Dissezione della stria vascolare del topo adulto per sequenziamento di singoli nuclei o immunocolorazione

Riepilogo

La stria vasculare è vitale per la generazione del potenziale endococleare. Qui, presentiamo la dissezione della stria vasculare del topo adulto per il sequenziamento a singolo nucleo o l'immunocolorazione.

Abstract

Il potenziale endococleare, generato dalla stria vascolare, è essenziale per mantenere un ambiente favorevole alla meccanotrasduzione delle cellule ciliate appropriate e, infine, all'udito. Le patologie della stria vascolare possono causare una diminuzione dell'udito. La dissezione della stria vascolare adulta consente la cattura focalizzata del singolo nucleo e il successivo sequenziamento e immunocolorazione del singolo nucleo. Queste tecniche sono utilizzate per studiare la fisiopatologia della stria vascolare a livello unicellulare.

Il sequenziamento a singolo nucleo può essere utilizzato nell'ambito dell'analisi trascrizionale della stria vascolare. Nel frattempo, l'immunocolorazione continua ad essere utile nell'identificazione di specifiche popolazioni di cellule. Entrambi i metodi richiedono una corretta dissezione della stria vascolare come prerequisito, che può rivelarsi tecnicamente impegnativa.

Introduzione

La coclea è costituita da tre camere piene di liquido, la scala vestibuli, la scala media e la scala tympani. I vestiboli della scala e i timpani della scala contengono ciascuno perilinfa, che ha un'alta concentrazione di sodio (138 mM) e una bassa concentrazione di potassio (6,8 mM)¹. La scala media contiene endolinfa, che ha un'alta concentrazione di potassio (154 mM) e una bassa concentrazione di sodio (0,91 mM)^1,2,3. Questa differenza nella concentrazione di ioni può essere indicata come potenziale endococleare (EP) ed è generata principalmente dal movimento di ioni potassio attraverso vari canali ionici e giunzioni gap nella stria vascolare (SV) lungo la parete laterale della coclea 4,5,6,7,8,9,10,11 . La SV è un tessuto eterogeneo e altamente vascolarizzato che riveste l'aspetto mediale della parete laterale della coclea e contiene tre tipi cellulari principali: cellule marginali, intermedie e basali¹² (Figura 1).

Le cellule marginali sono collegate da giunzioni strette per formare la superficie più mediale della SV. La membrana apicale è rivolta verso l'endolinfa della scala media e contribuisce al trasporto di ioni potassio nell'endolinfa utilizzando vari canali, tra cui KCNE1/KCNQ1, SLC12A2 e Na+-K⁺-ATPasi (NKA)^5,10,13,14. Le cellule intermedie sono cellule pigmentate che risiedono tra le cellule marginali e basali e facilitano il trasporto del potassio attraverso la SV usando KCNJ10 (Kir 4.1)^15,16. Le cellule basali si trovano in prossimità della parete laterale della coclea e sono strettamente associate ai fibrociti del legamento a spirale per promuovere il riciclaggio del potassio dalla perilinfa¹². La patologia della SV è stata implicata in numerosi disturbi otologici^17,18. Le mutazioni nei geni espressi nei principali tipi di cellule SV, come Kcnq1, Kcne1, Kcnj10 e Cldn11, possono causare sordità e disfunzione SV, inclusa la perdita di EP 19,20,21,22,23. Oltre ai tre principali tipi di cellule, ci sono altri tipi di cellule meno studiati nella SV, come le cellule fusate 22, le cellule radicali^12,24, i macrofagi 25, i periciti 26 e le cellule endoteliali 27^, che hanno ruoli incompletamente definiti che coinvolgono l'omeostasi ionica e la generazione di EP ²⁸.

