Técnicas efectivas para la alimentación y el cultivo ex situ de un coral escleractiniano incubador, Pocillopora acuta

Resumen

El cambio climático está afectando a los ecosistemas de arrecifes de coral en todo el mundo. Los corales procedentes de sistemas de acuicultura ex situ pueden ayudar a apoyar los esfuerzos de restauración e investigación. En este trabajo, se describen las técnicas de alimentación y cultivo de corales que se pueden utilizar para promover el mantenimiento a largo plazo de los corales escleractinianos incubados ex situ .

Resumen

El cambio climático está afectando la supervivencia, el crecimiento y el reclutamiento de corales en todo el mundo, y se esperan cambios a gran escala en la abundancia y la composición de la comunidad en los ecosistemas de arrecifes en las próximas décadas. El reconocimiento de esta degradación de los arrecifes ha dado lugar a una serie de nuevas intervenciones activas basadas en la investigación y la restauración. La acuicultura ex situ puede desempeñar un papel de apoyo mediante el establecimiento de protocolos sólidos de cultivo de corales (por ejemplo, para mejorar la salud y la reproducción en experimentos a largo plazo) y mediante la provisión de un suministro constante de reproductores (por ejemplo, para su uso en proyectos de restauración). Aquí, se describen técnicas simples para la alimentación y el cultivo ex situ de corales escleractinianos incubadores utilizando como ejemplo el coral común y bien estudiado, Pocillopora acuta. Para demostrar este enfoque, las colonias de coral fueron expuestas a diferentes temperaturas (24 °C vs. 28 °C) y tratamientos de alimentación (alimentados vs. no alimentados) y se comparó la producción reproductiva y el momento, así como la factibilidad de alimentar a los corales con nauplios de Artemia a ambas temperaturas. La producción reproductiva mostró una alta variación entre las colonias, observándose diferentes tendencias entre los tratamientos de temperatura; a 24 °C, las colonias alimentadas produjeron más larvas que las colonias no alimentadas, pero lo contrario se encontró en las colonias cultivadas a 28 °C. Todas las colonias se reprodujeron antes de la luna llena, y solo se encontraron diferencias en el tiempo reproductivo entre las colonias no alimentadas en el tratamiento de 28 °C y las colonias alimentadas en el tratamiento de 24 °C (día lunar medio de reproducción ± desviación estándar: 6,5 ± 2,5 y 11,1 ± 2,6, respectivamente). Las colonias de coral se alimentaron eficientemente de nauplios de Artemia a ambas temperaturas de tratamiento. Estas técnicas de alimentación y cultivo propuestas se centran en la reducción del estrés de los corales y la promoción de la longevidad reproductiva de una manera rentable y personalizable, con una aplicabilidad versátil tanto en sistemas acuícolas de flujo continuo como de recirculación.

Introducción

Muchos ecosistemas de arrecifes de coral en todo el mundo se están perdiendo y degradando como resultado del estrés de las altas temperaturas provocado por el cambio climático ^1,2. El blanqueamiento de los corales (es decir, la ruptura de la simbiosis coral-algas³) se consideraba relativamente raro en los últimos^{4 años}, pero ahora está ocurriendo con mayor frecuencia⁵, y se espera que el blanqueamiento anual ocurra en muchas regiones a mediados o finales de siglo ^6,7. Este acortamiento del período intermedio entre los eventos de blanqueamiento puede limitar la capacidad de resiliencia de los arrecifes⁸. Los efectos directos del estrés causado por las altas temperaturas en las colonias de coral (por ejemplo, daños en los tejidos⁹; agotamiento de la energía¹⁰) están intrínsecamente vinculados a los efectos indirectos a escala de arrecife, de los cuales la reducción de la capacidad reproductiva o de reclutamiento es motivo de especial preocupación¹¹. Esto ha estimulado una serie de investigaciones aplicadas que exploran, por ejemplo, la mejora activa in situ del reclutamiento (por ejemplo, la siembra de arrecifes¹²), nuevas tecnologías para ampliar la restauración de corales 13 y la simulación de señales reproductivas para inducir la reproducción en sistemas ex situ ¹⁴. Complementariamente a estas intervenciones activas se encuentra el reciente reconocimiento de las ventajas de la alimentación heterótrofa en corales sometidos a estrés por altas temperaturas¹⁵ y la exploración del papel que puede desempeñar el suministro de alimentos en la reproducción¹⁶.

