JoVE Logo
Faculty Resource Center

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Biology

Визуализация всего крепления для визуализации и количественной оценки структуры периферического хрусталика, морфологии и организации клеток

Published: January 19th, 2024

DOI:

10.3791/66017

1Department of Biological Sciences, University of Delaware, 2School of Optometry and Vision Science Program, Indiana University, 3Department of Biomedical Engineering, University of Delaware
* These authors contributed equally

В представленных протоколах описаны новые методы визуализации с помощью всей монтировки для визуализации периферических структур в окулярном хрусталике с методами количественной оценки изображения. Эти протоколы могут быть использованы в исследованиях, чтобы лучше понять взаимосвязь между микромасштабными структурами хрусталика и развитием/функцией хрусталика.

Окулярная линза представляет собой прозрачную гибкую ткань, которая изменяет свою форму, чтобы фокусировать свет с разных расстояний на сетчатке. За исключением базальной мембраны, окружающей орган, называемой капсулой, хрусталик полностью клеточный, состоящий из монослоя эпителиальных клеток в переднем полушарии и объемной массы клеток волокон хрусталика. На протяжении всей жизни эпителиальные клетки пролиферируют в зародышевой зоне на экваторе хрусталика, а экваториальные эпителиальные клетки мигрируют, удлиняются и дифференцируются во вновь образованные волоконные клетки. Экваториальные эпителиальные клетки существенно изменяют морфологию от хаотично упакованных булыжных клеток к выровненным шестиугольным клеткам, образующим меридиональные ряды. Вновь сформированные клетки волокон хрусталика сохраняют гексагональную клеточную форму и удлиняются к переднему и заднему полюсам, образуя новую оболочку клеток, которые накладываются на предыдущие поколения волокон. Мало что известно о механизмах, которые управляют замечательным морфогенезом эпителиальных клеток хрусталика в волоконные клетки. Для лучшего понимания структуры, развития и функционирования хрусталика были разработаны новые протоколы визуализации периферических структур с использованием целых креплений окулярных линз. Здесь показаны методы количественной оценки толщины капсулы, площади эпителиальных клеток, площади и формы ядра клетки, меридионального порядка и упаковки клеток, а также ширины клеток волокна. Эти измерения необходимы для выяснения клеточных изменений, которые происходят во время роста хрусталика на протяжении всей жизни, и понимания изменений, которые происходят с возрастом или патологией.

Окулярная линза представляет собой гибкую, прозрачную ткань, расположенную в передней части глаза, которая функционирует для точной фокусировки света на сетчатке. Способность объектива функционировать можно объяснить, в частности, его сложной архитектурой и организацией 1,2,3,4,5,6. Ткань хрусталика окружает капсула, базальная мембрана, необходимая для поддержания структуры хрусталика и биомеханических свойств 7,8,9

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Мыши содержатся в помещении для животных Университета штата Делавэр, где содержатся в среде, свободной от патогенов. Все процедуры для животных, включая эвтаназию путем ингаляцииCO2 , проводились в соответствии с протоколами, утвержденными Комитетом по уходу за животными и их испо.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Передняя капсула хрусталика, область эпителиальных клеток и ядерная область
Чтобы проанализировать толщину капсулы хрусталика, мы окрашивали капсулы хрусталика в живые или фиксированные линзы с помощью WGA. Мы идентифицировали эпителиальные клетки хрусталика путем маркиро.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Описанные протоколы позволяют визуализировать периферические структуры и клетки хрусталика в передней и экваториальной областях хрусталика с высоким пространственным разрешением. В данном исследовании были показаны методы визуализации периферических структур линз с использовани?.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Эта работа была поддержана грантом R01 Национального института глаз EY032056 для CC и R01 EY017724 для VMF, а также Национальным институтом общих медицинских наук в рамках гранта No P20GM139760. S.T.I был поддержан NIH-NIGMS T32-GM133395 в рамках программы подготовки докторантов Chemistry-Biology Interface, а также премией University of Delaware Graduate Scholars Award.

....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
3 mm Biopsy PunchAcuderm IncNC9084780
AgaroseApex BioResearch Products20-102GP
Antimycotic/AntibioticCytivaSV30079.01
Bovine Serum Albumin (Fraction V)Prometheus25-529
Delicate task wipesKimwipe
Glass bottomed dish (Fluorodish)World Precision InternationalFD35-100
Hoescht 33342Biotium40046
Laser scanning confocal Microscope 880Zeiss
MatTek Imaging DishMatTek Life SciencesP35G-1.5-14
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences100503-917
PBSGenClone25-507B
Phenol red-free medium 199Gibco11043023
Rhodamine-PhalloidinThermo Fisher00027
Triton X100Sigma-Aldrich11332481001
WGA-640BiotiumCF 640R

  1. Gokhin, D. S., et al. Tmod1 and CP49 synergize to control the fiber cell geometry, transparency, and mechanical stiffness of the mouse lens. PLoS One. 7 (11), e48734 (2012).
  2. Cheng, C., et al. Age-related changes in eye lens biomechanics, morphology, refractive index and transparency. Aging (Albany NY). 11 (24), 12497-12531 (2019).
  3. Cheng, C., et al. Tropomodulin 1 regulation of actin is required for the formation of large paddle protrusions between mature lens fiber cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 57 (10), 4084-4099 (2016).
  4. Parreno, J., Cheng, C., Nowak, R. B., Fowler, V. M. The effects of mechanical strain on mouse eye lens capsule and cellular microstructure. Mol Biol Cell. 29 (16), 1963-1974 (2018).
  5. Sindhu Kumari, S., et al. Role of Aquaporin 0 in lens biomechanics. Biochem Biophys Res Commun. 462 (4), 339-345 (2015).
  6. Martin, J. B., et al. Arvcf dependent adherens junction stability is required to prevent age-related cortical cataracts. Front Cell Dev Biol. 10, 840129 (2022).
  7. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  8. Mekonnen, T., et al. The lens capsule significantly affects the viscoelastic properties of the lens as quantified by optical coherence elastography. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1134086 (2023).
  9. Fincham, E. F. The function of the lens capsule in the accommodation of the eye. Trans Optical Society. 30 (3), 101 (1929).
  10. Cheng, C., Nowak, R. B., Fowler, V. M. The lens actin filament cytoskeleton: Diverse structures for complex functions. Exp Eye Res. 156, 58-71 (2017).
  11. Bassnett, S., Sikic, H. The lens growth process. Prog Retin Eye Res. 60, 181-200 (2017).
  12. Sikic, H., Shi, Y., Lubura, S., Bassnett, S. A full lifespan model of vertebrate lens growth. R Soc Open Sci. 4 (1), 160695 (2017).
  13. Cheng, C., Ansari, M. M., Cooper, J. A., Gong, X. EphA2 and Src regulate equatorial cell morphogenesis during lens development. Development. 140 (20), 4237-4245 (2013).
  14. Sugiyama, Y., Akimoto, K., Robinson, M. L., Ohno, S., Quinlan, R. A. A cell polarity protein aPKClambda is required for eye lens formation and growth. Dev Biol. 336 (2), 246-256 (2009).
  15. Zampighi, G. A., Eskandari, S., Kreman, M. Epithelial organization of the mammalian lens. Exp Eye Res. 71 (4), 415-435 (2000).
  16. Lovicu, F. J., Robinson, M. L. . Development of the Ocular Lens. , (2011).
  17. Kuszak, J. R., Zoltoski, R. K., Sivertson, C. Fibre cell organization in crystalline lenses. Exp Eye Res. 78 (3), 673-687 (2004).
  18. Cvekl, A., Ashery-Padan, R. The cellular and molecular mechanisms of vertebrate lens development. Development. 141 (23), 4432-4447 (2014).
  19. Vu, M. P., Cheng, C. Preparation and immunofluorescence staining of bundles and single fiber cells from the cortex and nucleus of the eye lens. J Vis Exp. (196), e65638 (2023).
  20. Islam, S. T., Cheng, C., Parreno, J., Fowler, V. M. Nonmuscle myosin IIA regulates the precise alignment of hexagonal eye lens epithelial cells during fiber cell formation and differentiation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 64 (4), 20 (2023).
  21. Patel, S. D., Aryal, S., Mennetti, L. P., Parreno, J. Whole mount staining of lenses for visualization of lens epithelial cell proteins. MethodsX. 8, 101376 (2021).
  22. Parreno, J., et al. Methodologies to unlock the molecular expression and cellular structure of ocular lens epithelial cells. Front Cell Dev Biol. 10, 983178 (2022).
  23. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45 (9), 593-605 (2007).
  24. Zhang, Y., et al. Mouse models of MYH9-related disease: mutations in nonmuscle myosin II-A. Blood. 119 (1), 238-250 (2012).
  25. Cheng, C., Gokhin, D. S., Nowak, R. B., Fowler, V. M. Sequential application of glass coverslips to assess the compressive stiffness of the mouse lens: Strain and morphometric analyses. J Vis Exp. (111), e53986 (2016).
  26. Riedl, J., et al. Lifeact: a versatile marker to visualize F-actin. Nat Methods. 5 (7), 605-607 (2008).
  27. Lukinavicius, G., et al. Fluorogenic probes for live-cell imaging of the cytoskeleton. Nat Methods. 11 (7), 731-733 (2014).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved