* These authors contributed equally
Aqui, apresentamos um protocolo para gerar organoides intestinais de ratos e usá-los em várias aplicações a jusante. Os ratos são frequentemente um modelo pré-clínico preferido, e o robusto sistema organoide intestinal preenche a necessidade de um sistema in vitro para acompanhar os estudos in vivo .
Ao usar organoides para avaliar a fisiologia e as decisões de destino celular, é importante usar um modelo que recapitule de perto os contextos in vivo . Assim, organoides derivados do paciente são usados para modelagem de doenças, descoberta de drogas e triagem de tratamento personalizada. Organoides intestinais de camundongos são comumente utilizados para entender aspectos da função/fisiologia intestinal e decisões dinâmicas/destino de células-tronco. No entanto, em muitos contextos de doenças, os ratos são frequentemente preferidos em relação aos camundongos como modelo devido à sua maior semelhança fisiológica com os humanos em termos de fisiopatologia da doença. O modelo de rato tem sido limitado pela falta de ferramentas genéticas disponíveis in vivo, e organoides intestinais de ratos têm se mostrado frágeis e difíceis de cultivar a longo prazo. Aqui, nós nos baseamos em protocolos publicados anteriormente para gerar organoides intestinais robustos de ratos a partir do duodeno e jejuno. Fornecemos uma visão geral de várias aplicações a jusante utilizando organoides intestinais de ratos, incluindo ensaios funcionais de inchamento, coloração de montagem inteira, geração de monocamadas enteróides 2D e transdução lentiviral. O modelo organoide de rato fornece uma solução prática para a necessidade do campo para um modelo in vitro que mantenha relevância fisiológica para humanos, possa ser rapidamente manipulado geneticamente e seja facilmente obtido sem as barreiras envolvidas na aquisição de organoides intestinais humanos.
A arquitetura epitelial e a composição celular do intestino delgado humano são complexas, refletindo suas funções fisiológicas. O principal papel do intestino delgado é absorver os nutrientes dos alimentos que passam pelo seu lúmen1. Para maximizar essa função, a superfície intestinal é organizada em saliências semelhantes a dedos chamadas vilosidades, que aumentam a área de superfície absortiva, e invaginações semelhantes a taças chamadas criptas, que abrigam e isolam as células-tronco. Dentro do epitélio, vários tipos de células especializadas absortivas e secretoras são geradas para desempenhar funçõesdistintas1. Devido a essa complexidade, tem sido difícil modelar tecidos como o intestino em linhagens celulares imortalizadas transformadas em alta passagem. No entanto, o estudo de células-tronco, especialmente células-tronco adultas e seus mecanismos de diferenciação, tem permitido o desenvolvimento de culturas de organoides intestinais 3D. O uso de modelos organoides tem transformado o campo, em parte devido à recapitulação de alguns componentes arquitetônicos e à heterogeneidade do tipo celular encontrada no intestino intacto. Organoides intestinais podem ser cultivados in vitro a longo prazo devido à manutenção da população ativa de células-tronco2.