Se sabe que la alimentación heterótrofa influye en el rendimiento de los corales¹⁷ y se ha relacionado específicamente con un mayor crecimiento de los corales^18,19, así como con la resistencia térmica y la resiliencia^20,21. Sin embargo, los beneficios de la heterótrofia no son omnipresentes entre las especies de coral²² y pueden diferir según el tipo de alimento que se consuma 23, así como el nivel de exposición a la luz²⁴. En el contexto de la reproducción de los corales, la alimentación heterótrofa ha mostrado resultados variables, con observaciones de una mayor capacidad reproductiva²⁵ y una menor²⁶ después de la alimentación heterótrofa. La influencia de la alimentación heterótrofa en la reproducción de los corales en un espectro de temperaturas rara vez se evalúa, sin embargo, en el coral templado Cladocora caespitosa, se encontró que la heterótrofia es más importante para la reproducción en condiciones de temperatura más bajas²⁷. Es probable que se necesite una mejor comprensión del papel de la temperatura y la alimentación en los resultados reproductivos para determinar si arrecifes específicos (por ejemplo, los arrecifes asociados con una alta disponibilidad de alimentos²⁸) poseen una mayor capacidad de reclutamiento bajo el cambio climático.

Al igual que en el caso de la producción reproductiva, el efecto de la temperatura y la alimentación en el tiempo reproductivo de los corales sigue siendo relativamente poco estudiado, a pesar de que la sincronización de la reproducción con las condiciones abióticas/bióticas es una consideración importante para el éxito del reclutamiento en un océano que se calienta²⁹. Se ha demostrado que las temperaturas más cálidas dan lugar a una reproducción más temprana en los estudios de acondicionamiento térmico de los corales realizados en el laboratorio³⁰, y esto también se ha observado en los corales recolectados de los arrecifes naturales a lo largo de las estaciones³¹. Sin embargo, curiosamente, recientemente se observó la tendencia opuesta en corales alimentados cultivados en el transcurso de 1 año en un sistema de flujo ex situ (es decir, la reproducción ocurrió más temprano en el ciclo lunar a temperaturas invernales más frías y más tarde en el ciclo lunar a temperaturas estivales más cálidas)³². Este resultado contrastante sugiere que el tiempo reproductivo puede desviarse de los patrones típicos en condiciones asociadas con abundantes recursos energéticos.

Los experimentos controlados a largo plazo bajo diferentes escenarios de temperatura podrían contribuir a una mejor comprensión de la influencia de la heterótrofia en la reproducción en corales escleractinianos. Sin embargo, mantener colonias de coral reproductoras en condiciones ex situ durante múltiples ciclos reproductivos puede ser un desafío (pero ver investigaciones previas^32,33). En este trabajo se describen técnicas sencillas y efectivas para la alimentación activa (fuente de alimento: nauplios de Artemia) y el cultivo a largo plazo de un coral incubador (Pocillopora acuta) en un sistema acuícola de flujo continuo; Sin embargo, cabe señalar que todas las técnicas descritas también pueden utilizarse en sistemas acuícolas de recirculación. Para demostrar estas técnicas, se realizó una comparación preliminar de la producción reproductiva y el momento de las colonias de coral mantenidas a 24 °C y 28 °C bajo tratamientos "alimentados" y "no alimentados". Estas temperaturas se eligieron para aproximarse a las temperaturas del agua de mar en invierno y verano, respectivamente, en el sur de Taiwán^30,34; No se eligió una temperatura más alta porque la promoción del cultivo ex situ a largo plazo, en lugar de probar la respuesta de los corales al estrés térmico, era un objetivo principal de este experimento. Además, se cuantificó la densidad de nauplios de Artemia antes y después de las sesiones de alimentación para comparar la viabilidad de la alimentación heterótrofa en ambos tratamientos de temperatura.

