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모든 동물 연구는 Purdue 동물 관리 및 사용 위원회에 의해 승인되었다.
1. 저유유 기화기 의 설치
<ol><li>이소플루란 또는 세보플루란 배달<ol>
<li>캐리어 가스 소스를 선택합니다. 내부 공기 펌프를 활용하려면 시스템 뒷면의 입구 포트에서 빨간색 캡을 제거하여 시스템이 실내 공기를 섭취할 수 있도록 합니다. 압축 가스를 사용하려면 15 PSI로 설정된 압력 조절기 또는 압력 감속기를 사용하고 시스템 뒷면의 압축 가스 포트에 연결합니다.</li>
		<li>숯 통을 배기 포트에 연결합니다.</li>
		<li>액세서리 커넥터를 시스템 전면의 피망 및 만료 포트에 연결합니다. 유도 챔버를 파란색 클립과 코 콘으로 나뭇가지에 연결하고 흰색클립(그림 1)을나뭇가지에 연결합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>기계적 환기용<ol>
<li>관착 커넥터 튜브를 노란색 코딩 클립(그림2)에연결합니다.</li>
		<li>데드스페이스 교정을 수행하여 인공호흡기를 교정합니다. 벤트 실행 화면에서터치 설정,다음 칼리브 & 테스트. 데드스페이스 교정을 선택하고 다이얼 B를누릅니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>맥박 산소 측정을 위해<ol>
<li>마우스STAT라는 레이블이 붙은 시스템 뒷면의 포트에 센서를 연결합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>온난화용<ol>
<li>시스템 전면의 '패드 파워' 포트에 데워밍 패드를 연결합니다.</li>
		<li>하나의 센서를 '바디 센서' 포트에 연결하고 다른 센서를 '패드 센서' 포트에 연결합니다. 패드 센서를 데밍 패드에 고정합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 설정 구성
<ol><li>마취용<ol>
<li>마취 시스템에 전원. Anest 실행 화면에서터치 업.</li>
		<li>마취제를 선택합니다. 터치 타입 Anest,다음 이소플루란 또는 세보플루란을선택 다이얼 B를 켭니다.</li>
		<li>주사기 크기를 설정합니다. 주사기 크기를터치한 다음 다이얼 B를 돌려 크기를 선택합니다.</li>
		<li>Anest 실행 화면으로돌아가려면 다시 터치합니다.</li>
		<li>병 상단 어댑터를 사용하여 주사기를 마취제로 채웁니다.</li>
		<li>주사기를 마취 시스템에 연결합니다. 필요한 경우 푸셔 블록을 뒤로 이동하려면 제거를 터치합니다.</li>
		<li>주사기를 프라임. 푸시어 블록이 주사기 플런저 의 상단에 닿을 때까지 푸시어 블록을 앞으로 이동하려면 프라임을 터치하고 누를 수 있습니다. 프라임 버튼을 누르는 동안 B를 돌리면 푸셔 블록 속도가 조절됩니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>기계적 환기용<ol>
<li>벤트 실행 화면 탭을 터치한 다음 설정합니다.</li>
		<li>체중을 터치하고 동물의 무게를 입력합니다.</li>
		<li>볼륨 또는 압력 제어 환기를 선택하려면 우선 순위를 터치합니다. 바디 웨이트 설정은 자동으로 적절한 호흡 속도와 조수 량을 설정합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>맥박 산소 측정을 위해<ol>
<li>Oxi 실행 화면 탭을 터치한 다음 설정합니다.</li>
		<li>HR을 터치하고 다이얼 B를 돌려 최소 허용 심박수 판독값을 설정합니다. 사전 설정을 사용할 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>온난화용<ol>
<li>따뜻한 실행 화면에서터치 설정. 온난화 방법 및 대상 온도 설정을 선택합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 마취 전달 시작
<ol><li>마우스 마취<ol>