Os organoides intestinais tornaram-se rapidamente um modelo adaptável para estudar a biologia de células-tronco, fisiologia celular, doenças genéticas e nutrição3,4, bem como uma ferramenta para desenvolver novos métodos de liberação de fármacos5. Além disso, organoides derivados do paciente estão sendo utilizados para modelagem de doenças, descoberta de fármacos, triagem personalizada de tratamentos,entre outros6,7,8,9. No entanto, organoides intestinais humanos ainda apresentam desafios. A disponibilidade de tecidos, os requisitos para aprovação do Comitê de Revisão Institucional e questões éticas limitam o uso generalizado de amostras humanas. Adicionalmente, organoides intestinais humanos gerados a partir de criptas intestinais requerem duas condições distintas de cultivo para a manutenção de células-tronco indiferenciadas ou para induzir a diferenciação de tipos celulares maduros10. Isso contrasta com o in vivo, onde células-tronco e tipos de células maduras diferenciadas estão presentes simultaneamente e continuamente geradas/mantidas1. Por outro lado, organoides intestinais de camundongos, que são cultivados em um coquetel menos complexo de fatores de crescimento, não requerem essa troca na composição do meio e podem manter células-tronco e células diferenciadas no mesmo contexto de mídia 2,11. No entanto, as principais diferenças no intestino de camundongos quando comparado aos humanos podem tornar os organoides de camundongos um modelo subótimo em muitos casos. Em geral, muitos organoides intestinais de mamíferos maiores, incluindo cavalos, porcos, ovelhas, vacas, cães e gatos, foram gerados com sucesso em condições de cultura mais alinhadas com organoides intestinais de camundongos do que as condições de cultura de organoides intestinais humanos12. As diferenças nas condições dos fatores de crescimento entre organoides humanos e de camundongos provavelmente refletem diferenças na composição do nicho de células-tronco e diferentes requisitos para sobrevivência, proliferação e manutenção de células-tronco. Portanto, há necessidade de um sistema organoide modelo de fácil acesso que 1) se assemelhe muito à composição celular intestinal humana, 2) contenha células-tronco com requisitos de fator de crescimento como os organoides intestinais humanos e 3) seja capaz de manter continuamente compartimentos indiferenciados e diferenciados. Idealmente, o sistema seria a partir de um modelo animal pré-clínico comumente usado, de modo que experimentos in vivo e in vitro possam ser correlacionados e usados em conjunto.
O rato é um modelo pré-clínico comumente utilizado para estudos de fisiologia e farmacologia intestinal devido à sua fisiologia e bioquímica intestinal muito semelhantes às dos seres humanos13, particularmente no que diz respeito à permeabilidade intestinal14. Seu tamanho relativamente maior em comparação com os camundongos os torna mais suscetíveis a procedimentos cirúrgicos. Enquanto modelos animais de grande porte, incluindo porcos, às vezes são usados, os ratos são um modelo mais acessível, requerem menos espaço para criação e têm linhagens padrão prontamente disponíveis comercialmente15. Uma desvantagem do uso de modelos de ratos é que o kit de ferramentas genéticos para estudos in vivo não está bem desenvolvido em comparação com camundongos, e a geração de novas linhagens de ratos, incluindo knockouts, knock-ins e transgênicos, é muitas vezes de custo proibitivo. O desenvolvimento e a otimização de um modelo organoide intestinal robusto de ratos permitiria a manipulação genética, tratamentos farmacológicos e estudos de maior rendimento em um modelo acessível que mantém a relevância fisiológica chave para humanos. No entanto, as vantagens de um modelo organoide de roedor em relação a outro é altamente dependente do processo ou gene em estudo; Certos genes encontrados em humanos podem ser pseudogenes em camundongos, mas não em ratos16,17. Além disso, subtipos celulares espécie-específicos estão sendo cada vez mais revelados pelo RNAseq unicelular18,19,20. Finalmente, modelos de doenças intestinais de ratos e camundongos frequentemente exibem variações consideráveis nos fenótipos21,22, de modo que o modelo que mais recapitula os sintomas e o processo de doença observados em humanos deve ser selecionado para o trabalho a jusante. A geração de um modelo organoide intestinal de rato fornece flexibilidade e escolha adicionais para os pesquisadores na seleção de um sistema modelo mais apropriado para suas circunstâncias. Aqui, os protocolosexistentes23,24 são expandidos para a geração de organoides intestinais de ratos e um protocolo é delineado para a geração e manutenção de organoides intestinais de ratos a partir do duodeno ou jejuno. Além disso, várias aplicações a jusante, incluindo infecção lentiviral, coloração de montagem inteira, e ensaios de inchaço de forskolin, são descritos.
NOTA: Toda a cultura de células deve ser manuseada usando técnica asséptica adequada em uma capela de cultura de tecidos. Todos os trabalhos com animais neste estudo foram aprovados pelo Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de Yale.
1. Preparação de reagentes para cultura celular
2. Estabelecimento de organoides do intestino delgado de ratos
OBS: Este protocolo foi modificado a partir de dois protocolos previamente publicados para organoides intestinais deratos23,24.
