Мы представляем протокол для стеклянной полугидропонной экспериментальной системы, поддерживающей рост различных филогенетически различных растений с микробами или без них. Система совместима с различными питательными средами и позволяет проводить неразрушающий отбор проб корневого экссудата для последующего анализа.
Корневые экссудаты формируют границу между растением и почвой, участвуют в круговороте питательных веществ и модулируют взаимодействие с почвенными организмами. Корневой экссудат динамичен и формируется биологическими, экологическими и экспериментальными условиями. Из-за их широкого разнообразия и низких концентраций точные профили экссудата трудно определить, особенно в естественной среде, где присутствуют другие организмы, переворачивающие соединения растительного происхождения и сами производящие дополнительные соединения. Представленная здесь экспериментальная система с полугидропонной стеклянной банкой позволяет контролировать биологические, экологические и экспериментальные факторы. Он позволяет выращивать различные филогенетически различные виды растений в течение нескольких месяцев с микробами или без них, в различных средах роста. Конструкция на стеклянной основе обеспечивает низкий метаболитный фон для высокой чувствительности и низкого воздействия на окружающую среду, поскольку ее можно использовать повторно. Пробы экссудата могут быть отобраны неразрушающим методом, и при желании условия могут быть изменены в ходе эксперимента. Установка совместима с масс-спектрометрической аналитикой и другими последующими аналитическими процедурами. Таким образом, мы представляем универсальную систему выращивания, подходящую для чувствительного анализа корневого экссудата в различных условиях.
В густонаселенных почвах ризосфера представляет собой богатую углеродом нишу. Он формируется корнями растений путем экссудации до 20% ассимилированного углерода и содержит микробные сообщества, которые отличаются от резидентного почвенного микробиома 1,2,3,4,5,6. По меретого, как исследователи изучают полезные функции микробов, связанных с корнями, и связанный с ними потенциал устойчивого сельского хозяйства, это наблюдение, часто называемое эффектом ризосферы, находится в центре внимания растущих научных усилий. Однако до сих пор химический диалог между микроорганизмами и растениями, который, как предполагается, является движущей силой ризосферного эффекта, остается малоизученным, и, следовательно, механистическое понимание разработки надежных микробных растворов в сельском хозяйстве ограничено 8,9,10.
Расшифровка корневых экссудатов в почвенной среде, где метаболиты легко поглощаются частицами почвы и быстро переносятся микробными сообществами, не является простой задачей, особенно для видов растений с тонкой корневой системой, таких как модельное растение Arabidopsis thaliana11. Вот почему в большинстве исследований корневой экссудат отбирают из гидропонных систем. В этих микрокосмах надземные части растений удерживаются на месте с помощью специальных держателей для растений или более сдержанных материалов, таких как сетка, агар и стеклянные шарики. Используемые контейнеры варьируются от чашек Петри на многолуночных планшетах до различных нестандартных и коммерческих ящиков с аэрационными фильтрами или без них12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19. В зависимости от системы условия произрастания растений будут сильно различаться и в большей или меньшей степени отражать природные условия.
Здесь мы представляем полугидропонную систему на основе стекла, которая поддается экспериментам и дает высоковоспроизводимые результаты. Он прост в сборке и использовании и основан на общедоступных материалах. Система основана на стеклянной банке, наполненной стеклянными шариками, используя преимущества многоразового использования и свойств стеклянной посуды с низким связыванием (рис. 1). Гранулы обеспечивают физическую поддержку растущего растения и имитируют механический импеданс, способствуя более почвенной архитектуре корней по сравнению с гидропонными установками 19,20,21. При инокуляции микробами стеклянные шарики представляют собой поверхности, к которым прикрепляются бактерии.