<li>Anest 실행 화면에서터치 유도를 시작하여 공기 흐름을 시작합니다. 기본 유도 유량은 500mL/min입니다. 터닝 다이얼 A는 필요에 따라 유량을 조정합니다.</li>
		<li>마우스를 유도 실에 놓고 뚜껑을 단단히 닫습니다. 마취제 농도 다이얼을 이소플루란의 경우 3%로 조정합니다.</li>
		<li>마우스가 원하는 마취 평면에 도달 할 때까지 모니터링, 호흡 속도의 감소와 챔버가 기울어질 때 오른쪽 반사의 손실에 의해 결정. 필요에 따라 마취제 농도 다이얼을 조정합니다.</li>
		<li>동물이 오른쪽 반사를 잃고 충분히 마취되면, 터치 정지 유도.</li>
		<li>원하는 경우 플러시 챔버를 터치하여 잔류 마취 가스의 챔버를 비웁웁입니다.</li>
		<li>코 콘으로 이어지는 클램프를 열고 챔버로 이어지는 클램프를 닫습니다.</li>
		<li>터치 시작 코 콘. 바디 웨이트 설정은 다이얼 A를 돌려 수동으로 조정할 수 있지만 코 콘 유량을 결정합니다.</li>
		<li>즉시 코 콘에 맞고 적외선 온난화 패드에 동물을 중심으로 합니다.</li>
		<li>동물 센서를 직장 프로브로 삽입합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 기계 환기 시작
<ol><li>동물을 삽관합니다.<ol>
<li>동물을 마취시키면서 삽관 단계로 옮기는 다.</li>
		<li>수직 관착 단계에 고정된 실을 사용하여 위절개에서 동물을 일시 중단합니다(도3).</li>
		<li>동물의 혀를 옆으로 부드럽게 변위시키고 삽관 키트에 제공된 조명을 사용하여 기관지 시각화합니다.</li>
		<li>기관관을 조심스럽게 삽입하고 작은 공기 방광을 튜브에 연결하고 폐가 팽창하는지 확인하여 올바른 배치를 확인하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>내막 튜브를 환기 튜브에 연결합니다.</li>
	<li>터치 스톱 코 콘,다음 터치 시작 인공 호흡기. 참고: 바디 웨이트 설정은 자동으로 적절한 호흡 속도와 조수 볼륨을 결정합니다. 압력 제어 환기를 수행하기 위해 수술 프로토콜에 따라 필요에 따라 인공호흡기 설정을 조정하여 15-18cm H2O. 사이의 표적 피망 압력을 설정합니다.</li>
</ol>5. 생리적 모니터링 시작
<ol><li>동물의 뒷발에 센서를 놓습니다(그림4). 펄스 옥시미터는 HR 및 SpO2를 자동으로 읽기 시작합니다. Oxi 실행 화면 탭을 터치하여 펄스 산소 측정 데이터를 봅니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. 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이 프로젝트는 켄트 과학 공사에 의해 장비와 자금으로 지원되었다. 저자 크리스타 비기렐리와 데이브 피츠밀러는이 문서에 사용되는 장비를 제조 켄트 과학 공사의 직원입니다. 이 문서의 오픈 액세스 출판은 켄트 과학 공사에 의해 후원된다.

이 디지털 저유량 마취 시스템은 마취, 환기, 온난화 및 생리 적 모니터링 시스템을 단일 장비에 통합합니다. 또한 시스템에는 내부 펌프가 포함되어 있어 캐리어 가스로 사용하기 위해 주변 공기를 끌어들이므로 압축 가스공급원이 필요하지 않습니다.
이 절차에서 시스템은 마취 기화기, 기계 식 인공 호흡기, 펄스 산소계 및 온난화 패드를 대체하는 유일한 장비로 사용됩니다. 우리는 이전에 100mL /min2의유량으로 마취 전달을 시연했습니다. 유량 설정은 유량이 사용되는 액체 마취제의 양을 직접 제어하기 때문에 이 마취 전달 기술에 매우 중요합니다. 우리는 또한 이전에 낮은 유량을 사용하여 마취액1,2를저장하는 방법을 시연했다. 전통적인 기화기가 기계 식 인공호흡기에 연결되어 있는 경우, 기화기는 가스 스트림의 인공 호흡기 입구 샘플을 연속적으로 실행해야 합니다. 통합 인공호흡기를 사용하는 디지털 기화기의 경우 환기에 필요한 가스만 인공호흡기에 의해 출력됩니다. 이를 통해 마취액, 담체 가스 및 숯 필터와 관련된 비용이 줄어듭니다.