3. Organoides intestinais de ratos que passam
4. Criopreservação e descongelamento de organoides intestinais de ratos
5. Geração de monocamadas 2D intestinais de ratos a partir de organoides 3D
NOTA: O protocolo a seguir descreve os volumes necessários para gerar 24 poços de uma placa de 48 poços revestida com EME, começando com seis cúpulas de 50 μL (prato de 35 mm) contendo ~300 organoides intestinais/cúpula (escala: uma cúpula gera quatro poços), mas pode ser ampliada para cima ou para baixo conforme necessário. Como escrito, este protocolo atinge ~80% de confluência em 4-5 dias. Em maior confluência, as células começam a adquirir estruturas organoides 3D novamente. Em baixa confluência (≤40%), as células permanecem como monocamadas e são viáveis por ~14 dias. Se o objetivo do estudo é usar monocamadas 2D, reduza a escala para que uma cúpula gere oito poços de uma placa de 24 poços. Os poços também podem ser revestidos com colágeno I para formar monocamadas.
6. Manipulação genética
7. Imunofluorescência da coloração de montagem inteira de organoides
8. Inchaço induzido por forskolin de organoides intestinais de ratos
Organoides duodenais e jejunais de rato foram gerados usando o protocolo descrito na seção 2. É muito importante durante as etapas de isolamento da cripta que as vilosidades sejam eficientemente esgotadas do PBS. Se muitas vilosidades são plaqueadas no EME com criptas, pode causar a morte de toda a cultura e falha em estabelecer uma linha organoide. Por causa disso, é útil isolar criptas sob um escopo de dissecação, permitindo a confirmação visual do esgotamento de villar. A Figura 1 mostra fragmentos e criptas representativas de villar (Figura 1A). Observe o tamanho significativamente menor das criptas em comparação com as vilosidades (Figura 1B). Após o plaqueamento, as criptas se expandirão em esferoides nos próximos dias e começarão a brotar e se diferenciar no dia 4-7 (Figura 2). Uma vez que os organoides atingem um estágio de brotamento extenso, eles devem ser passados. Durante a passagem, é importante interromper os organoides o suficiente para separar os brotos das criptas, de modo que o número de organoides possa ser expandido (Figura 3B).
A recuperação bem-sucedida dos organoides após o congelamento é altamente dependente do estado em que eles são congelados. Organoides em estado altamente proliferativo e indiferenciado se recuperam com a mais alta eficiência. Portanto, recomendamos induzi-los a serem esféricos e císticos em vez de brotados e diferenciados. Para isso, Wnt pode ser hiperativado aumentando a quantidade do ligante Wnt R-spondin no meio e incluindo nicotinamida no meio, que tem demonstrado apoiar a formação de organoides e a sobrevivência celular em vários sistemas de cultura30,31. A Figura 3A demonstra uma cultura organoide saudável apenas 2 dias após o descongelamento. A inclusão da BSA na mídia durante o descongelamento também ajudou na sobrevivência de culturas de organoides intestinais de ratos, que provaram ser mais delicadas do que organoides intestinais de camundongos.
Embora a cultura organoide 3D seja frequentemente preferida porque recapitula parte da arquitetura intestinal normal, ela torna outras abordagens, incluindo imagens vivas, transfecções e transduções lentivirais, mais desafiadoras tecnicamente. O uso de monocamadas 2D geradas a partir de organoides3D 32 (Figura 4) permite maior eficiência na introdução dos plasmídeos. Enquanto organoides intestinais 3D são tradicionalmente resistentes a transfecções transitórias, plasmídeos que codificam para EGFP podem ser introduzidos com sucesso usando métodos de transfecção baseados em lipídios. A abordagem mais custo-efetiva usando PEI é descrita na etapa 6.1 (Figura 5), mas a eletroporação e os reagentes de transfecção comercialmente disponíveis também produziram resultados comparáveis (dados não mostrados). Estudos futuros serão focados em saber se essas abordagens podem ser usadas para introduzir construtos CRISPR em monocamadas.
Era importante ser capaz de reformar organoides 3D de monocamadas 2D após a transfecção para que pudessem ser mantidos como uma linha passável com componentes arquitetônicos 3D de criptas. Curiosamente, as monocamadas 2D banhadas no EME foram prontamente reformadas em pequenos esferoides quando o EME foi adicionado de volta ao topo das células, enquanto um substrato de colágeno I não foi suficiente para a reforma das estruturas 3D (Figura 6).
Enquanto transfecções transitórias são úteis para muitos estudos, a formação de linhas estáveis são muitas vezes mais úteis, exigindo a introdução de lentivírus nas células. Organoides intestinais de ratos foram infectados com lentivírus modificando protocolos previamente publicados (Figura 7). Uma etapa chave no protocolo é a ruptura de organoides em pequenos agregados ou aglomerados celulares. Se as culturas não forem eficientemente interrompidas e os organoides permanecerem intactos, as partículas lentivirais não entrarão nas células. Após a infecção, os organoides devem se recuperar e voltar a crescer. O protocolo aqui descrito permite a captação de partículas virais em 10%-48% (média: 19,4% ± 6,5%) das células antes da seleção.
A coloração de montagem completa de organoides pode ser difícil devido à remoção incompleta do resíduo de EME ou penetrância incompleta de anticorpos. O protocolo aqui descrito permite a coloração robusta de organoides. A visualização de organoides em um microscópio confocal também pode ser difícil se eles estiverem muito longe da lamínula. Usando VALAP, um poço com alguma altura é criado de tal forma que os organoides não são esmagados pela lamínula, mas ainda são autorizados a se acomodar perto da lamínula para facilitar a obtenção de imagens. A coloração representativa contra o canal ânion apical cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) e faloidina para marcar F-actina é mostrada na Figura 8.
Finalmente, os organoides têm utilidade em ensaios funcionais. Organoides derivados de pacientes com fibrose cística têm sido usados para rastrear a função da CFTR, uma vez que o tratamento com o agonista do AMPc forskolina induz secreção fluida robusta mediada por CFTR, causando edema organoide 29,33-37. Um dos objetivos deste trabalho foi identificar e desenvolver um modelo organoide que possa ser utilizado em paralelo a estudos pré-clínicos in vivo. Portanto, nosso objetivo foi determinar se organoides intestinais de ratos sofrem edema induzido por forskolina. De fato, dentro de 30 min de tratamento com forskolin, organoides de rato incharam, com um efeito máximo observado por 120 min (Figura 9).
Figura 1: Fragmentos e criptas de Villar durante o isolamento epitelial. (A) Imagem representativa de fragmentos de Villar em solução de EDTA durante o protocolo de isolamento de criptas. Pontas de seta amarelas marcam fragmentos de vilões. As setas vermelhas representam criptas presas a um fragmento de vilão. Observe a diferença nos tamanhos relativos. (B) Imagem de maior magnificação de uma única cripta (seta vermelha) para que a morfologia possa ser visualizada. Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Progressão organoide intestinal do rato. As criptas do jejuno de ratos foram plaqueadas em EME imediatamente após o isolamento (A,B). Em 2 dias, as criptas tornaram-se esferoides (C,D). No Dia 5, eles começaram a iniciar brotos de cripta (E,F), que se elaboraram e cresceram no Dia 7 (G). Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Organoides após descongelamento e passagem. (A) Os organoides jejunais de ratos foram descongelados seguindo os protocolos descritos após criopreservação. Observe a presença de esferoides e organoides brotados apenas 2 dias após o descongelamento. (B) A mesma linha organoide representada em A imediatamente após a passagem seguindo o protocolo delineado. Observe a diferença de tamanho relativo entre estruturas em A e B e a presença de domínios semelhantes a criptas únicas em B. Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Formação de monocamada 2D a partir de organoides 3D. (A-C) Progressão de monocamada 2D em EME. (D-F) Progressão da monocamada 2D no colágeno I. No dia 5, cada condição produziu ~80% de confluência. Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Transfecção transitória de uma monocamada 2D. Imagem representativa de uma monocamada 2D crescida em EME transfectada transitoriamente com plasmídeo pLJM1-EGFP usando PEI. (A) Campo brilhante, (B) fluorescência (GFP), (C) sobreposição. A linha vermelha pontilhada marca o limite da monocamada. Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Reforma de organoides 3D a partir de monocamadas 2D em EME. (A) Formação de organoides 3D a partir de monocamadas 2D cultivadas em EME. Organoides formados eficientemente por 5 dias após a adição de EME à superfície apical da monocamada. Observe a abundância de células mortas ao redor dos pequenos esferoides 3D. (B) Persistência das monocamadas 2D 5 dias após a adição de colágeno I à superfície apical das monocamadas 2D cultivadas sobre colágeno I. Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.
Figura 7: Infecção lentiviral de organoides 3D. Organoides do jejuno de ratos foram infectados com partículas lentivirais de GFP nuclear usando o protocolo delineado. Após recuperação e crescimento por 5 dias, os organoides foram fixados e contracorados com DAPI. (A) DAPI: cinza; nuclearGFP: verde. (B) nuclearGFP:verde. A linha vermelha pontilhada marca o limite organoide. Barras de escala: 50 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 8: Imunofluorescência de montagem total de organoides intestinais de ratos. (A) CFTR, (B) faloidina e (C) imunofluorescência de montagem total de organoides jejunais de ratos. Notar o enriquecimento apical da coloração CFTR em organoides (cinza em A, magenta em C). A faloidina marca F-actina e marca proeminentemente a borda da escova apical (cinza em B, ciano em C). Barras de escala: 25 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 9: Os organoides intestinais de ratos incham após a estimulação com forskolina. Tempo representativo de curso do inchaço organoide intestinal de rato após a adição do agonista do AMPc forskolina. O tempo de 0 min representa o ponto de tempo imediatamente anterior à adição de 10 μM de forskolina. As imagens mostram o mesmo organoide em intervalos de tempo de 30 min. Edema máximo foi observado em 120 min após a adição de forskolin. A linha vermelha pontilhada delineia o limite organoide. O material escuro no meio do lúmen organoide é composto por células mortas. Barras de escala: 100 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Tabela 1: Receita AdDMEM+. Ingredientes para fazer a mídia padrão AdDMEM+, que é a mídia base em todos os métodos mostrados aqui. Clique aqui para baixar esta tabela.
Tabela 2: Receita de meios organoides intestinais de ratos (rIOM). Receita detalhada do meio organoide intestinal padrão de rato, incluindo solvente e condições de armazenamento para proteínas recombinantes. Clique aqui para baixar esta tabela.
Tabela 3: Soluções. Receitas e instruções para fazer outras soluções utilizadas ao longo do protocolo. Clique aqui para baixar esta tabela.
Tabela 4. Meio organoide intestinal de rato para cultura 2D de monocamada (rIOM2D). Receita modificada de meios de cultura organoides otimizados para o crescimento 2D de monocamadas. Clique aqui para baixar esta tabela.
O desenvolvimento de um modelo organoide intestinal de ratos preserva importantes características funcionais encontradas no órgão in vivo e é uma ferramenta promissora para testes pré-clínicos, triagem de drogas e ensaios funcionais. Esse modelo in vitro pode ser usado em paralelo a estudos de gastroenterologia pré-clínica in vivo , para os quais os ratos são frequentemente um modelo preferido devido ao seu maior tamanho intestinal, aspectos fisiológicos compartilhados com humanos e, em alguns casos, por serem melhores modelos de doença38. Aqui, um protocolo passo-a-passo robusto para o isolamento de criptas intestinais de ratos, geração e cultura de longo prazo de organoides intestinais de ratos, bem como aplicações a jusante, incluindo ensaios funcionais de inchamento de forskolin, imunofluorescência de montagem inteira, cultura de monocamada 2D e manipulação genética lentiviral é descrito. É provável que organoides intestinais de ratos sejam relevantes em muitos contextos de doenças onde a fisiopatologia de modelos de camundongos é inadequada e pode fornecer um modelo melhor para a fisiologia intestinal humana em comparação com organoides intestinais de camundongos.
