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Aquí, describimos un modelo de ratón ortotópico preclínico para GBM, establecido por inyección intracraneal de células derivadas de tumores modelo de ratón genéticamente modificados. Este modelo muestra las características de la enfermedad del GBM humano. Para estudios traslacionales, el tumor cerebral de ratón se rastrea mediante resonancia magnética in vivo e histopatología.
Los modelos de ratón genéticamente modificados (GEM) para el glioblastoma multiforme humano (GBM) son fundamentales para comprender el desarrollo y la progresión de los tumores cerebrales. A diferencia de los tumores de xenoinjerto, en los GEM, los tumores surgen en el microambiente nativo en un ratón inmunocompetente. Sin embargo, el uso de GBM GEM en estudios de tratamiento preclínico es un desafío debido a las largas latencias tumorales, la heterogeneidad en la frecuencia de las neoplasias y el momento del desarrollo del tumor de grado avanzado. Los ratones inducidos a través de la inyección ortotópica intracraneal son más tratables para estudios preclínicos y conservan las características de los tumores GEM. Generamos un modelo de tumor cerebral ortotópico derivado de un modelo GEM con aberraciones Rb, Kras y p53 (TRP), que desarrolla tumores GBM que muestran focos lineales de necrosis por células neoplásicas y vascularización densa análoga al GBM humano. Las células derivadas de tumores GEM GBM se inyectan intracranealmente en ratones receptores de tipo salvaje y reproducen tumores de grado IV, evitando así el largo período de latencia tumoral en ratones GEM y permitiendo la creación de cohortes grandes y reproducibles para estudios preclínicos. Las características altamente proliferativas, invasivas y vasculares del modelo TRP GEM para GBM se recapitulan en los tumores ortotópicos, y los marcadores histopatológicos reflejan subgrupos de GBM humanos. El crecimiento del tumor se controla mediante resonancias magnéticas seriadas. Debido a la naturaleza invasiva de los tumores intracraneales en modelos inmunocompetentes, seguir cuidadosamente el procedimiento de inyección descrito aquí es esencial para prevenir el crecimiento de tumores extracraneales.
El glioblastoma (GBM; glioma grado IV) es el tumor cerebral más común y maligno, y las terapias actuales son ineficaces, lo que resulta en una mediana de supervivencia de 15 meses1. Los modelos preclínicos confiables y precisos que representan las complejas vías de señalización involucradas en el crecimiento y la patogénesis del tumor cerebral son esenciales para acelerar el progreso en la evaluación de nuevos regímenes terapéuticos para GBM. Los modelos de ratón en los que las líneas celulares de tumores cerebrales humanos se implantan por vía subcutánea en ratones inmunocomprometidos no reflejan el entorno inmune nativo de los tumores cerebrales, ni pueden usarse para evaluar la capacidad de la terapéutica para cruzar la barrera hematoencefálica2. Idealmente, los modelos preclínicos de ratón también deberían reproducir de cerca la histopatología del GBM humano, incluido el alto nivel de invasividad en el parénquima circundante3. Aunque los modelos de ratón genéticamente modificados (GEM) desarrollan tumores en el contexto de un sistema inmune intacto, a menudo se requieren esquemas de reproducción complicados, y los tumores pueden desarrollarse lenta e inconsistentemente4. Los modelos de aloinjertos derivados de GEM son más adecuados para estudios terapéuticos preclínicos, donde se necesitan grandes cohortes de ratones portadores de tumores en un período de tiempo más corto.
En un informe anterior, describimos un modelo ortotópico de ratón GBM derivado directamente de tumores GEM. La tumorigénesis en el GEM se inicia por eventos genéticos en poblaciones celulares (principalmente astrocitos) que expresan proteína ácida fibrilar glial (GFAP), que resultan en progresión a GBM. Estos TRP GEM albergan un transgén TgGZT121 (T), que expresa T121 después de la exposición a la recombinasa Cre impulsada por GFAP. La expresión de la proteína T121 da como resultado la supresión de la actividad de la proteína Rb (Rb1, p107 y p103). La coexpresión de un transgén Cre impulsado por GFAP (GFAP-CreERT2) dirige la expresión a los astrocitos adultos después de la inducción con tamoxifeno. Los ratones TRP también albergan un Kras mutante dependiente de Cre (KrasG12D; R) alelos, para representar la activación de la vía de la tirosina quinasa receptora, y son heterocigotos para la pérdida de Pten(P)5,6. Las aberraciones genéticas concurrentes en las redes receptoras tirosina quinasa (RTK), PI3K y RB están implicadas en el 74% de la patogénesis del GBM7. Por lo tanto, las vías de señalización primarias alteradas en el GBM humano están representadas por las mutaciones modificadas en ratones TRP, en particular tumores GBM, en los que se activan objetivos descendentes compartidos de RTK5.
