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* These authors contributed equally
Este protocolo describe un método eficiente para disociar el esputo en una suspensión de una sola célula y la posterior caracterización de subconjuntos celulares en plataformas citométricas de flujo estándar.
El esputo, ampliamente utilizado para estudiar el contenido celular y otras características microambientales para comprender la salud del pulmón, se analiza tradicionalmente utilizando metodologías basadas en citología. Su utilidad es limitada porque la lectura de las diapositivas requiere mucho tiempo y requiere personal altamente especializado. Además, los desechos extensos y la presencia de demasiadas células epiteliales escamosas (SEC), o células de la mejilla, a menudo hacen que una muestra sea inadecuada para el diagnóstico. Por el contrario, la citometría de flujo permite el fenotipado de alto rendimiento de las poblaciones celulares, al tiempo que excluye los desechos y las SEC.
El protocolo presentado aquí describe un método eficiente para disociar el esputo en una suspensión de una sola célula, teñir y fijar poblaciones celulares, y adquirir muestras en una plataforma citométrica de flujo. Aquí se presenta una estrategia de cierre que describe la exclusión de escombros, células muertas (incluidas las SEC) y dobletes celulares. Además, este trabajo también explica cómo analizar células viables de esputo único basadas en un grupo de poblaciones positivas y negativas de diferenciación (CD)45 para caracterizar subconjuntos de linaje hematopoyético y epitelial. También se proporciona una medida de control de calidad mediante la identificación de macrófagos específicos del pulmón como evidencia de que una muestra se deriva del pulmón y no es saliva. Finalmente, se ha demostrado que este método se puede aplicar a diferentes plataformas citométricas proporcionando perfiles de esputo de un mismo paciente analizados en tres citómetros de flujo; Navios EX, LSR II y Lyric. Además, este protocolo se puede modificar para incluir marcadores celulares adicionales de interés. Aquí se presenta un método para analizar una muestra completa de esputo en una plataforma citométrica de flujo que hace que el esputo sea susceptible de desarrollar diagnósticos de alto rendimiento de enfermedad pulmonar.
Los avances técnicos en el hardware y el software de los citómetros de flujo han permitido identificar muchas poblaciones celulares distintas simultáneamente1,2,3,4. La utilización del citómetro de flujo en la investigación de células hematopoyéticas, por ejemplo, ha llevado a una comprensión mucho mejor del sistema inmune2 y la jerarquía celular del sistema hematopoyético5, así como a la distinción diagnóstica de una multitud de cánceres sanguíneos diferentes6,7,8.....
Todos los pasos del procesamiento del esputo se realizan en un gabinete de seguridad biológica con el equipo de protección personal adecuado.
1. Preparación del reactivo antes de iniciar la disociación del esputo
Este protocolo se desarrolló teniendo en cuenta un entorno de laboratorio clínico. El enfoque durante el desarrollo del protocolo fue en la simplicidad, la eficiencia y la reproducibilidad. Se encontró que el paso más lento en el procesamiento del esputo era contar las células. Por lo tanto, el protocolo está configurado de tal manera que el procesamiento del esputo y el etiquetado celular se pueden realizar independientemente del recuento de células sin pérdida de tiempo. Luego se puede obtener un recuento celul.......
El contenido celular del esputo incluye una gran variedad de células de gran alcance, a menudo acompañadas de una gran cantidad de escombros37. Además, el análisis del esputo requiere un control de calidad que confirme que la muestra se recoge del pulmón en lugar de de la cavidad oral38. Por lo tanto, no es tan sencillo analizar el esputo por citometría de flujo como lo es para la sangre, por ejemplo, que libera una suspensión celular mucho más limpia y homogénea. .......
Queremos agradecer a David Rodríguez por su ayuda con la preparación de la figura. Las muestras de esputo se ejecutaron en el BD LSR II en el UT Health San Antonio Flow Cytometry Shared Resource Facility, con el apoyo de UT Health, NIH-NCI P30 CA054174-20 (CTRC en UT Health) y UL1 TR001120 (subvención de CTSA).
....Name | Company | Catalog Number | Comments |
1% Paraformaldehyde Flow-Fix | Polysciences | 25037 | |
100 µM nylon cell strainers, Falcon #352360 | Fisher Scientific | 08-771-19 | |
3 M NaOH | EMD | SX0593-1 | |
50 mL conical falcon tube | Fisher Scientific | 14-432-22 | |
Alexa488 anti-human CD19 | BioLegend | 302219 | |
Alexa488 anti-human CD3 | BioLegend | 300415 | |
Alexa488 anti-human cytokeratin | BioLegend | 628608 | |
Alexa488 PanCK, CD3, and CD19 Isotype | BioLegend | 400129 | |
BV510 anti-human CD45 | BioLegend | 304036 | |
CD66b FITC isotype | BD Biosciences | 555748 | |
CompBead Plus Compensation Beads | BD Biosciences | 560497 | |
Corning Polystyrene dispoable sterile bottle 250 mL | Fisher Scientific | 09-761-4 | |
Corning Polystyrene dispoable sterile bottle 500 mL | Fisher Scientific | 09-761-10 | |
CS&T beads | BD Biosciences | 655051 | |
DTT | Fisher Scientific | BP172-5 | |
FITC anti-human CD66b | GeneTex | GTX75907 | |
Fixable Viability Stain | BD Biosciences | 564406 | |
FlowCheck | Beckman Coulter | A69183 | |
FlowSet | Beckman Coulter | A69184 | |
HBSS | Fisher Scientific | 14-175-095 | |
NAC | Sigma-Aldrich | A9165 | |
NIST Beads, 05 μM | Polysciences | 64080 | |
NIST Beads, 20 μM | Polysciences | 64160 | |
NIST Beads, 30 μM | Polysciences | 64170 | |
PE anti-human CD45 | BioLegend | 304039 | |
PE-CF594 anti-human EpCAM | BD Biosciences | 565399 | |
PE-CF594 CD206/EpCAM Isotype | BD Biosciences | 562292 | |
PE-CR594 anti-human CD206 | BD Biosciences | 564063 | |
Sodium citrate dihydrate | EMD | SX0445-1 | |
Trypan Blue solution, 0.4% | Fisher Scientific | 15250061 |
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