Para estabelecer culturas organoides de vida longa que possam ser passadas e expandidas, é essencial identificar os principais fatores de crescimento necessários para manter a proliferação epitelial intestinal. Organoides de camundongos são mais frequentemente cultivados em um coquetel simples de EGF, R-spondin e Noggin, embora tenha sido relatado que Noggin não é necessário para a cultura de organoides intestinais39. Os meios condicionados podem substituir os fatores de crescimento recombinantes e as linhagens celulares mais comumente usadas são L-WRN, que secreta células Wnt3a, Rspondin-3 e Noggin39, L-Wnt3a e HA-Rspondin1-Fc 293T40. O meio condicionado com L-WRN é suficiente para suportar não apenas o crescimento de organoides intestinais39 em camundongos, mas também o crescimento de organoides intestinais de vários animais de fazenda e animais de companhia, incluindo cães, gatos, galinhas, cavalos, vacas, ovelhas e porcos12. No entanto, os organoides intestinais humanos são muito diferentes em suas exigências de fatores de crescimento, pois requerem formulações de meios distintos para sua fase de crescimento de expansão (i.e., a progressão de pequenos para grandes esferoides) versus sua fase de diferenciação (i.e., a geração e maturação de tipos celulares diferenciados)10. As exigências de meios dos organoides intestinais de ratos espelham de perto as dos meios de crescimento de expansão para organoides intestinais humanos, mas, notadamente, organoides de ratos são capazes de crescimento e diferenciação neste ambiente de meios, simplificando consideravelmente suas necessidades de cultura. Enquanto nossas tentativas iniciais se concentraram em estabelecer e cultivar organoides intestinais de ratos em meios condicionados por L-WRN, a cultura de longo prazo foi tênue, e as linhagens de organoides intestinais de ratos sofreram de falta de robustez (dados não mostrados). Isso pode ser porque as linhagens celulares L-WRN são projetadas para secretar R-espondina 3, enquanto a linha celular 293T-Rspo1 recomendada aqui é projetada para secretar R-espondina 1. É possível que organoides de ratos e humanos prefiram a R-espondina 1, potencialmente responsável pela falha das linhagens organoides de ratos em meios condicionados por L-WRN.
Para recapitular mais de perto o cenário in vivo , é importante desenvolver condições de cultura de organoides que permitam a sobrevivência, manutenção e proliferação de células-tronco, e que possam manter o turnover celular e eventos simultâneos de diferenciação em tipos celulares discretos. Portanto, as concentrações de proteínas recombinantes e/ou proteínas em meios condicionados precisam ser rigorosamente tituladas e controladas para atingir esse equilíbrio perfeito. Em particular, níveis ótimos de Wnt são essenciais para evitar a perda de culturas de organoides intestinais. Muito pouco Wnt em meios condicionados será incapaz de suportar o crescimento, levando a uma perda de células-tronco e subsequente morte organoide; a superativação de Wnt fará com que os organoides sejam císticos e indiferenciados10. Embora não detalhado aqui, é altamente recomendável testar cada lote de mídia condicionada L-Wnt3a e 293T-Rspo1 usando um ensaio de luciferase do repórter Wnt, como uma linha de células Topflash41. Estudos anteriores descreveram que um lote ótimo de meio L-Wnt3a deve resultar em um aumento de sinal de 15 vezes a 12,5% e um aumento de sinal de 300 vezes a 50%, em comparação com 1% de L-Wnt3a10. Como os organoides de rato são mais sensíveis do que os organoides de camundongo aos requisitos de cultura, particularmente aos níveis de ativação de Wnt, essas etapas adicionais de controle de qualidade ajudam muito a facilitar a robustez e a confiabilidade das culturas de organoides de ratos. Como uma linha de repórter semelhante não está disponível para testar a atividade de Bmp e as concentrações relativas de Noggin em meios condicionados de Noggin, é aconselhável usar Noggin recombinante quando possível para controlar precisamente os níveis de Noggin. Embora organoides intestinais de camundongos possam ser cultivados e mantidos na ausência de Noggin39, isso não foi tentado para culturas de organoides intestinais de ratos.