저유동 디지털 기화기를 사용하는 데는 많은 장점이 있지만 한계도 있습니다. 이 시스템은 설치류 및 기타 작은 포유류에 이상적인 낮은 유량으로 작동하도록 설계되었지만 1000 mL /min의 유량 위의 마취를 제공하지 않습니다. 따라서 이 특정 시스템은 작은 동물 종에만 적합합니다. 통합 펄스 산소계에는 발 만 사용하기 위한 센서가 포함되어 있습니다. 센서는 특정 수술 절차에 제한이 있을 수 있는 꼬리에 사용하기 위해 권장되지 않습니다. 또한, 발 센서를 통해 이 시스템을 통해 호흡 속도를 모니터링할 수 있지만, 장기간 에 걸쳐 일관된 호흡 기록을 얻기어려울 수 있다. 마지막으로, 기존의 기화기와는 달리,이 디지털 시스템은 전기가 필요합니다. 배터리는 정전시 또는 정전 시 전력을 사용할 수 없으며 몇 시간 동안 사용하여 시스템에 전원을 공급할 수 있습니다.
이 설치 및 프로토콜은 통합 인공 호흡기 및 생리 모니터링 모듈이 있는 디지털 저유량 마취 시스템의 안전하고 효과적인 사용을 보여줍니다. 이 설정은 제한된 벤치 공간이있는 실험실또는 여러 개의 장비와 외과 필드 근처에 튜브를 보관하는 것이 불가능하지 않은 실험실에 유용합니다. 압축 가스 탱크및 별도의 생리 모니터링 장비의 제거를 포함하여 올인원 시스템에는 많은 이점이 있습니다. 전반적으로, 이 통합 시스템은 전통적인 기화기의 사용이 이상적이지 않은 그룹에 의해 고려될 수 있었습니다.

동물 모델과 관련된 연구에는 종종 특수 데이터 수집 장비가 필요합니다. 작은 동물 수술에 일반적으로 사용되는 마취 기화기의 두 가지 일반적인 유형이 있습니다. 전통적인 마취 기화기는 대기압 및 가스 흐름1,2,3,4,5,6,7,8,9,10에기초한 휘발성 마취제의 수동기화에의존한다. 0.5L/min에서 10L/min의 유량으로 작동하도록 설계되어 대형 동물모델(11)에이상적입니다.
우리는 최근에 기존의 기화기(12) 및13에비해 저유동 디지털 기화기의 효과를 입증했다. 저유동 디지털 마취 시스템은 동물의 분부14,15,16의매우 낮은 유량으로 코 콘에 동물을 유지하는 데 사용할 수 있습니다.
디지털 마취 시스템을 사용하는 데는 많은 이점이 있습니다. 캐리어 가스로 사용하기 위해 주변 공기를 끌어들이는 내장 펌프가 내장되어 있습니다. 이를 통해 사용자는 압축 가스를 사용하지 않고 마취를 투여할 수 있습니다. 최근 연구17,18 캐리어 가스로 산소 대신 공기를 사용 하 여 많은 절차에 도움이 될 수 있습니다 제안 했다.