Rispetto al sequenziamento dell'RNA di massa, il sequenziamento dell'RNA a nucleo singolo (sNuc-Seq) fornisce informazioni sull'eterogeneità cellulare, piuttosto che una media di mRNA in un gruppo di cellule²⁹, e può essere particolarmente utile quando si studia l'eterogeneo SV³⁰. Ad esempio, sNuc-Seq ha prodotto un'analisi trascrizionale che suggerisce che potrebbe esserci un ruolo per le cellule del fuso e della radice nella generazione di EP, nella perdita dell'udito e nella malattia di Meniere¹⁸. Un'ulteriore caratterizzazione trascrizionale dei vari tipi di cellule SV può fornirci informazioni preziose sulla fisiopatologia alla base dei diversi meccanismi e sottotipi di fluttuazione dell'udito correlata alla SV e della perdita dell'udito. La raccolta di queste delicate strutture dell'orecchio interno è di fondamentale importanza per un'analisi ottimale dei tessuti.

In questo studio, viene descritto l'approccio di microdissezione per accedere e isolare la stria vascolare dalla coclea del topo adulto per sNuc-Seq o immunocolorazione. La dissezione della SV del topo adulto è necessaria per comprendere vari tipi di cellule SV e caratterizzare ulteriormente il loro ruolo nell'udito.

Protocollo

Tutti gli esperimenti e le procedure sugli animali sono stati eseguiti secondo i protocolli approvati dal Comitato per la cura e l'uso degli animali dell'Istituto nazionale di malattie neurologiche e ictus e dall'Istituto nazionale sulla sordità e altri disturbi della comunicazione, National Institutes of Health. Tutti i protocolli sperimentali sono stati approvati dall'Animal Care and Use Committee del National Institute of Neurological Diseases and Stroke e dal National Institute on Deafness and Other Communication Disorders, National Institutes of Health. Tutti i metodi sono stati eseguiti in conformità con le linee guida e i regolamenti pertinenti del Comitato per la cura e l'uso degli animali dell'Istituto nazionale di malattie neurologiche e ictus e dell'Istituto nazionale sulla sordità e altri disturbi della comunicazione, National Institutes of Health.

1. Eutanasia animale

1. Utilizzare topi transgenici C57BL/6J o Kcnj10-ZsGreen, giorno postnatale 30+ (P30+), che pesano tra 15-20 g.
2. Eutanasia di un topo adulto (età P30 o superiore) utilizzando un protocollo approvato (qui asfissia_{CO 2} ). Esegui la decapitazione come passaggio secondario.
   NOTA: In caso di immunocolorazione, alcuni anticorpi possono avere un segnale di fondo a causa del legame non specifico al sangue nei capillari della SV. La perfusione cardiaca con fissativo può risolvere questo problema rimuovendo il sangue dai capillari della SV. Tuttavia, la maggior parte degli anticorpi può ottenere buoni risultati senza questo metodo e non sarà coperto da questo protocollo.

2. Esporre il labirinto osseo

1. Pulire il mouse spruzzando con etanolo al 70% e strofinando con un tovagliolo di carta. Prestare particolare attenzione alla regione della testa per ridurre il rischio di contaminazione. Rimuovere la pelle dal cranio tirando la pelle verso il naso.
2. Usando forbici affilate, dividere il cranio lungo il piano mediosagittale per separare le porzioni sinistra e destra.
3. Rimuovere il cervello dal cranio per esporre il labirinto osseo.

3. Estrazione dell'orecchio interno

1. Identificare l'orecchio interno all'interno dell'osso temporale (Figura 2A) e raschiare via i nervi cranici usando una pinza #55.
   NOTA: L'utente deve stabilizzare il campione con la mano non dominante utilizzando una seconda serie di pinze #55. Diverse aree del campione possono essere afferrate con la pinza stabilizzatrice durante la dissezione se si evitano aree critiche del campione (ad esempio, non schiacciare la coclea).
2. Usando una pinza #55, sezionare la bulla e la capsula, staccandole dall'osso circostante. Rimuovere qualsiasi tessuto molle residuo dalla superficie dell'orecchio interno.
3. Trasferire il campione in un piatto di coltura tissutale trasparente contenente 1x PBS freddo (soluzione salina tamponata fosfato), pH 7,4, e posto sotto un ambito di dissezione (Figura 2B).