Стеклянную банку можно закрыть для поддержания стерильности, а система спроектирована таким образом, чтобы обеспечить достаточное свободное пространство и циркуляцию воздуха, избегая среды, насыщенной влажностью. Банки подходят для длительного роста различных видов растений и могут увеличиваться и уменьшаться с помощью банок разного размера. Здесь показано применение для шести видов растений, охватывающих травы С3 и С4, двудольные и бобовые. Среди них модельные виды A. thaliana (двудольные), Brachypodium distachyon (однодольные С3), Medicago truncatula (бобовые), а также такие виды сельскохозяйственных культур, как Solanum lycopersicum (томат, двудоль ), Triticum aestivum (пшеница, однодольный С3) и Sorghum bicolor (сорго, однодольное С4). Представленный протокол включает в себя экспериментальную настройку системы, стерилизацию и проращивание семян шести видов растений, пересадку рассады в банки, различные питательные среды, микробный посев, отбор проб корневого экссудата и обработку экссудата для аналитики.
1. Подготовка рассады: Поверхностная стерилизация семян
ПРИМЕЧАНИЕ: Поверхностная стерилизация семян и все последующие шаги должны выполняться в стерильных условиях, если не указано иное. Этапы 1.1–1.4 предназначены для поверхностной стерилизации семян A. thaliana . Другие виды растений имеют альтернативные вариации размера пробирки (в зависимости от количества семян и размера семян), времени нахождения в растворах и растворов для стерилизации (табл. 1).
2. Подготовка рассады: Пересадка проросших семян на свежие тарелки
ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие шаги специфичны для A. thaliana и не требуются для других видов.
3. Подготовка гидропонной системы: установка банки
4. Подготовка гидропонной системы: добавление рассады
5. Сбор корневого экссудата
6. Обработка корневого экссудата для масс-спектрометрии
Экспериментальная система, представленная здесь, позволяет контролировать экспериментальные факторы и факторы окружающей среды, изменяющие профили корневой экссудации. Мы сравнили рост A. thaliana при различных условиях освещения, возрасте растений и плотности растений в двух разных лабораториях (рис. 3). Растения выглядели здоровыми в разных лабораториях (рис. 3A,B). Условия короткого дня (10 часов света против 16 часов света, рис. 3) привели к увеличению массы корней по сравнению с условиями длинного дня (рис. 3C, D). Точно так же общая корневая масса всех растений, выращенных в условиях длинного дня, была меньше, чем в условиях короткого дня (рис. 3В). В целом, вариабельность роста внутри и между банками была низкой в разных лабораториях.
Система стеклянных банок совместима с различными видами растений и стадиями развития. Конечная точка анализа корневого экссудата обычно составляет 21 день, так как в наших экспериментальных условиях многие виды растений находятся в зрелой вегетативной стадии, прежде чем перейти в репродуктивную стадию (рис. 4A-E). Растения легко удаляются из экспериментальной системы без видимых повреждений корневой системы. Таким образом, определение веса тканей или использование тканей для последующего анализа не вызывает затруднений. Наибольшая масса побегов была обнаружена у пшеницы, за ней следуют сорго и томат. Наибольшая масса корней была обнаружена у сорго, за ним следуют пшеница и M. truncatula. Соотношение корня и побега различается у разных видов. В целом, вес тканей варьировал от 100 мг до 800 мг.
Центральным аспектом экспериментальных систем, позволяющих собирать корневой экссудат, является контролируемая инокуляция микробами для изучения взаимодействия растений и микробов в определенной среде. Представленная экспериментальная система может оставаться стерильной даже при многократных манипуляциях (см. «контрольное» состояние на рисунке 5), а бактерии могут добавляться и поддерживаться в течение длительных периодов времени. Когда 33-дневные растения A. thaliana были инокулированы смесью комменсальных бактерий при OD600 0,004, бактерии сохранялись в течение 12 дней, что составляло полную продолжительность эксперимента (рис. 5). Колониеобразующие единицы даже увеличились в 100 раз в ростовой среде и также колонизировали корни (рис. 5В). Фенотипы инокулированных растений были неотличимы от таковых стерильных растений (рис. 5А, Б).
Представленная экспериментальная система позволяет собирать экссудат во многих экспериментальных условиях. Здесь мы представляем профили экссудации A. thaliana Col-0, собранные либо в ацетате аммония, либо в воде из одних и тех же растений последовательно (рис. 6A). Экссудат хранили при -80 °С до анализа, нормировали по массе корня и анализировали методом масс-спектрометрии. Образцы банок с растениями фильтровали по сравнению с экспериментальным контролем (банки без растений). Из 2 163 метаболитов 436 показали сигнал выше фона (20,16%) и были сохранены для анализа. Из них 416 или 95% соединений показали отчетливую распространенность между условиями эксперимента. Тем не менее, 26 метаболитов не могут быть отнесены к какому-либо соединению и, таким образом, не определены. Большинство метаболитов (406 или 98%) были более распространены в экссудате, собранном водой. Последовательный сбор экссудата сначала в ацетате аммония, а затем в воде может повлиять на профиль экссудации, поскольку метаболические сигналы могут со временем ослабевать. Тем не менее, почти исключительно более высокий сигнал экссудации в воде, собранной во второй временной точке, не подтверждает эту гипотезу: сбор экссудата в чистой воде, вероятно, создает осмотический шок для растений, который вызывает повышенное содержание метаболитов по сравнению с коллекционным растворителем, эквимолярным раствором для роста (20 мМ ацетата аммония равномолярно для среды 0,5x MS). Исследование химических классов идентифицированных соединений обоих условий произрастания показало, что большинство соединений составляют органические кислоты и их производные (28,6%), за ними следуют органические кислородные соединения (18%), органогетероциклические соединения (14,2%) и липиды (13,2%). Лишь небольшая подгруппа метаболитов относится к фенилпропаноидам и поликетидам (8,7%) и бензеноидам (6%). Органические соединения азота, нуклеозиды, сероорганические соединения, алкалоиды, лигнаны и родственные соединения составляют от 2% до 0,5% классифицированных соединений (рис. 6B). Распределение метаболитов, изображенное здесь, соответствует уже опубликованным данным с использованием других типов систем сбора корневых экссудатов24.
Рисунок 1: Настройка стеклянной банки. (А) Баночка со стеклянными бусинами. (B) Банка со стеклянными шариками, готовая к автоклавированию. (С) Рассада в банках (вид сверху). (D) Рассада в банке (вид сверху) с помощью ленты с микропорами 1,25 см. (E) Рассада в банках (вид сбоку) с помощью ленты с микропорами 1,25 см. (F) Рассада в банках (вид сбоку) с микропористой лентой 1,25 см и крышкой. (G) Полная установка банки с рассадой в банках (вид сбоку) с помощью ленты с микропорами 1,25 см, крышкой и лентой с микропорами 2,5 см. (H) Полная настройка банки (вид сверху). (I) Растения в возрасте 21 дня и готовы к сбору урожая (вид сверху). Размер банки: 147 мм, высота и диаметр 100 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Проростки, стерилизованные поверхностно, на 0,5-кратных средних агаровых пластинах Murashige и Skoog в ростовой камере. (A) Arabidopsis thaliana (6 дней), (B) Brachypodium distachyon (6 дней), (C) Medicago truncatula (6 дней), (D) A. thaliana (18 дней). Размер агаровой пластины 120 мм х 120 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Растения Arabidopsis thaliana Col-0, выращенные в банках в условиях короткого и длинного светового дня. (A) Банка с тремя 33-дневными растениями, выращенными в условиях короткого дня (10 ч светлый/14 ч темный, 220 мкмоль м-2 с-1 интенсивность света, 21 °C днем/18 °C ночью) и (B) банка с пятью 21-дневными растениями, выращенными в условиях длинного дня (16 ч светлый/8 ч темный, 150-160 мкмоль м-2 с-1 интенсивность света, 22 °C днем/18 °C ночью). Масса корней (C) всех растений одной банки и (D) одиночных растений. ** Представлены значения значимости t-критерия (p < 0,05). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Пять филогенетически различных видов на 21-й день в системе стерильных стеклянных банок. (A) модельный однодольный Brachypodium distachyon, (B) модельный бобовый Medicago truncatula, (C) двудольный Solanum lycopersicum (томат), (D) двудольное сорго двухцветное, (E) однодольное Triticum aestivum (пшеница). (F) Свежая масса корней и побегов вида, выращенного в стеклянных банках. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Arabidopsis thaliana Col-0 (33 дня), выращенный в условиях короткого дня. (А) в стерильной обстановке или (Б) инокулировать в течение 12 дней консорциумом комменсальных бактерий. (C) Колониеобразующие установки для стерильных (контроль) и инокулированных банок с ростовым субстратом (слева) и корнем (справа). N = 4 банки для стерильного контроля и n = 8 банок для привитого состояния. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Различные профили корневого экссудата для 21-дневного A. thaliana Col-0. Экссудат собирали в течение 2 ч в стерильном 20 мМ ацетате аммония (рН 5,7) с последующим сбором в течение 2 ч в стерильной фильтрованной деионизированной воде. Метаболиты детектировали методом масс-спектрометрии с использованием прямого впрыска. (А) Анализ главных компонент 436 метаболитов, обнаруженных выше фонового уровня (сравнение банок с растениями с банками без растений). PC: главный компонент с объяснением величины дисперсии. Синий цвет: экссудаты, собранные водой, желтый: экссудаты, собранные ацетатом аммония. (B) Круговая диаграмма 416 метаболитов, значительно различающихся в условиях эксперимента (тест Тьюки), окрашенная в соответствии с суперклассом (https://cfb.fiehnlab.ucdavis.edu/). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Вид | Подготовка семян | Время в 70% этаноле (мин) | Концентрация гипохлорита натрия (NaClO) (v/v % отбеливателя) | Время в отбеливателе (мин) | ||
Arabidopsis thaliana | 15 | Никакой; 100% этанол | 15 | |||
Brachypodium distachyon* | Шелуха | 0.5 | 6 | 5 | ||
Medicago truncatula*a | 30 | 6 | 30 | |||
Solanum lycopersicum* | 0.5 | 6 | 5 | |||
Сорго двухцветное* | Шелуха | 0.5 | 6 | 30 | ||
Тритикум (Triticum aestivum)* | Шелуха | 0.5 | 12 | 20 |
Таблица 1: Методы поверхностной стерилизации семян для различных видов. * Промывка 4-5 раз фильтрованной деионизированной водой между этанолом и отбеливателем и в конце; инкубациюв течение 3-6 ч после отбеливателя, заменяя фильтрованной деионизированной водой каждые 30 мин.
Вид | Сутки в банки | Количество растений |
Brachypodium distachyon | 4 к 5 | 3 |
Сорго двухцветное | 4 к 5 | 3 |
Тритикум (Triticum aestivum) | 4 к 5 | 2 |
Medicago truncatula (Медикаго трункатула) | 5 к 6 | 3 |
Solanum lycopersicum | 7 до 8 | 3 |
Arabidopsis thaliana | 17 | от 3 до 5 |
Таблица 2: Возраст рассады в днях для пересадки в банки и количество растений в банке для различных видов растений.
Экспериментальная система, представленная здесь, основана на стеклянных банках и стеклянных шариках и, таким образом, представляет собой простую, неприхотливую в обслуживании и универсальную полугидропонную систему для изучения корневой экссудации в различных контекстах. Он был использован в исследованиях, изучающих профили экссудации различных видов растений25, реакцию экссудации на различные условия роста25, а также влияние физико-химических свойств почвы на экссудацию22. Система подходит для всех видов растений, протестированных здесь, в течение длительных периодов роста, от недель до месяцев. Поддержание стерильных условий не вызывает затруднений, как и инокуляция бактериями, которые сохраняются в течение анализируемого 2-недельного периода роста. Таким образом, экспериментальная система позволяет не только осуществлять контролируемый сбор корневого экссудата в стерильных условиях, но и может быть использована для изучения взаимодействия растений и микробов. Кроме того, питательную среду для растений можно варьировать для изучения метаболических реакций на различные уровни питательных веществ, а периоды роста можно регулировать, адаптируя условия освещения или используя банки разного размера.
