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Ici, une méthode est décrite pour déterminer l’affinité de liaison (KD) des anticorps radiomarqués aux antigènes immobilisés. KD est la constante de dissociation d’équilibre qui peut être déterminée à partir d’une expérience de liaison à saturation en mesurant la liaison totale, spécifique et non spécifique d’un anticorps radiomarqué à différentes concentrations à son antigène.
La détermination de l’affinité de liaison (KD) est un aspect important de la caractérisation des anticorps radiomarqués (rAb). Typiquement, l’affinité de liaison est représentée par la constante de dissociation d’équilibre, KD, et peut être calculée comme la concentration d’anticorps à laquelle la moitié des sites de liaison d’anticorps sont occupés à l’équilibre. Cette méthode peut être généralisée à n’importe quel anticorps radiomarqué ou à d’autres échafaudages protéiques et peptidiques. Contrairement aux méthodes cellulaires, le choix d’antigènes immobilisés est particulièrement utile pour valider les affinités de liaison après stockage à long terme des anticorps, distinguer les affinités de liaison des bras de la région de liaison à l’antigène fragmentaire (Fab) dans les constructions d’anticorps bispécifiques et déterminer s’il existe une variabilité dans l’expression de l’antigène entre les différentes lignées cellulaires. Cette méthode consiste à immobiliser une quantité fixe d’antigène dans des puits spécifiés sur une plaque cassable de 96 puits. Ensuite, la liaison non spécifique a été bloquée dans tous les puits avec de l’albumine sérique bovine (BSA). Par la suite, le rAb a été ajouté dans un gradient de concentration à tous les puits. Une gamme de concentrations a été choisie pour permettre au rAb d’atteindre la saturation, c’est-à-dire une concentration d’anticorps à laquelle tous les antigènes sont continuellement liés par le rAb. Dans les puits désignés sans antigène immobilisé, une liaison non spécifique du rAb peut être déterminée. En soustrayant la liaison non spécifique de la liaison totale dans les puits avec l’antigène immobilisé, la liaison spécifique du rAb à l’antigène peut être déterminée. Le KD du rAb a été calculé à partir de la courbe de liaison de saturation résultante. À titre d’exemple, l’affinité de liaison a été déterminée à l’aide de l’amivantamab radiomarqué, un anticorps bispécifique pour les protéines du récepteur du facteur de croissance épidermique (EGFR) et de transition mésenchymateuse-épithéliale cytoplasmique (cMET).
Les anticorps radiomarqués (rAb) ont une variété d’utilisations en médecine. Alors que la majorité sont utilisés en oncologie comme agents d’imagerie et thérapeutiques, il existe des applications d’imagerie pour l’inflammation liée à la rhumatologie, la cardiologie et la neurologie1. L’imagerie rAbs a une sensibilité élevée pour détecter les lésions et a le potentiel d’aider à la sélection des patients pour le traitement 2,3,4,5. Ils sont également utilisés pour la thérapie en raison de leur spécificité pour leurs antigènes respectifs. Dans une stratégie connue sous le nom de théranostique, le même rAb est utilisé à la fois pour l’imagerie et le traitement6.
Idéalement, l’anticorps choisi pour le radiomarquage est déjà prouvé pour avoir une affinité et une spécificité de liaison élevées en utilisant des méthodes non radiomarquées. Le radiomarquage des anticorps peut être réalisé par modification chimique directe des anticorps avec un radionucléide qui forme des liaisons covalentes stables (par exemple, l’iode radioactif), ou indirectement par conjugaison avec des chélateurs qui se coordonnent ensuite avec les radiométaux 7,8. Le radiomarquage direct, comme celui de l’iode radioactif, modifie spécifiquement les résidus de tyrosine et d’histidine sur l’anticorps. Si ces résidus sont importants pour la liaison à l’antigène, alors cette radioconjugalisation modifierait l’affinité de liaison. Inversement, il existe de multiples protocoles établis pour la conjugaison et le radiomarquage indirect des anticorps. Par exemple, un chélateur commun utilisé pour lier le zirconium-89 (89Zr) pour l’imagerie TEP des anticorps est la p-isothiocyanatobenzyl-desferrioxamine (DFO), qui est conjuguée au hasard aux résidus de lysine de l’anticorps 9,10. S’il y a des résidus de lysine dans la région de liaison à l’antigène, la conjugaison à ces sites pourrait entraver stériquement la liaison à l’antigène et donc compromettre la liaison anticorps-antigène. Ainsi, les différentes méthodes de radioconjugation utilisées pour le radiomarquage indirect ou direct des anticorps peuvent potentiellement affecter l’immunoréactivité, définie comme la capacité de l’anticorps radioconjugué à se lier à son antigène 7,11. Les méthodes de conjugaison spécifiques au site peuvent contourner cette limitation, mais ces techniques nécessitent une ingénierie des anticorps pour incorporer des résidus de cystéine supplémentaires ou une expertise dans les réactions enzymatiques sur les résidus de glucides 12,13,14,15,16. Une fois qu’un anticorps est radiomarqué, il est important de vérifier si l’immunoréactivité est retenue dans le cadre de la caractérisation du rAb. Une façon de mesurer l’immunoréactivité consiste à déterminer l’affinité de liaison du rAb.