En concreto, se obtuvieron 24 colonias de P. acuta (extensión lineal total media ± desviación estándar: 21,3 cm ± 2,8 cm) a partir de tanques de flujo continuo en las instalaciones de investigación del Museo Nacional de Biología Marina y Acuario, en el sur de Taiwán. Pocillopora acuta es una especie de coral común que posee una estrategia reproductiva de desove al voleo, pero típicamente incubadora^35,36. Las colonias progenitoras de estos corales fueron recolectadas originalmente en el arrecife Outlet (21.931°E, 120.745°N) aproximadamente 2 años antes para otro experimento³². En consecuencia, las colonias de coral utilizadas en el presente experimento habían sido criadas durante toda su vida en condiciones de cultivo ex situ; específicamente, las colonias fueron expuestas a temperatura ambiente y a un ciclo de luz: oscuridad de 12 h:12 h a 250 μmol cuantos m−²·s⁻¹ y fueron alimentadas con nauplios de Artemia dos veces por semana. Reconocemos que este cultivo ex situ a largo plazo podría haber afectado la forma en que las colonias respondieron a las condiciones de tratamiento en este experimento. Por lo tanto, nos gustaría enfatizar que el objetivo principal aquí es ilustrar cómo las técnicas descritas se pueden utilizar de manera efectiva para cultivar corales ex situ mediante la demostración de un ejemplo aplicado en el que se evaluaron los efectos de la temperatura y la alimentación en la reproducción de los corales.

Las colonias de coral se distribuyeron uniformemente en seis tanques de cultivo del sistema de flujo continuo (largo interior del tanque x ancho x alto: 175 cm x 62 cm x 72 cm; régimen de luz del tanque: ciclo de luz: luz y oscuridad de 12 h:12 h a 250 μmol quanta m−²·s⁻¹) (Figura 1A). La temperatura en tres de los tanques se fijó en 28 °C, y la temperatura en los otros tres tanques se fijó en 24 °C; cada tanque tenía un registrador que registraba la temperatura cada 10 minutos (ver la Tabla de Materiales). La temperatura se controló de forma independiente en cada tanque mediante enfriadores y calentadores, y la circulación del agua se mantuvo mediante motores de flujo (ver la Tabla de Materiales). La mitad de las colonias de cada tanque (n = 2 colonias/tanque) fueron alimentadas con nauplios de Artemia dos veces por semana, mientras que las otras colonias no fueron alimentadas. Cada sesión de alimentación tuvo una duración de 4 h y se llevó a cabo en dos tanques de alimentación independientes con temperatura específica. Durante la alimentación, todas las colonias se trasladaron a los tanques de alimentación, incluidas las colonias no alimentadas, para estandarizar el efecto de estrés potencial de mover las colonias entre los tanques. Las colonias en los tratamientos alimentados y no alimentados se colocaron en su propio compartimiento utilizando un marco de malla dentro de los tanques de alimentación de temperatura específica para que solo las colonias en la condición de alimentación recibieran alimento. La producción reproductiva y el momento reproductivo de los corales se evaluaron diariamente a las 09:00 a.m. para cada colonia contando el número de larvas que habían sido liberadas en los contenedores de recolección de larvas durante la noche.

Protocolo

1. Colonias de coral colgantesen tanques de acuicultura ex situ

1. Coloque una barra con muescas (largo x ancho x alto: 75 cm x 1 cm x 3 cm), en lo sucesivo denominada "barra colgante", a través del tanque de cultivo en preparación para colgar las colonias de coral.
   NOTA: La barra para colgar utilizada en este experimento fue hecha a medida, pero un simple tubo de PVC con tornillos que sobresalgan (es decir, que actúen como muescas) sería suficiente siempre que se pueda colocar de manera estable en la parte superior del tanque de cultivo y sea lo suficientemente fuerte como para sostener los corales.
2. Mida un trozo de hilo de pescar (consulte la Tabla de materiales) a ~ 1,5 m de longitud y luego dóblelo por la mitad dos veces.
   NOTA: La longitud inicial de la línea de pesca debe elegirse en función de la posición final deseada de la colonia de coral en el tanque de cultivo.
3. Haz un pequeño nudo simple en el extremo del hilo de pescar doblado que tiene los extremos iniciales del hilo de pescar.
   NOTA: Después de hacer el nudo, debe haber dos bucles grandes en la parte inferior y un bucle pequeño en la parte superior.
4. Coloque la colonia de coral en el medio de los dos bucles grandes de modo que los bucles se coloquen alrededor de la colonia y puedan sujetar el coral de forma segura cuando se cuelgue en el agua.
5. Enganche el pequeño lazo superior del hilo de pescar en una muesca en la barra para colgar (Figura 1B).