El modelo ortotópico singénico derivado de GEM se validó como un modelo que recapitula las características de los tumores cerebrales humanos, incluida la invasividad y la presencia de biomarcadores de subtipo, para su uso como plataforma para evaluar la terapéutica del cáncer dirigida a vías aberrantes en GBM. Las células se cultivaron a partir de tumores cosechados de cerebros TRP y se reimplantaron en el cerebro de ratones de cepa compatible, utilizando equipos estereotácticos para la inyección intracraneal en la corteza. Este modelo ortotópico preclínico de ratón desarrolló tumores GBM que eran altamente celulares, invasivos, pleomórficos con una alta tasa mitótica y mostraban focos lineales de necrosis por células neoplásicas y vascularización densa, como se observa para el GBM humano. Los volúmenes y el crecimiento tumoral se midieron mediante imágenes de resonancia magnética (RM) in vivo .
En este informe, describimos la técnica óptima para la inyección intracraneal de células GBM primarias o líneas celulares en el cerebro de ratón de tipo salvaje, utilizando tumores TRP como ejemplo. El mismo protocolo puede adaptarse para ratones inmunocomprometidos y otras líneas celulares GBM. Se dan consejos cruciales para evitar errores comunes, como la preparación de células subóptimas o fugas de células en el lugar de inyección, y para usar correctamente el equipo estereotáctico para garantizar la reproducibilidad y confiabilidad del modelo. Para fines traslacionales, validamos el modelo mediante la detección por resonancia magnética del crecimiento de tumores cerebrales en animales vivos, la caracterización histológica y presentamos un ejemplo de tratamiento en ratones portadores de tumores.
El protocolo del estudio descrito aquí fue aprobado por el NCI en el Comité de Cuidado y Uso de Animales de Frederick. NCI-Frederick está acreditado por AAALAC International y sigue la Política del Servicio de Salud Pública para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. El cuidado de los animales se proporcionó de acuerdo con los procedimientos descritos en la "Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio" (Consejo Nacional de Investigación, 2011; The National Academies Press, Washington D.C.).
1. Preparación de células para inyección
NOTA: Las células primarias de tumores cerebrales de ratón (MBR) utilizadas para este modelo se aislaron originalmente de ratones TRP GEM inducidos por tamoxifeno, como se describe en El Meskini et al.5. Los detalles sobre la preparación de la célula se pueden encontrar en esta referencia.
2. Tensión del ratón
3. Configuración del área quirúrgica
NOTA: Todos los pasos quirúrgicos se llevan a cabo utilizando una técnica aséptica en un ambiente limpio y desinfectado. El cirujano debe usar batas y equipo de protección personal, incluida una máscara. Las herramientas quirúrgicas deben ser esterilizadas por calor antes de su uso.
4. Preparación del ratón para la cirugía
5. Inyección celular
6. Extracción de la aguja y cierre de la herida
Los ratones inyectados con células tumorales cerebrales deben ser monitoreados diariamente para detectar signos de crecimiento tumoral, como convulsiones, ataxia o pérdida de peso. El crecimiento del tumor cerebral también se puede controlar mediante una resonancia magnética a intervalos regulares. Las resonancias magnéticas semanales permiten visualizar el aumento de la carga tumoral dentro del cerebro y las mediciones del volumen tumoral (Figura 1C). En particular, los tumores TRP exh...
Los modelos preclínicos son esenciales para la evaluación de nuevas dianas terapéuticas y nuevas estrategias de tratamiento en GBM. Los modelos de ratón genéticamente modificados para GBM tienen la ventaja de la aparición de tumores en el sitio autóctono, pero a menudo con una latencia larga y un crecimiento tumoral impredecible13. Los tumores modelo GEM exhiben una latencia de 4-5 meses, y la ventana de tiempo ideal para la obtención de imágenes, el reclutamiento y el tratamiento es vari...
Los autores declaran no tener conflictos de intereses.