Le but de ce protocole est de décrire un processus de détermination de l’affinité de liaison pour les rAbs à l’aide d’un test de saturation radioligand établi pour quantifier la liaison rAb-antigène. La tendance contraignante est décrite à la figure 1. La quantité d’antigène liée augmentera à mesure que plus de rAb est ajouté à une quantité fixe d’antigène immobilisé. Une fois que tous les sites de liaison à l’antigène sont saturés, un plateau sera atteint et l’ajout de rAbs supplémentaires n’aura aucun effet sur la quantité d’antigène lié. Dans ce modèle, la constante de dissociation d’équilibre (KD) est la concentration d’anticorps qui occupe la moitié des récepteurs de l’antigène17. Le KD représente la façon dont un anticorps se lie à sa cible avec un KD inférieur correspondant à une affinité de liaison plus élevée. Il a déjà été rapporté qu’un rAb idéal devrait avoir un KD de 1 nanomolaire ou moins18. Cependant, des rAbs plus récents ont été développés avec KD dans la gamme des nanomolaires bas et sont considérés comme appropriés pour les applications d’imagerie noninvasives 19,20,21,22. Un autre paramètre qui peut être déterminé dans le test de saturation radioligand de rAbs est Bmax, qui correspond à la quantité maximale de liaison à l’antigène. Bmax peut être utilisé pour calculer le nombre de molécules d’antigène si nécessaire.
Figure 1 : Courbe de liaison de saturation représentative. Le pourcentage d’antigène lié est tracé en fonction de concentrations croissantes d’anticorps ajoutés à une quantité fixe d’antigène. Les pop-outs montrent la liaison à différents points. La concentration et la liaison correspondant respectivement à KD et Bmax sont indiquées. Cette figure a été créée avec BioRender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Ce test est particulièrement important pour les constructions d’anticorps bispécifiques radiomarqués afin de déterminer le KD pour chaque segment de la région de liaison à l’antigène (Fab) du bras de liaison des anticorps bispécifiques radiomarqués avec leurs antigènes respectifs. Ce protocole peut être utilisé pour déterminer le KD de chaque bras Fab séparément sur les antigènes immobilisés afin de caractériser indépendamment si l’affinité de liaison de chaque bras Fab pour son antigène respectif a été affectée après radioconjugation. Ce protocole est démontré par l’utilisation de l’amivantamab radiomarqué, un anticorps bispécifique pour le récepteur du facteur de croissance épidermique (EGFR) et les protéines de transition mésenchymateuse-épithéliale cytoplasmique (cMET)19. Des anticorps radiomarqués à un seul bras, où un bras Fab se lie à l’EGFR (α-EGFR) ou au cMET (α-cMET) et l’autre bras Fab est un contrôle d’isotype, ont également été utilisés comme exemples19. Ce protocole est également approprié pour tout anticorps radiomarqué avec un antigène connu qui peut être immobilisé. Dans ce protocole, une série de dilution du rAb est ajoutée à une quantité fixe d’antigène immobilisé dans des puits désignés spécifiques à chaque bras Fab du rAb. Le rAb est également ajouté aux puits qui n’ont été bloqués qu’avec de l’albumine sérique bovine (BSA), sans antigène, pour déterminer la liaison non spécifique. Pour déterminer la liaison spécifique, la liaison non spécifique à l’antigène immobilisé est soustraite de la liaison rAb totale. La courbe de liaison de saturation résultante est ensuite utilisée pour déterminer KD, comme décrit ci-dessus.