4. Dissezione SV

NOTA: Con la pratica, è possibile sezionare l'SV come un lungo pezzo simile a un nastro. L'SV è fragile, quindi se si rompe in pezzi, questi possono essere conservati insieme. In alternativa, questi possono essere conservati in pozzetti etichettati separatamente in base al loro turno (ad esempio, basale, medio, apicale).

1. Se le sorgenti luminose dell'oscilloscopio di dissezione possono essere spostate, posizionare una luce sopra il piatto e la seconda sorgente luminosa lateralmente, parallela alla superficie di dissezione. Ciò consente un migliore contrasto del tessuto sotto l'osso cocleare.
2. Usando una pinza #55, tenere il campione per la porzione vestibolare con la coclea rivolta verso l'alto.
3. Usando una pinza #55, perforare l'osso cocleare all'apice.
   NOTA: le pinze #5 sono più spesse delle #55 e possono essere utilizzate per rompere l'osso, ma l'aumento di dimensioni/forza sacrifica la finezza della pinza e la capacità di manipolare piccoli tessuti. Prendi in considerazione l'utilizzo di pinze realizzate con un materiale come inox o dumostar per evitare danni che possono verificarsi a pinze più delicate. Evitare di spingere la pinza troppo in profondità sotto l'osso per evitare di danneggiare la SV.
4. Usando una pinza #55, raschiare lungo la curva apicale (Figura 2C), applicando una forza delicata per staccare piccoli pezzi dello strato osseo esterno. Sollevare delicatamente l'osso e staccarlo dalla parete laterale.
   NOTA: Può essere utile pensare a questa dissezione come "rimuovere tutto dalla SV", piuttosto che "sezionare la SV dalla coclea".
5. Continuare a usare la pinza #55 per rimuovere pezzi di osso cocleare dai giri apicali e medi (Figura 2D,E). Spingendo delicatamente verso il basso la parete laterale, fare leva e rimuovere i pezzi di parete ossea verso la curva centrale per esporre la parete laterale delle curve apicali e centrali.
6. Continuando a usare la pinza #55, spingere delicatamente la parete laterale apicale, per esporre il ganglio a spirale. Staccare la parete laterale delle curve apicali e centrali dal ganglio a spirale lungo lo strato esterno delle cellule ciliate. Rimuovere pezzi di ganglio a spirale dall'interno della coclea.
   NOTA: Le pinze #55 sono più piccole e offrono un vantaggio quando si manipolano tessuti piccoli e delicati. È necessario prestare particolare attenzione per evitare di piegarli o danneggiarli.
7. Per avere un migliore accesso alla parete laterale del giro basale, staccare la coclea dalla porzione vestibolare dell'osso temporale usando una pinza #55. Metti la pinza # 55 nella finestra rotonda e ovale e spingi verso il basso verso il vestibolo. La coclea si staccherà. Rimuovere la porzione vestibolare dell'orecchio interno.
8. Continuando a usare la pinza #55, ora rimuovi pezzi di osso cocleare basale, a partire dall'area del giro centrale. Spingere delicatamente lo strato di parete laterale sotto l'osso per staccarlo.
9. Rimuovere la parte basale più lontana della parete laterale facendo leva e tirando delicatamente il tessuto. L'osso in questa regione può essere troppo spesso per essere rimosso senza danneggiare il tessuto molle sottostante.
10. Ora, con la parte basale della parete laterale staccata, separare il più possibile la parete laterale dalla coclea. Questo può essere fatto tracciando la pinza # 55 lungo la parete laterale. Spazzolare delicatamente la pinza tra l'osso e la parete laterale rimanente. Questo può essere fatto fino all'apice in un unico pezzo se l'utente è esperto. Spostare la parete laterale su PBS fresco.
    NOTA: Sebbene i pezzi più grandi di SV possano essere più facili da immaginare, data la natura delicata dei tessuti, possono essere presi pezzi più piccoli (Figura 2F, G) e, a seconda delle dimensioni, possono anche funzionare per l'imaging.
11. Utilizzare una pinza #55 per appoggiare la parete laterale piatta. La SV dovrebbe essere visibile come uno strato più scuro di tessuto sul lato interno della parete laterale.
    NOTA: Gli utenti possono scoprire, in particolare più vicino all'estremità apicale, che parte del tessuto SV si stacca accidentalmente dalla parete laterale durante la dissezione.
12. Sollevare delicatamente lo strato SV per staccarlo dalla parete laterale alla sua estremità basale (Figura 2H). Spingere delicatamente da parte l'SV staccato e spostare ulteriormente la pinza verso l'estremità apicale della parete laterale, staccando la SV come un lungo nastro, se possibile (Figura 2I). Non spremere l'SV con una pinza per tirarlo. Se il tessuto è troppo fragile per essere afferrato, può in alternativa essere raccolto utilizzando uno scoop di tessuto, come una curette di calazio.
    NOTA: lo spostamento dell'SV deve sempre essere effettuato al microscopio ottico per assicurarsi che non venga perso. Fai sempre attenzione quando afferri usando una pinza a causa del rischio di danni. Gli utenti possono scoprire che l'utilizzo di calazio curette mitiga il rischio di danni al tessuto SV. Per il sequenziamento di un singolo nucleo, procedere alla sezione 5. Per l'immunocolorazione SV, procedere al paragrafo 7.