2. Alimentación de los corales

1. Fabricación del recipiente de alimentación
   1. Construye un marco rectangular con un tubo acrílico (largo x ancho x alto: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Haga dos compartimentos separados en el marco donde se puedan colocar los corales alimentados y no alimentados, respectivamente (Figura 1C).
      NOTA: Se utilizó un tubo acrílico porque es liviano (es decir, a diferencia del tubo de PVC más pesado) y, por lo tanto, podría facilitar el movimiento del recipiente de alimentación dentro / fuera de los tanques de cultivo.
   2. Utilice una pistola de pegamento caliente para adherir 100 μm de malla de plancton en la parte inferior y los lados del marco.
   3. Taladre un total de ~ 10 agujeros pequeños (0,5 cm de diámetro) en las tuberías (especialmente a lo largo de los lados y la parte inferior del marco) para evitar que el recipiente de alimentación flote cuando se coloque en el tanque de cultivo.
   4. Taladre agujeros (~0,5 cm de diámetro) a través de la malla de plancton en cada esquina del recipiente de alimentación.
   5. Coloque un tubo de 8 cm de longitud y 0,5 cm de diámetro a través de los orificios de las esquinas y use una pistola de pegamento caliente para fijarlo en su posición.
      NOTA: Estos trozos de tubería se conectarán a una bomba de aire y a piedras de burbujas durante la alimentación (consulte el paso 2.3.2 para obtener más detalles).
2. Cultivo de Artemia
   1. Recoja 2 litros de agua de mar de un tanque de alimentación independiente y vierta el agua de mar en un recipiente de incubación de Artemia (Figura 1D).
      NOTA: En el presente experimento utilizado para demostrar los protocolos, se utilizaron dos tanques de alimentación independientes específicos para el tratamiento, lo que requirió la preparación de dos contenedores de incubación para el cultivo de Artemia .
   2. Conecte una bomba de aire a un tubo conectado al fondo del recipiente de incubación durante aproximadamente 10 minutos antes de agregar quistes de artemia .
   3. Mientras espera, use una balanza para medir 8 g de quistes de Artemia (consulte la Tabla de materiales).
      NOTA: Para obtener una densidad media de 35 nauplios individuales de Artemia /mL, como sugieren Huang et ^al.19, utilizar una proporción de 4 g de quistes de Artemia por 1 L de agua de mar.
   4. Después de 10 minutos, vierta los 8 g de quistes de Artemia en el recipiente de incubación.
   5. Incubar los quistes de Artemia durante 48 h.
3. Preparación del tanque de alimentación
   1. Coloque el recipiente de alimentación en el tanque de alimentación de modo que la parte superior del recipiente esté por encima de la superficie del agua.
   2. Conecte la parte exterior del tubo de la esquina del recipiente de alimentación a una bomba de aire, que suministrará aire a las piedras de burbujas para facilitar la circulación del agua durante la alimentación.
   3. Encienda la bomba de aire ~ 5 minutos antes del inicio de la alimentación.
4. Enriquecimiento y recolección de nauplios de Artemia
   1. Añadir 1,5 ml de dieta de enriquecimiento (ver la Tabla de Materiales) al recipiente de incubación 2 h antes de la hora de alimentación deseada.
      NOTA: Huang et al. recomiendan una proporción de 0,75 mL de dieta de enriquecimiento por 1 L de agua de ^mar.19.
   2. Después de 2 h, cierre la válvula que suministra aire al contenedor de incubación.