Agradecemos al Sr. Alan E. Kulaga su excelente asistencia técnica y a la Sra. Michelle L. Gumprecht el perfeccionamiento de las técnicas quirúrgicas. Agradecemos al Dr. Philip L. Martin por el análisis de patología y a la Sra. Lilia Ileva y al Dr. Joseph Kalen del Programa de Imágenes de Animales Pequeños del Laboratorio Nacional Frederick por las exploraciones por resonancia magnética.
Este proyecto ha sido financiado en su totalidad o en parte con fondos federales del Instituto Nacional del Cáncer, Institutos Nacionales de Salud, bajo el Contrato No. HHSN261201500003I. El contenido de esta publicación no refleja necesariamente las opiniones o políticas del Departamento de Salud y Servicios Humanos, ni la mención de nombres comerciales, productos comerciales u organizaciones implica el respaldo del Gobierno de los Estados Unidos.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
5% methylcellulose in 1X PBS, autoclaved | Millipore Sigma | M7027 | |
1mL Tuberculin Syringe, slip tip | BD | 309659 | |
6" Cotton Tipped Applicators | Puritan | S-18991 | |
Adjustable stage platform | David Kopf Instruments | Model 901 | |
Aerosol Barrier Tips | Fisher Scientific | 02-707-33 | |
Alcohol Prep Pads Sterile, Large - 2.5 x 3 Inch | PDI | C69900 | |
B6D2 mouse strain (C57Bl/6J x DBA/2J) | Jackson Laboratory | Jax #10006 | |
Bone Wax | Surgical Specialties | 901 | |
Bupivacaine 0.25% | Henry Schein | 6023287 | |
BuprenorphineSR | ZooPharm | n/a | |
Clear Vinyl Tubing 1/8ID X 3/16OD | UDP | T10004001 | |
CVS Lubricant Eye Ointment | CVS Pharmacy | 247881 | |
Disposable Scalpels, #10 blade | Scalpel Miltex | 16-63810 | |
Gas anesthesia machine with oxygen hook-up and anesthesia box | Somni Scientific | n/a | Investigator may use facility standard equipment |
Gas anesthesia platform for mice | David Kopf Instruments | Model 923-B | |
GraphPad Prism | Graphpad | Prism 9 version 9.4.1 | |
Hamilton 30 g needle, ½ “, small hub, point pst 3 | Hamilton | Special Order | |
Hamilton precision microliter syringe, 1701 RN, no needle 10 µL | Hamilton | 7653-01 | |
Hot bead sterilizer with beads | Fine Science Tools | 18000-45 | |
Invitrogen Countess 3 Automated Cell Counter | Fisher Scientific | AMQAX2000 | |
IsoFlurane | Piramal Critical Care | 29404 | |
Isopropyl Alcohol Prep Pads | PDI | C69900 | |
ITK_SNAP (Version 36.X, 2011-present) | Penn Image Computing and Science Laboratory (PICSL) at the University of Pennsylvania, and the Scientific Computing and Imaging Institute (SCI) at the University of Utah | ||
KOPF Small Animal Stereotaxic Instrument with digital readout console | David Kopf Instruments | Model 940 | |
Masterflex Fitting, PVDF, Straight, Hose Barb Reducer, 1/4" ID x 1/8" ID | Masterflex | HV-30616-16 | |
Mouse Heating Plate | David Kopf Instruments | PH HP-4M | |
Mouse Rectal Probe | David Kopf Instruments | PH RET-3-ISO | |
Nalgene Super Versi-Dry Surface Protectors | ThermoFisher Scientific | 74000-00 | |
P20 pipette | Gilson | F123600 | |
Povidone Iodine Surgical Scrub | Dynarex | 1415 | |
Reflex 9 mm Wound Clip Applicator | Fine Science Tools | 12031-09 | |
Reflex 9 mm Wound Clip Remover | Fine Science Tools | 12033-00 | |
Reflex 9 mm Wound Clips | Fine Science Tools | 12032-09 | |
Semken forceps, curved | Fine Science Tools | 11009-13 | |
Temperature Controller | David Kopf Instruments | PH TCAT-2LV | |
Trypsin-EDTA (0.25%) | ThermoFisher Scientific | 25200056 | |
Tuberculin Syringe with 25g needle, slip tip | BD | 309626 | |
UltraMicroPump 3 with Micro2T Controller | World Precision Instruments | Model UMP3T |
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