Além dos requisitos de cultura celular, o estabelecimento inicial bem sucedido de uma linhagem organoide de rato depende criticamente da depleção eficiente de vilosidades diferenciadas durante o isolamento de criptas. Altos níveis de contaminação causam a morte das criptas, presumivelmente devido a sinais das células moribundas ou sequestro de fatores essenciais. Para esgotar essas vilosidades diferenciadas das preparações epiteliais de forma precisa e consistente, recomenda-se realizar isolamentos epiteliais com o auxílio de um estereoscópio. O exame visual do epitélio que está sendo liberado fornece uma pista clara de quando descartar o PBS e substituí-lo (Figura 1). As criptas não devem ser coletadas até que haja esgotamento suficiente das vilosidades. As células Villar são terminalmente diferenciadas e não podem gerar organoides em cultura. Além disso, a passagem subsequente de organoides intestinais de ratos e seu uso para qualquer aplicação a jusante requer cuidados delicados. A incubação em reagentes de dissociação por períodos mais longos (10 min) resulta em morte celular significativa e perda da linha organoide.
Aqui, um protocolo simples e rápido para geração de monocamadas intestinais a partir de organoides de ratos é descrito. Os substratos EME e colágeno I têm efeitos diferentes sobre o epitélio, que podem ser aproveitados dependendo do objetivo do estudo. O EME permite a adesão rápida e eficiente de células únicas e a formação de projeções celulares. Em contraste, o revestimento da superfície com colágeno I retarda esses processos. Uma vez que as monocamadas atingem aproximadamente 80% de confluência, as células cultivadas em EME começam a gerar estruturas organoides 3D novamente. No entanto, eles carecem de suporte físico e químico suficiente para o crescimento contínuo. Essa reversão de volta ao estado organoide pode ser evitada mantendo as monocamadas na EME em uma confluência de 50%-80%. A adição de EME diluído à superfície apical das monocamadas promove a rápida recuperação e formação de organoides de novo, gerando regiões de convergência mais rápida e prontamente. Em uma superfície de colágeno I, as células podem formar uma monocamada uniforme e gerar pequenos aglomerados. Entretanto, a adição de colágeno I sobre as monocamadas não é suficiente para induzir a formação de organoides. O EME deve ser diluído ao adicionar à superfície da monocamada, pois haverá uma resistência mecânica mais forte para o organoide nascente superar. No entanto, este EME diluído não permite a formação robusta de grandes organoides. Qualquer organoide de rato gerado de novo que se desprenda naturalmente da superfície deve ser imediatamente removido e transferido para EME não diluído para que o suporte estrutural e o crescimento possam ser restaurados. Devido ao pequeno tamanho dos organoides nesta etapa, a passagem de organoides não é recomendada até que o crescimento robusto tenha sido estabelecido. O significado biológico subjacente de por que EME pode apoiar a reforma de organoides, mas se o colágeno I pode ou não fazer isso, não está claro. No entanto, há relatos de que células cultivadas em colágeno 3D não podem formar organoides brotados42,43 ou suportar a manutenção a longo prazo. Os produtos EME comercialmente disponíveis são misturas heterogêneas de proteínas extracelulares, principalmente laminina e colágeno IV44. Portanto, a composição distinta de proteínas e a capacidade de uma célula epitelial de se envolver com a matriz extracelular usando diferentes complexos celulares poderiam permitir o remodelamento na EME, mas não no colágeno I. Não foi testado se as monocamadas derivadas do colágeno I podem ser colocadas na EME para apoiar a formação e o crescimento de organoides.