5. Sospensione SV mononucleo

NOTA: Questo protocollo è adattato per il tessuto SV specificamente dal protocollo di sospensione a nucleo singolo di un produttore pubblicato. Possono essere utilizzate piattaforme di produttori diversi³¹. Data la variazione specifica della piattaforma, si consiglia di rivedere il protocollo specifico del produttore fornito con l'apparecchiatura. Per ottenere risultati ottimali per sNuc-Seq e ridurre al minimo la degradazione dell'RNA, più veloce è la dissezione dei tessuti, meglio è (raccomandata entro 15-20 minuti dall'eutanasia). Può essere utile eutanasia un animale alla volta e solo quando è pronto per sezionare. Avere più persone che lavorano contemporaneamente sulle dissezioni può anche eliminare il tempo di degradazione (ad esempio, un personale di laboratorio lavora sull'orecchio sinistro mentre un altro lavora sull'orecchio destro).

1. Se il tessuto SV sarà utilizzato per sNuc-Seq, porre il tessuto in tampone di lisi refrigerato (10 mM Tris-HCl, 10 mM NaCl, 3 mM MgCl², 0,005% nonidet P40 in acqua priva di nucleasi).
   NOTA: se il sequenziamento deve essere eseguito immediatamente dopo la dissezione, continuare il protocollo. Se si desidera mettere in pausa il protocollo, la conservazione della SV è possibile inserendo la SV in RNAlater. Conservare per una notte a 4 °C, quindi congelare in azoto liquido e conservare a -80 °C fino al momento dell'uso. Quando è pronto per l'uso, scongelare e lavare due volte in PBS per 5 minuti ciascuno, quindi procedere con l'omogeneizzazione (passaggio 5.2).
2. Omogeneizzare il tessuto in un omogeneizzatore dounce da 2 ml con 10-20 colpi di ghiaccio.
   NOTA: Il cilindro di vetro entrerà manualmente in contatto con il fondo del tubo di vetro, frammentando l'SV. L'SV è delicato, quindi 20 colpi di solito raggiungono un'omogeneizzazione di successo.
3. Lisare il tessuto sul ghiaccio per 25 min.
   NOTA: Il tempo di lisi varia a seconda del tipo di tessuto. Una lisi di 25 minuti nel tessuto SV può raggiungere una bassa vitalità cellulare (meno del 4%), ma il tempo può essere adattato se la vitalità cellulare è troppo alta (fase 5.8).
4. Filtrare attraverso un filtro da 30 μm e ruotare il filtrato a 500 x g per 5 minuti a 4 °C.
5. Rimuovere il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 1 mL di tampone di lavaggio e risospensione dei nuclei (1x PBS, albumina sierica bovina all'1% [BSA], inibitore della RNasi 0,2U/μL).
6. Filtrare le celle attraverso un filtro da 10 μm e centrifugare a 500 x g per 5 minuti a 4 °C.
7. Rimuovere il surnatante e risospendere in 50 μL di tampone di lavaggio e risospensione dei nuclei.
8. Contare i nuclei usando un contatore cellulare e la colorazione blu tripano. Diluire 5 μL della sospensione cellulare in 50 μL di 1x PBS per il conteggio delle cellule; La redditività dovrebbe essere minima (3% -4%) a questo punto. Se la vitalità risulta essere superiore, adattare il protocollo per la fase 5.3 (lisi) e standardizzare il tempo di lisi per garantire un'adeguata lisi delle cellule.
   NOTA: Un'elevata vitalità cellulare in una singola preparazione del nucleo significa che ci sono più cellule intatte di quanto desiderato e che potrebbe essere necessaria un'ulteriore digestione.
9. Caricare il campione con la densità nucleare desiderata sull'apparecchio/chip del fabbricante (vedere la guida per il produttore). Le catture di singoli nuclei sono ora pronte.
   NOTA: Da un topo adulto SV, di solito si ottengono 50 μL della sospensione ad una concentrazione di 150.000 nuclei/ml.