   3. Cubra el contenedor de incubación con una caja de cartón para excluir la luz ambiental y coloque una fuente de luz (una linterna de teléfono celular es suficiente) en la base del contenedor de incubación durante 5 minutos para atraer nauplios de Artemia al fondo del contenedor y así facilitar la separación de los nauplios vivos de Artemia de las conchas vacías.
   4. Después de 5 minutos, retire la caja y la fuente de luz.
   5. Coloque una jarra medidora de 3 L debajo del recipiente de incubación.
   6. Separe el tubo del recipiente de incubación para permitir que los nauplios de Artemia y la solución de agua de mar fluyan hacia la jarra medidora; recoger 1 L de nauplios de Artemia y solución de agua de mar.
      NOTA: Recoja solo la mitad del volumen en el contenedor de sombreado para excluir las cáscaras vacías no deseadas.
   7. Mientras está parado muy cerca del tanque de alimentación, vierta los nauplios de Artemia y la solución de agua de mar a través de un colador de 100 μm para separar los nauplios de Artemia (que permanecerán en el colador) del agua de mar.
   8. Enjuague los nauplios de Artemia que se encuentran dentro del colador dos veces con agua del tanque de alimentación.
   9. Los nauplios de Artemia ya están listos para ser utilizados.
5. Alimentar a las colonias de coral
   1. Descargue los nauplios de Artemia colocando el colador del paso 2.4.8 en el tanque de alimentación.
   2. Revuelva el agua en el tanque a mano para distribuir uniformemente los nauplios de Artemia .
      NOTA: Recoja muestras para la cuantificación "previa a la alimentación" de la densidad de nauplios de Artemia después de este paso (consulte el paso 3.1 para obtener más detalles).
   3. Mueva cada barra colgante (con las colonias de coral aún colgando de la barra) del tanque de cultivo al tanque de alimentación, y coloque la barra de modo que descanse de forma segura en la parte superior del tanque de alimentación. El tiempo de exposición de los corales al aire debe ser lo más corto posible.
      NOTA: Asegúrese de que las colonias no se toquen entre sí y tengan suficiente espacio para capturar alimentos (por ejemplo, a ~ 5 cm de distancia).
   4. Apague las luces de los tanques de alimentación o use una tapa no hermética para cubrir el tanque de alimentación y evitar perturbaciones ligeras durante la alimentación.
   5. Deje que las colonias se alimenten sin ser molestadas durante 4 h.
   6. Después de 4 h, recoja las muestras para la cuantificación "post-alimentación" de la densidad de nauplios de Artemia (ver paso 3.1 para más detalles).
6. Limpieza posterior a la alimentación
   1. Una vez finalizada la sesión de alimentación, retire las colonias de coral. Saque las barras colgantes del tanque de alimentación individualmente y enjuague bien cada coral con agua de mar de su respectivo tanque de cultivo para eliminar cualquier nauplio residual de Artemia .
      NOTA: Enjuague las colonias sobre una superficie estable en lugar de mientras están colgadas para reducir el riesgo de daño que podría ocurrir si las colonias se balancearan hacia adelante y hacia atrás durante el enjuague. De acuerdo con la transferencia inicial, mantenga el tiempo durante el cual los corales están expuestos al aire lo más corto posible.
   2. Vuelva a colocar las barras colgantes (con corales colgados) en los tanques de cultivo.
   3. Separe los tubos que conectan el recipiente de alimentación a la bomba de aire y retire el recipiente de alimentación del tanque de alimentación.
   4. Enjuague bien el recipiente de alimentación con agua dulce para eliminar todos los nauplios de Artemia restantes.

3. Cuantificación de la densidad de nauplios de Artemia antes y después de la alimentación

1. Recogida de las muestras
   1. Recoja las muestras en dos momentos: primero, cuando los nauplios de Artemia se hayan descargado y distribuido uniformemente en el recipiente de alimentación (paso 2.5.2), y nuevamente después de que se haya completado la sesión de alimentación (paso 2.5.6).
   2. Para cada punto de tiempo, use tres jeringas para extraer 20 ml de agua de la superficie, la capa intermedia y la capa inferior del recipiente de alimentación, respectivamente.
2. Dilución de la muestra
   1. Para cada jeringa, transfiera la muestra de 20 ml de agua a un vaso de precipitados independiente de 500 ml.
   2. Añadir 180 ml de agua caliente (~60 °C) al vaso de precipitados (dilución 1:10).
      NOTA: El agua caliente se utiliza para inmovilizar los nauplios de Artemia para aumentar la precisión de la enumeración.
   3. Agregue 2 ml de la muestra de agua del vaso de precipitados en cada pocillo de una placa de 9 pocillos.
      NOTA: Mezcle la muestra en el vaso de precipitados para distribuir los nauplios de Artemia uniformemente en la columna de agua antes de extraer los 2 ml de muestra.
   4. Cuente el número de nauplios de Artemia en cada pocillo bajo un microscopio estereoscópico usando un aumento de 6.5x (ver la Tabla de Materiales).
3. Cálculo de la densidad de nauplios de Artemia
   1. Divida el número de nauplios de Artemia en cada pocillo por 2 para obtener el número de nauplios de Artemia por ml. Luego, multiplique ese número por 10 (para tener en cuenta la dilución) para calcular la densidad de nauplios de Artemia.
   2. Calcule la densidad media de los nauplios de Artemia (es decir, la densidad media de las 27 réplicas de pocillos antes y después de la alimentación) para comparar la densidad de nauplios de Artemia entre antes y después de la alimentación.

4. Colección de larvas de coral

1. Fabricación del recipiente de recolección de larvas (Figura 1E)
   1. Selecciona una botella de agua de plástico de 6 litros y corta la parte inferior de la botella por completo.
      NOTA: Esta abertura se utilizará para transferir las colonias dentro y fuera del contenedor de recolección de larvas.
   2. Crea dos ventanas recortando un rectángulo de ~15 cm x 20 cm de cada lado de la botella.
      NOTA: Una botella de agua de plástico de 6 L es apropiada para corales de ~15 cm de diámetro; Modifique el tamaño de la botella en función del tamaño de los corales que se están estudiando.
   3. Use una pistola de pegamento caliente y luego epoxi para adherir una malla de plancton de 100 μm en cada una de las ventanas.
   4. Crea dos agujeros pequeños (~0,5 cm de diámetro) a cada lado del fondo de la botella.
   5. Pase una cuerda a través de los dos agujeros pequeños y ate ambos extremos para crear un asa para enganchar el recipiente de recolección de larvas en la barra para colgar.
   6. Antes del uso inicial, coloque las botellas en un tanque de flujo continuo (sin corales) durante al menos 24 horas para eliminar cualquier residuo de pegamento.
2. Preparación para la recolección de corales
   1. Sumerja el recipiente de recolección de larvas completamente en el tanque de cultivo.
   2. Coloque la colonia en el recipiente de recolección de larvas mientras mantiene tanto la colonia como el recipiente sumergidos en agua.
   3. Enganche el asa del recipiente de recolección de larvas en la barra para colgar.
      NOTA: Después de colgar, asegúrese de que la parte superior del recipiente de recolección esté ~ 3 cm por encima del agua.
   4. Repita los pasos 4.2.1-4.2.3 hasta que todas las colonias estén en sus contenedores de recolección de larvas.
3. Recolección y enumeración de las larvas de coral
   1. Prepare una jarra medidora de 3 litros, un recipiente, una pipeta de 3 ml y tubos de 50 ml.
   2. Desenganche el hilo de pescar de la barra colgante y retire una colonia de su contenedor de recolección de larvas. Vuelva a colocar la colonia en el tanque de cultivo inmediatamente.
      NOTA: Asegúrese de que la duración de la exposición al aire sea lo más corta posible.
   3. Coloque una mano en el extremo de la tapa del recipiente de recolección de larvas.
      NOTA: Cuando el recipiente de recolección de larvas está lleno de agua, puede ser pesado. Sin el soporte adecuado, el recipiente puede romperse cuando se retira del agua.
   4. Desenganche el "asa" del recipiente de recolección de larvas de la barra para colgar.
   5. Levante lentamente el recipiente de recolección de larvas fuera del agua.
   6. Sostenga el recipiente de recolección en un ángulo de aproximadamente 45° por encima del tanque de cultivo durante unos segundos para permitir que el exceso de agua fluya de regreso al tanque a través de las ventanas del contenedor de recolección de larvas.
      NOTA: No incline el recipiente más allá de 45° para mitigar la posibilidad de que las larvas salgan de la parte superior del recipiente.
   7. Retire el recipiente de recolección de larvas del tanque y colóquelo encima de la jarra medidora.
   8. Antes de desenroscar la tapa, use un dedo para aplicar una cantidad moderada de presión contra la tapa y luego desenrosque la tapa.
      NOTA: El agua dentro del recipiente de recolección se puede liberar rápidamente cuando se retira la tapa si no se apoya primero en el dedo (es decir, lo que podría provocar la pérdida de larvas).
   9. Transfiera un poco del agua dentro de la jarra medidora a un tazón.
   10. Cuente manualmente el número de larvas en el recipiente utilizando una pipeta de 3 ml para mover las larvas a un tubo de 50 ml.
       NOTA: Tenga en cuenta que algunas de las larvas pueden atascarse dentro de la pipeta. Si esto sucede, introduzca un poco de agua de mar en la pipeta y agítela suavemente mientras sella la pipeta con un dedo para aflojar las larvas.
   11. Continúe con los pasos 4.3.9 y 4.3.10 hasta que se hayan contado todas las larvas. En esta etapa, las larvas se pueden utilizar en experimentos posteriores.
   12. Repita los pasos 4.3.2 a 4.3.10 para todas las demás colonias de coral.
       NOTA: La jarra medidora y el tazón deben enjuagarse entre colonias.
   13. Una vez finalizado el conteo, enjuague bien cada recipiente de recolección con agua dulce, especialmente las ventanas.

Resultados

Los protocolos descritos permitieron (1) la comparación de la producción reproductiva y el momento de las colonias de coral individuales entre distintos tratamientos de alimentación y temperatura, y (2) una evaluación de la viabilidad de la alimentación de nauplios de Artemia a diferentes temperaturas. En este documento se ofrece una breve descripción general de los hallazgos, pero se debe tener precaución con respecto a la interpretación amplia de los efectos reportados de la temperatura y la alimentaci...

Discusión

Esta evaluación preliminar del efecto de la temperatura y la alimentación en la reproducción de los corales reveló diferencias en la producción reproductiva y el momento entre las colonias cultivadas en distintas condiciones de tratamiento. Además, se encontró que alimentar con nauplios de Artemia a las colonias de coral parecía ser efectivo a temperaturas relativamente frías (24 ° C) como cálidas (28 ° C). Estos hallazgos combinados ponen de relieve la aplicabilidad de estas sencillas técnicas para...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Artemia cysts	Supreme plus	NA	Food source
Chiller	Resun	CL650	To cool down water temperature if needed
Conductivity portable meter	WTW	Cond 3110	To measure salinity
Enrichment diets	Omega	NA	Used in Artemia cultivation
Fishing line	Super	Nylon monofilament	To hang the coral colonies
Flow motors	Maxspect	GP03	To create water flow
Heater 350 W	ISTA	NA	Heaters used in tanks
HOBO pendant temperature logger	Onset Computer	UA-002-08	To record water temperature
LED lights	Mean Well	FTS: HLG-185H-36B	NA
Light portable meter	LI-COR	LI-250A	Device used with light sensor to measure light intensity in PAR
Light sensor	LI-COR	LI-193SA	NA
Plankton net 100 µm mesh size	Omega	NA	To collect larvae and artemia
Primary pump 6000 L/H	Mr. Aqua	BP6000	To draw water from tanks into chiller
Propeller-type current meter	KENEK	GR20	Device used with propeller-type detector to measure flow rate
Propeller-type detector	KENEK	GR3T-2-20N	NA
Stereo microscope	Zeiss	Stemi 2000-C	To count the number of artemia
Temperature controller 1000 W	Rep Park	O-RP-SDP-1	To set and maintain water temperature