L’un des avantages de cette méthode est une reproductibilité plus élevée lors de l’utilisation d’antigènes purifiés par rapport à l’utilisation de lignées cellulaires comme source d’antigènes, étant donné que les niveaux d’expression de l’antigène pourraient être affectés pendant la culture cellulaire et que différentes lignées cellulaires ont des niveaux variables d’expression de l’antigène. Dans le cas des anticorps bispécifiques radiomarqués, les lignées cellulaires qui n’expriment que l’un des antigènes sans l’autre peuvent ne pas être disponibles, ce qui rendrait la caractérisation de l’affinité de liaison des bras Fab individuels très difficile. Notamment, le principal avantage de la méthode de dosage de saturation radioligand par rapport aux méthodes non radiomarquées est la caractérisation spécifique de l’affinité de liaison du rAb sans la contribution de la fraction non conjuguée du rAb. À la connaissance des auteurs, il n’existe actuellement aucune technique de purification pour séparer le rAb de son anticorps parent non conjugué. Compte tenu de la taille relativement petite du chélateur et du radionucléide, leur contribution au poids moléculaire global du rAb est insignifiante en chromatographie d’exclusion de taille. Ainsi, le produit généré à partir de toute technique de radiomarquage est presque toujours un mélange du rAb et de son anticorps parent non conjugué. La caractérisation de l’affinité de liaison à l’aide du test de saturation radiomarqué garantit que le produit testé est uniquement le rAb.
REMARQUE : Reportez-vous à la figure 2 pour obtenir une représentation graphique du protocole.
Figure 2 : Schéma du protocole. Les étiquettes de ligne et de colonne sont indiquées comme guide pour la mise en place de la plaque cassable à 96 puits. La liaison anticipée est montrée dans un puits d’exemple pour l’antigène et le BSA. La flèche incurvée désigne le rAb qui devrait être lavé des puits avec BSA seulement. Cette figure a été créée avec BioRender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
1. Préparation du tampon
2. Immobilisation des antigènes
3. Blocage des sites non spécifiques avec BSA
4. Dilutions en série et ajout de la solution de rAb
ATTENTION : Les étapes suivantes concernent la radioactivité. Les étapes ne devraient être effectuées que par les personnes ayant reçu une formation en radioprotection. Les chercheurs devraient doubler le gant et effectuer des étapes avec un blindage adéquat.
5. Plaques de lavage et dosage de la radioactivité
6. Analyse des données
REMARQUE: Les fichiers supplémentaires contiennent des feuilles de calcul et des modèles d’analyse statistique correspondants pour l’analyse et le traçage des données.
Cette méthode calcule l’affinité de liaison (KD) pour un rAb sur la base du test de liaison de saturation où différentes concentrations de rAb ont été ajoutées à une quantité fixe d’antigène immobilisé. La courbe de liaison doit suivre une croissance logarithmique où elle est initialement raide, puis plafonne à mesure que l’antigène est saturé. Pour s’assurer que le KD déterminé est exact, les concentrations de rAb doivent être suffisamment élevées pour atteindre la satur...
Dans le cadre du développement des rAbs, il est important de s’assurer qu’un rAb se lie spécifiquement à sa cible avec une affinité de liaison élevée. La détermination de l’affinité de liaison peut indiquer si l’immunoréactivité du rAb est affectée par la radioconjugation par le biais du test de saturation radioligand utilisant un antigène immobilisé. La détermination de la liaison du rAb à la BSA peut être utilisée pour quantifier la liaison non spécifique afin de mesurer plus précisément la ...
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.
Les auteurs remercient 3D Imaging pour la production de [89Zr]Zr-oxalate et le Dr Sheri Moores de Janssen Pharmaceuticals pour avoir fourni des anticorps.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A9647 | |
Gamma Counter | Hidex | Hidex Automatic Gamma Counter | |
GraphPad Prism Software | GraphPad | version 9.2; used for statistical analyses in this study | |
Immuno Breakable MaxiSorp 96-well plates | Thermo Scientific | 473768 | |
Microplate Sealing Tape | Corning | 4612 | |
Microsoft Excel | Microsoft | ||
Phosphate Buffered Saline (PBS) | Gibco | 14190144 | |
Sodium Bicarbonate | JT Baker | 3506-01 | |
Sodium Carbonate | Sigma-Aldrich | S7795 | |
Tween-20 | Sigma-Aldrich | P7949 |
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