6. Sequenziamento SV a singolo nucleo

1. Inviare i campioni alla struttura principale per il sequenziamento.
   NOTA: Questa parte del protocollo segue le fasi generali di (1) generazione di emulsione di gel beads (GEM) e codice a barre, (2) pulizia post-GEM-RT e amplificazione del cDNA e (3) costruzione della libreria di espressione genica 3'. Il resto del protocollo sNuc-Seq è relativamente lungo e si raccomanda ai lettori di utilizzare il protocollo specifico del produttore. La guida del produttore probabilmente descriverà i passaggi con dettagli specifici e immagini di accompagnamento. Potrebbero esserci anche video "how-to" sul sito Web del produttore. I set di dati generati possono essere rappresentati in modo dimensionale ridotto, come un'approssimazione e proiezione uniforme di varietà (UMAP; Figura 3). Molti laboratori utilizzano un nucleo di sequenziamento che può eseguire questo protocollo per gli utenti.

7. Immunocolorazione SV e montaggio dei tessuti

1. Se il tessuto verrà utilizzato per l'immunocolorazione, trasferirlo in una piastra da 24 pozzetti, immerso in 200 μL di paraformaldeide al 4% (PFA) in 1x PBS e incubare per 20 minuti a temperatura ambiente.
   NOTA: è utile eseguire tutta la rimozione di liquidi, il lavaggio e l'immunocolorazione sotto un microscopio. La visualizzazione durante il pipettaggio del tessuto garantirà che non venga accidentalmente perso durante la rimozione del liquido. I volumi degli anticorpi e dei lavaggi possono essere regolati purché il volume sia abbastanza grande da immergere il tessuto SV all'interno della soluzione.
2. Dopo la fase di fissaggio, rimuovere il PFA eseguendo due brevi lavaggi in 1x PBS (circa 500 μL) a 4 °C per 5 minuti ciascuno su uno shaker orbitale a basso (30-50) RPM. Durante la conservazione, il tessuto può essere conservato in 1x PBS a 4 °C.
3. Rimuovere il PBS e permeabilizzare e bloccare per un minimo di 1 ora a temperatura ambiente in circa 300 μL di soluzione PBS-T (0,05 Tween20 in 1x PBS con siero bovino fetale al 10%).
   NOTA: Gli anticorpi primari e secondari devono essere diluiti in questa soluzione bloccante.
4. Colorare il tessuto con anticorpo primario secondo le specifiche del particolare anticorpo utilizzato, di solito durante la notte a 4 °C . Rimuovere il PBS rimanente e aggiungere l'anticorpo primario diluito.
   NOTA: La diluizione deve essere scelta in base ai suggerimenti del produttore, ai dati pubblicati, all'esperienza precedente, ecc. Di solito, la prima concentrazione da testare è una diluizione 1:100-200. Per l'esempio presentato in questo articolo, gli anticorpi GS-IB4 e DAPI sono stati diluiti ciascuno a 1:200. Se si colora per più di una proteina, più anticorpi primari possono essere combinati nella stessa soluzione, purché ogni anticorpo primario abbia un ospite diverso per evitare la reattività crociata degli anticorpi secondari.
5. Lavare l'anticorpo primario dal tessuto usando circa 500 μL di 1x PBS due volte per 10 minuti ciascuno su uno shaker orbitale a basso RPM.
   NOTA: Continuare ad assicurarsi che il tessuto SV sia immerso nella soluzione e non bloccato sul lato del pozzetto.
6. Colorare con un anticorpo secondario secondo le specifiche del particolare anticorpo utilizzato, di solito per 2 ore a temperatura ambiente su uno shaker orbitale a basso RPM. Coprire la piastra a 24 pozzetti in modo che l'anticorpo secondario contrassegnato con fluorescenza sia protetto dalla luce.
   NOTA: Se è necessario più di un anticorpo secondario, combinare gli anticorpi secondari nella stessa soluzione. Assicurati di evitare l'etichettatura incrociata.
7. Lavare l'anticorpo secondario dal tessuto usando circa 500 μL di 1x PBS quattro volte per 5 minuti ciascuna su uno shaker orbitale a basso RPM. Tenere coperta la piastra a 24 pozzetti per proteggerla dalla luce.
8. Preparare il microvetrino più grande (75 mm x 25 mm) posizionando due piccole strisce di colla lungo l'asse di 25 mm, appena più piccole della vetrina più piccola di 18 x 18 mm. Introdurre una goccia di reagente di montaggio (circa 50 μL) tra le strisce di colla.
   NOTA: La colla crea una piccola quantità di spazio verticale in modo che quando il secondo vetrino viene posizionato sopra, il campione di tessuto SV può esistere in sicurezza, ma continuare a rimanere in posizione. Mentre lo spessore della stria è di 30-40 micron, la compressione del tessuto tra le superfici di vetro dovrebbe essere evitata per preservare la morfologia. In alternativa, è possibile utilizzare anche nastro trasparente.
9. Utilizzando una pinza #55, afferrare il minor tessuto possibile su un'estremità della SV e trasferire dal PBS alla goccia del reagente di montaggio sul microvetrino più grande (75 mm x 25 mm). Posizionare un'estremità di un vetrino più piccolo (18 mm x 18 mm) sul vetrino in cui è stata posizionata una striscia di colla e rilasciare delicatamente per evitare di creare bolle d'aria. Il coprislip cadrà sull'altra striscia di colla e coprirà il tessuto SV.
10. Sigillare il supporto tamponando una goccia di smalto trasparente su ogni angolo del supporto. Etichettare il campione di conseguenza sul coperchio di vetroscivolo lontano dal campo di visualizzazione. Ora è pronto per la microscopia confocale (Figura 4).
11. Visualizza il tessuto SV usando un microscopio a dissezione per assicurarti che sia piatto e non vicino a bolle d'aria. Se il tessuto SV non è orientato correttamente, l'utente può tentare di spingere fuori le bolle d'aria o rimuovere con attenzione il vetrino più piccolo e riposizionare l'SV. Questo deve essere fatto delicatamente per evitare di rompere i vetrini di copertura.

Risultati

Presentiamo un metodo per isolare la SV da utilizzare per sNuc-Seq o immunocolorazione. L'anatomia rilevante (Figura 1) della coclea rispetto alla SV può aiutare gli utenti a comprendere meglio l'organizzazione della SV e le fasi del protocollo di dissezione.