A manipulação genética do modelo organoide intestinal de ratos é descrita aqui, e protocolos para transdução lentiviral de organoides 3D e transfecção transitória de monocamadas 2D são descritos. Para superar a baixa eficiência da transdução de organoides lentivirais, um protocolo foi desenvolvido para a transfecção transitória de monocamadas 2D. A morfologia plana e os domínios apicais expostos das monocamadas proporcionam acesso mais fácil a vírus e complexos contendo DNA. Para a validação dessa técnica, utilizou-se a expressão de um repórter do EGFP utilizando o vetor pLJM1-EGFP. A expressão do repórter GFP foi observada após 24 h, e foi mantida por 5-6 dias em monocamadas. Estudos futuros com foco na transdução lentiviral de monocamadas provavelmente terão maior eficiência do que a transdução de organoides 3D. Usando os protocolos acima, organoides 3D podem ser reformados a partir de monocamadas 2D infectadas para facilitar a criação de linhas estáveis. Com cuidado, linhagens de organoides intestinais de ratos podem ser mantidas com sucesso por mais de um ano, permanecendo estáveis ao longo de muitas passagens, criopreservadas, descongeladas com sucesso e geneticamente modificadas usando transdução lentiviral, abordando assim a necessidade de um modelo organoide intestinal in vitro acessível e tratável que mantenha a relevância fisiológica para os seres humanos.
Agradecemos aos membros dos laboratórios Sumigray e Ameen por suas discussões atenciosas. Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de saúde infantil da Fundação Charles H. Hood e uma bolsa da Fundação de Fibrose Cística (004741P222) para KS e pelo Instituto Nacional de Diabetes e Doenças Digestivas e Renais dos Institutos Nacionais de Saúde para NA sob o número de prêmio 2R01DK077065-12.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
3-D Culture Matrix Rat Collagen I | Cultrex/R&D Systems | 3447-020-01 | |
70 µm cell strainer | Corning/Falcon | 352350 | |
Advanced DMEM/F12 | Gibco/Thermo Fisher | 12634010 | |
Amphotericin B | Sigma Aldrich | A2942-20ML | |
B-27 Supplement (50X), serum free | Thermo Fisher | 17504044 | |
CHIR99021 | Cayman Chemical | 13122 | |
CryoStor | Stem Cell Technologies | 100-1061 | |
Cultrex HA-Rspondin1-Fc 293T cells | R & D Systems | 3710-001-01 | |
DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) | Molecular Probes/Thermo Fisher | D1306 | |
FBS | Gibco/Thermo Fisher | 16-000-044 | |
Gastrin I (human) | Sigma Aldrich | G9145 | |
Gentle Cell Dissociation Reagent | Stem Cell Technologies | 100-0485 | |
Glutamax | Thermo Fisher | 35-050-061 | |
Growth factor-reduced Matrigel, phenol red-free | Corning | 356231 | |
HEPES | AmericanBio | AB06021 | |
Lanolin | Beantown Chemical | 144255-250G | |
L-glutamine | Gibco/Thermo Fisher | A2916801 | |
L-Wnt3a cells | ATCC | CRL-2647 | |
N-2 Supplement (100X) | Thermo Fisher | 17502-048 | |
N-acetylcysteine | Sigma Aldrich | A9165-5G | |
Nicotinamide | Sigma Aldrich | N0636 | |
Opti-MEM I Reduced Serum Medium | Gibco/Thermo Fisher | 31985070 | |
Paraffin | Fisher Scientific | P31-500 | |
Parafilm | Sigma Aldrich | P7793 | transparent film |
PBS | Thermo Fisher | 10010023 | |
Penicillin/Streptomycin | Gibco/Thermo Fisher | 15140122 | |
pLJM1-EGFP | Addgene | 19319 | |
Polybrene | Millipore | TR-1003-G | |
Polyethylenimine hydrochloride (PEI) | Sigma Aldrich | 764965 | |
p-phenylenediamine | Acros Organics/Thermo Fisher | 417481000 | |
Puromycin | VWR | J593-25mg | |
Recombinant human FGF2 protein | Peprotech | 100-18B-250ug | |
Recombinant human IGF-1 protein | Biolegend | B356441 | |
Recombinant human Noggin protein | R & D Systems | 6057-NG-100 | |
Recombinant mouse EGF protein | Thermo Fisher | PMG8041 | |
Sprague Dawley rat | Charles River Laboratories | Strain 001 | |
Triton X-100 | American Bioanalytical | AB02025-00500 | |
TrypLE Express Enzyme | Gibco/Thermo Fisher | 12604013 | |
Y27632 dihydrochloride | Sigma Aldrich | Y0503 |
This article has been published
Video Coming Soon
ABOUT JoVE
Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved