuropsychiatric diseases, as well as epilepsy. The main advantage of this technique is that it allows for epidural and deep intracerebral EEG recordings from freely moving rodents that serve as animal models of human diseases.Julien Soos, a graduate student from our laboratory will be demonstrating the technique. To prepare the epidural electrode, pull out of the silicone isolation, the tip of the transmitter lead with the forceps so it will be bent to a 90 degree angle. Shorten the tip of the lead.To prepare the deep electrode expose the stainless steel helix of the transmitter lead by pulling it out of the silicone isolation. Mechanically insert the deep electrode into the lead of the transmitter. Rewire the transmitter lead to the deep brain electrode to ensure a stable connection.Then bend the electrode to a 90 degree angle and shorten it to the required length. To begin this procedure, shave the head of a fully anesthetized mouse. Then disinfect the shaved area using 70%ethanol and an iodin based scrub.Place the animal in a prone position on a heating blanket to maintain it's body temperature during anesthesia. Using a scalpel, make a mid-line incision on the scalp from the forehead to the neck. Then open a subcutaneous pouch starting from the nuchal incision site along the lateral flank of the animal by blunt dissection with surgical scissors.Subsequently, inject one milliliter of 0.9%sodium chloride in the subcutaneous pouch. Afterward, place a transmitter with the sensing leads oriented crainially into the subcutaneous pocket at the flank close to the ventral abdominal region. In this procedure, place the anesthetized animal on the stereotaxic frame.Carefully position it's head with ear bars and a nose clamp so that the brahma and lambda cranium metric landmarks of the skull are at the same level. Next, clean the periosteum with cotton tips without damaging the temporal and occipital muscles. After that, apply hydrogen peroxide to the skull to exemplify the cranial suture, brahma and lambda.Prepare the 3D stereotaxic system for target coordinates. Drill the target holes at maximum velocity without applying pressure. Place the recording electrode on the motor cortex surface for recording EEG.Then fix the electrodes with dental cement to provide strong adhesion to the underlining neurocranium and leave the cement to dry for five minutes. Place the epidural reference electrode on the cerebellar cortex as it is an electroencephalographically silent region and fix it with cement as well. After having drilled the holes at the coordinates of interest, using the stereotaxic system attach the deep electrode to the vertical arm of the stereotaxic device.Place the deep electrode in the CA1 region. Subsequently, fix the electrode with dental cement to provide strong adhesion to the underlying neurocranium. Place the epidural reference electrode on the cerebellar cortex and fix it with dental cement as well.Leave the cement to dry for five minutes before closing the incision with sutures. This schematic shows that one epidural differential electrode is placed on the motor cortex. An additional intrahippocampal differential electrode is placed in the CA1 region of the hippocampus.Both pseudo reference electrodes are localized on the cerebellum. This coronal section illustrates the localization of the deep intracranial electrode for recording the electrohipppocampagram. And shown here, is the close up of the deep EEG electrode, the sensing lead of the radio frequency transmitter and their arrangement on top of the mirroring skull.These intrahippocampal CA1 recordings are taken from mice following acute treatment with kainate acid at day one, three, and five post-injection. This figure illustrates the examples of simultaneous epidural and deep EEGs in the pilocarpine model of mesial temporal lobe epilepsy in rats. Once mastered, this technique can be done within 30 to 45 minutes, depending on the number of electrodes to be implanted and the target regions if it is performed properly.While attempting this procedure, special attention has to be paid to the vital signs of the anesthetized animals. As transgenic and pharmacological mouse and rat models of human diseases can exhibit differences in anesthesia susceptibilities. Following this procedure, other behavioral, cognitive and electrophysiological masses, such as, T maze, regular maze or evoke potential recordings can be performed in order to address additional questions like, how rhythmicity depends on different functional stages or changes upon repetitive stimulus exposure.After watching this video, you should have a good understanding of how to perform accurate surface and deep EEG electrode placement in mice and rats using a three dimensional stereotaxic device and implantable EEG radiotelemetry.