Ogni fase di questa microdissezione di SV da un mouse P30 è dettagliata nel video associato e le istantanee dei passaggi chiave di questa dissezione e isolamento di SV sono presentate nella

Discussione

Prima dell'avvento del sequenziamento a singola cellula, molti ricercatori utilizzavano l'analisi dei tessuti di massa, che consentiva solo di analizzare i trascrittomi mediati tra le cellule. In particolare, single-cell e sNuc-Seq hanno permesso di isolare il trascrittoma di una singola cellula o di un singolo nucleo, rispettivamente³². In questo caso, i trascrittomi a singolo nucleo possono essere identificati per le cellule marginali, intermedie e basali, così come le cellule del fuso

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
10-µm filter (Polyethylenterephthalat)	PluriSelect	#43-50010-01	Filter tissue during sNuc-Seq
18 x 18 mm cover glass	Fisher Scientific	12-541A	Cover slip to mount SV
30-µm filter (Polyethylenterephthalat)	PluriSelect	#43-50030-03	Filter tissue during sNuc-Seq
75 x 25 mm Superfrost Plus/Colorforst Plus Microslide	Daigger	EF15978Z	Microslide to mount SV on
C57BL/6J Mice	The Jackson Laboratory	RRID: IMSR_JAX:000664	General purpose mouse strain that has pigment more easily seen in the intermediate cells of the SV.
Cell Counter	Logos Biosystems	L20001	Used for cell counting
Chalizon curette 5'', size 3 2.5 mm	Biomedical Research Instruments	15-1020	Used to transfer SV
Chromium Next GEM single Cell 3' GEM Kit v3.1	Chromium	PN-1000141	Generates single cell 3' gene expression libraries
Clear nail polish	Fisher Scientific	NC1849418	Used for sealing SV mount
Corning Falcon Standard Tissue Culture Dishes, 24 well	Corning	08-772B	Culture dish used to hold specimen during dissection
DAPI	Invitrogen	D1306, RRID: AB_2629482	Stain used for nucleus labeling
Dounce homogenizer	Sigma-Aldrich	D8938	Used to homogenize tissue for sNuc-seq
Dumont #5 Forceps	Fine Science Tools	11252-30	General forceps for dissection
Dumont #55 Forceps	Fine Science Tools	11255-20	Forceps with fine tip that makes SV manipulation easier
Fetal Bovine Serum	ThermoFisher	16000044	Used for steps of sNuc-Seq
Glue stick	Fisher Scientific	NC0691392	Used for mounting SV
GS-IB4 Antibody	Molecular Probes	I21411, RRID: AB-2314662	Antibody used for capillary labeling
KCNJ10-ZsGreen Mice	n/a	n/a	Transgenic mouse that expresses KCNJ10-ZsGreen, partiularly in the intermediate cells of the SV.
MgCl2	ThermoFisher	AM9530G	Used for steps of sNuc-Seq
Mounting reagent	ThermoFisher	#S36940	Mounting reagent for SV
Multiwell 24 well plate	Corning	#353047	Plate used for immunostaining
NaCl	ThermoFisher	AAJ216183	Used for steps of sNuc-Seq
Nonidet P40	Sigma-Aldrich	9-16-45-9	Used for steps of sNuc-Seq
Nuclease free water	ThermoFisher	4387936	Used for steps of sNuc-Seq
Orbital shaker	Silent Shake	SYC-2102A	Used for steps of immunostaining
PBS	ThermoFisher	J61196.AP	Used for steps of immunostaining and dissection
RNA Later	Invitrogen	AM7021	Used for preservation of SV for sNuc-Seq
Scizzors	Fine Science Tools	14058-09	Used for splitting mouse skull
Tris-HCl	Sigma-Aldrich	15506017	Used for steps of sNuc-Seq
Trypan blue stain	Gibco	15250061	Used for cell counting
Tween20	ThermoFisher	AAJ20605AP	Used for steps of sNuc-Seq
Zeiss STEMI SV 11 Apo stereomicroscope	Zeiss	n/a	Microscope used for dissections