생리적 모니터링 및 온난화 기능은 디지털 저유량 마취 시스템에설치할 수도 있습니다. 대부분의 기관에서동물 온난화 및 생리적 모니터링은 기관 동물관리및 이용위원회(19,20,21,22)에의해 요구된다. 마취제의 생리적 효과를 비교한 연구는 체온, 심장 기능 및 호흡기기능(23,24,25)의급격한우울증을보였다. 동물을 온난화 패드에 배치하여 정상 체온을 모니터링하고 유지하려면 종종 필요합니다. 따뜻한 온수기, 전기 난방 패드 및 열등과 같은 동물 온난화 방법은 많지만 각각에는 상당한 단점이 있습니다. 동물 온난화의 다른 방법을 비교 하는 연구에서, 원 적외선 온난화 가장 유익한 것으로 나타났습니다26. 디지털 기화기는 특정 동물 체온을 유지하기 위해 가정용 원적외선 온난화에 내장되어 있습니다. 이렇게 하면 추가 온난화 패드 컨트롤러에 대한 요구가 제거됩니다.
맥박 산소측정은 체온을 모니터링하는 것 외에도 동물의 심박수와 산소 포화도를 모니터링하는 인기 있는 방법입니다. 이 비침습적 방법은 간단하고 정확하며, 혈액 산소화 수준을 조절하는 동물의 능력에 대한 전반적인 평가를 제공합니다. 펄스 암소측정을 위한 발 센서는 이전에2를시연한 바와 같이 마취 시스템에 연결할 수 있다.
기계적 환기는 동물이 마취기간이 길거나 동물의 호흡 패턴을 제어해야 할 때 종종 필요합니다. 저유동 디지털 기화기는 압력 또는 볼륨 제어에서 제어된 호흡을 전달할 수 있는 능력을 가지고 있습니다. 통합 된 인공 호흡기는 외부 인공 호흡기 및 과도한 튜브 설정 요구 사항에 대한 필요성을 제거합니다.
이러한 모든 일반적인 모니터와 기능이 단일 장비로 결합되므로 튜브 설정이 실질적으로 간소화됩니다. 이 프로토콜의 목적은 올인원 디지털 마취 시스템의 설정 및 사용을 입증하는 것입니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Intubation Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>ETM-MSE</td>
			<td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td>
			<td>Henry Schein, Inc.</td>
			<td>1182097</td>
			<td>Glass bottle 250mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-03</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank</td>
			<td>Indiana Oxygen Company</td>
			<td>23-160246</td>
			<td>Medical Grade O2 99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RoVent Automatic Ventilator</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-04</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SOMNO-MSEKIT</td>
			<td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

저유동 디지털 기화기는 일반적으로 주사기 펌프를 사용하여 휘발성 마취제를 반송가스 스트림으로 직접 관리합니다. 동물 복지 권고에 따라 동물은 마취를 요구하는 시술 중에 따뜻해지고 모니터링됩니다. 일반적인 마취 및 생리 적 모니터링 장비에는 가스 탱크, 마취 기화기 및 스탠드, 온난화 컨트롤러 및 패드, 기계 환기기 및 맥박 산소계가 포함됩니다. 컴퓨터는 데이터 수집 및 장비 소프트웨어를 실행하는 데도 필요합니다. 작은 공간에서 또는 현장 작업을 수행할 때 제한된 공간에서 이 모든 장비를 구성하는 것이 어려울 수 있습니다.
이 프로토콜의 목표는 압축 산소와 실내 공기를 모두 사용하는 저류 디지털 기화기의 사용 모범 사례를 시연하는 것이며, 통합 기계식 인공호흡기, 맥박 산소계 및 원적외선 온난화를 설치류에 이상적인 올 인클루시브 마취 및 생리적 모니터링 제품군으로 사용하는 것입니다.

10주 된 남성, 야생형 C57Bl6j 마우스의 무게는 25.41± 0.8g의 마우스가 이 연구에 사용되었다. 마우스는 마취및 코 콘에 유지되거나 삽관하였으며 심박수와 산소 포화도를 모니터링하는 동안 1.5-2.5%의 이소플루란을 가진 통합 기계 식 인공호흡기에서 유지관리되었다. 동물들은 미세 절연 조정에 그룹 수용되었고, 병으로 표준 설치류 차우와 물에 무료로 접근할 수 있었습니다.
심박수 및 SpO2는 맥박 산소측정을 통해 유지 보수 중에 모니터링하였다(도5, 도 6,및 도 7,). 체온은 적외선 가열 패드 및 열램프를 통해 36.5-37.5 °C에서 유지되었습니다. 환기 동물은 통합 코 콘을 가진 삽관 스탠드를 통해 삽관 절차 도중 이소플루란의 연속납품을 수신했습니다. 각 마우스는 15분 동안 실내 공기(RA) 또는 산소(O2)의 141mL/min을 초과하지않는 낮은 유량으로 코 콘에 성공적으로 환기 또는 유지관리되었다. 동물의 심박수와 혈액 산소 포화도는 모든 그룹에 대한 측정에서 몇 가지 중요한 변화와 함께 안정적으로 유지되었습니다. SpO2는 모든 그룹에 대해 82-99 % 사이로 유지되었으며 체온은 36.5-37.5 ° C 사이에서 유지되었습니다. 우리는 펄스 옥시미터와 체온의 두 위치가 SpO2 측정에 영향을 미치는 것을 관찰했습니다. 우리는 펄스 옥시미터에서 무효 판독을 관찰하는 경우, 우리는 코어 체온을 안정적으로 유지하기 위해 센서및 가열 수준의 배치를 조정했다.
본페로니 보정을 하는 양방향 ANOVA는 도 5, 도 6및 도 7에서데이터의 중요성을 결정하기 위해 수행되었다. p-값0.05 미만은 중요한 것으로 간주되었습니다. 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> 그림 1: 마취 유도 및 코 콘 유지 보수를 위한 튜브 설정 다이어그램. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> 그림 2: 마취 유도, 삽관 및 환기를 위한 튜브 설정 다이어그램. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> 도 3: 마우스는 통합 코 콘을 가진 관착 스탠드를 통해 관관 절차 도중 이소플루란의 연속 납품을 수신하였다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> 그림 4: 뒷발 위에 통합 펄스 산소계 센서 배치. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> 그림 5: 15분 이상 평균 심박수 ± 실내 공기(RA) 또는 100%산소(O2)가코 콘을 통해 전달되거나 기관관(n=5/그룹)을 통해 환기됩니다. 그룹 간에 는 큰 차이가 관찰되지 않았습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> 그림 6: 저유질 마취 시스템으로 초기 마취 유도 후 기록된 심박수 값(bpm). 평균 심박수 값은 15분 동안 30초 간격으로 계산됩니다. 각 데이터 포인트는 각 그룹의 모든 동물의 ± SD(n=5)를 나타냅니다. 심박수에 있는 중요한 변경은 어떤 단에 있는 15 분 기간 동안 관찰되지 않았습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> 그림 7: 조직 산소 포화 수준 (%) 낮은 유량 마취 시스템으로 초기 마취 유도 후. 평균 SpO2 값은 15분 동안 30초 간격으로 계산됩니다. 각 데이터 포인트는 각 그룹의 모든 동물의 ± SD(n=5)를 나타냅니다. SpO2의 중요한 변화는 어떤 그룹에서도 15분 동안 관찰되지 않았다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

여기서, 우리는 통합 된 인공 호흡기 및 생리 모니터링 모듈을 갖춘 디지털, 저류 마취 시스템을 사용하여 마우스에게 마취 가스를 안전하고 효과적으로 투여하는 프로토콜을 제시합니다.

설치류를 위한 통합 저유량 마취 기화기, 인공호흡기 및 생리적 모니터링 시스템 사용

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

This protocol highlights best uses for an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite that includes a Low-Flow Electronic Vaporizer, an integrated ventilator, a pulse oximeter and a Far Infrared Warming Pad. This methodology is useful for any facility with limited bench or lab space. An all-in-one system also eliminates the need for compressed gas tanks and separate physiological monitoring equipment.Demonstrating the procedure will be Luke Schepers, a Biomedical Engineering PhD student at Purdue University. To set up the Low-Flow Vaporizer, select a carrier gas source, and remove the red cap from the inlet port on the back of the system to allow the system to take in room air. If using a compressed gas source, use a pressure regulator and pressure reducer set to 15 pounds per square inch.And connect the device to the compressor gas port on the back of the system. Connect the charcoal canister to the exhaust port. And connect the accessory connector to the inspiratory and expiratory ports on the front of the system.Connect the induction chamber to the branches with blue clips, and the nose cone to the branches with white clips. To set up the integrated ventilator, connect the intubation connector tubing to the branches with the yellow clips. To calibrate the ventilator dead space on the Vent Run Screen, touch Setup and Calibration and Tests then select Measure dead space and press Dial B.To set up the integrated pulse oximeter, connect the sensor of the mouse stat port on the back of the system.To set up the Far Infrared Warming Pad, connect the warming pad to the pad power port on the front of the system. Then connect one sensor to the body sensor port and the other to the pad sensor port and secure the pad sensor to the warming pad. To configure the system settings for anesthesia delivery in the Anest Run Screen, touch Setup and select the anesthetic agent.Touch, Type anest and turn Dial B to select isoflurane or sevoflurane. To set this syringe size, touch Syringe size and turn Dial B to select a size. Touch Back to return to the Anest Run Screen and use the bottle top adapter to fill the syringe with anesthetic.Connect the syringe to the anesthesia system and touch Remove to move the pusher block backwards as necessary. To prime the syringe, press and hold prime to move the pusher block forward until the block just touches the top of the syringe plunger. To set up the mechanical ventilation, open the Vent Run Screen tab and press Setup.Press Body weight, and enter the weight of the animal. Then press Priority to select volume or pressure controlled ventilation. The appropriate respiratory rate and tidal volumes will be automatically set.To set the pulse oximetry parameters, open the Oxy run screen tab and press Setup. press Minimum HR and turn Dial B to set the minimum allowed heart rate reading. To set the warming parameters in the warm run screen, press Setup and select a warming method and a target temperature setting.To anesthetize the mouse from the Anest Run Screen, touch Induction to begin the airflow. The default induction flow rate is 500 milliliters per minute. Turn Dial A to adjust the flow rate as necessary.Place the mouse in the induction chamber and close the lid tightly. Adjust the anesthetic agent concentration dial to 3%for isoflurane. The default induction flow rate is 500 milliliters per minute.Turn Dial A to adjust the flow rate as necessary. Press Deliver to begin anesthetic delivery. Once the animal is sufficiently anesthetized, touch Induction again, then Flush chamber to reduce residual anesthetic gas in the chamber.Open the clips leading to the nose cone and close the clips leading to the chamber. Touch Nose cone to begin the airflow and immediately fit the nose cone onto the animal. Center the animal on the Infrared Warming Pad then insert the animal sensor as a rectal probe to control the body temperature.To initiate the mechanical ventilation, place the anesthetized animal on the intubation stage and use a thread fixed to the vertical intubation stage to suspend the animal from its upper incisors. Gently displays the animal's tongue to the side and use the lights provided in the innovation kit to visualize the trachea. Carefully insert the endotracheal tube.Correct placement can be verified by connecting a small air bladder to the tube and checking for lung inflation. Touch Stop nose cone to stop the airflow, close the clips to the nose cone and open the clips to the ventilation tubing. Connect the endotracheal tube to the ventilation tubing and touch Start ventilator to begin the ventilation.To begin the physiological monitoring, lightly clip the sensor onto one hind paw of the animal, the pulse oximeter will automatically begin reading the heart rate and the blood oxygen saturation. Touch the Oxy run screen tab to view the pulse oximetry data. The heart rate and the blood oxygen saturation can be monitored during maintenance via pulse out symmetry.In this representative analysis, the animal's heart rates and blood oxygen saturation remained stable with few significant changes observed in either measurement for all of the groups. And with the blood oxygen saturation remaining between 82 to 99%This technique allows researchers to deliver anesthesia with lower flow rates and without the need for compressed gas. Lower flow rates lead to less gas waste and less exposure for research personnel.