Изучение корневого экссудата в условиях гидропоники или полугидропоники остается стандартным в полевых условиях, главным образом, из-за улучшенного разрешения метаболитов с низкой концентрацией11. Многие гидропонные подходы основаны на чашках Петри, многолуночных планшетах или других небольших емкостях, обеспечивающих стерильность и высокую пропускную способность, но ограничивающих эксперименты небольшими растениями или рассадой, выращенными в условиях высокой влажности 17,18,26,27. В представленной установке стеклянных банок достаточное пространство для головы обеспечивается сравнительно большими банками, что позволяет увеличить периоды роста. Полоски с микропорами обеспечивают воздухообмен, сохраняя при этом стерильность. Таким образом, даже высокие однодольные растения, такие как ячмень и кукуруза, можно выращивать в стеклянных банках в течение нескольких недель. Небольшие растения, такие как A. thaliana и клевер, можно изучать в течение 4-5 недель после появления всходов, включая вегетативную и репродуктивную стадии.
Альтернативные гидропонные установки доступны и для более крупных установок, но для них часто требуются изготовленные на заказ короба и приточные отверстия из сетки, пенопластовых плит и приживляющих корзин для поддержки растений 15,28,29,30. Кроме того, эти устройства обычно не предназначены для стерильности или требуют сложных процедур настройки и обслуживания, чтобы защитить их от микробных и/или химических загрязнений. Настройка и поддержание стерильности в представленной экспериментальной системе просты. Кроме того, использование стекла для банок и бусин снижает присутствие загрязняющих веществ, выщелачивающихся из пластика, и экономит ресурсы, поскольку его можно легко мыть и использовать повторно.
Стеклянные шарики применялись ранее для имитации частиц почвы. Они индуцируют естественное развитие корней в устройствах для отбора проб экссудации корней, таких как экссудационные ловушки31 или другие полугидропонные системы19. Установка «стеклянная банка» использует преимущества этой разработки и вводит шарики в качестве колонизационной поверхности для микробов. В почве микробиом вокруг корней растений развивается в полутвердой среде с компактными частицами и пространствами, заполненными воздухом или водой. Несмотря на то, что установка стеклянной банки не включает активную аэрацию питательной среды, из-за чего нижняя жидкая фаза, вероятно, не содержит оптимального уровня кислорода, сочетание большего объема гранул с меньшим объемом питательной среды создает влажную, но аэрируемую верхнюю фазу, в которой микробы могут расти в кислородных условиях. Другие предлагали встряхивать ростовые контейнеры26,28 или использовать трубки, соединенные с воздушными насосами19,29, для поддержания подачи воздуха в гидропонных системах роста. Однако эти системы либо настроены так, чтобы не быть стерильными, либо требуют специальных материалов и постоянного наблюдения для поддержания стерильности. Кроме того, в случае встряхивания следует соблюдать осторожность, чтобы избежать погружения побегов в ростовые растворы и повреждения корневой системы. Тем не менее, при желании представленная экспериментальная установка может быть адаптирована дополнительным материалом для аэрации.
Важнейший аспект, который следует учитывать во всех исследованиях взаимодействия растений и микробов, изучающих метаболизм, заключается в том, что микробы разлагают соединения растительного происхождения и сами производят метаболиты. Без специализированной стерильной экспериментальной установки невозможно провести различие между метаболитами растительного и микробного происхождения. Для ингибирования микробной активности и обогащения соединений растительного происхождения Oburger et al. предложили химически стерилизовать раствор для отбора проб корневого экссудата, чтобы ингибировать бактериальную деградацию32. Влияние химических ингибиторов может быть изучено в представленной экспериментальной системе, сравнивая профили экссудации стерильных и нестерильных растений, обработанных ингибитором или без него.
Основным ограничением представленной установки стеклянных банок является то, что условия произрастания остаются очень искусственными по сравнению с почвой. Экссудаты из растений, выращенных в почве, часто собирают либо из перколяционных систем13, где потоки растворителя собираются в основании ростовых контейнеров, либо из почвенно-гидропонных гибридных систем, где растения первоначально выращиваются в почве, а затем переносятся в гидропонные условия16,33. В отличие от установки в стеклянных банках, эти процедуры обычно являются разрушительными, не позволяя многократно собирать в течение долгого времени в изменяющихся условиях роста. Кроме того, если в перколяционных системах почвенный фон отбирается вместе с экссудатом, то в почвенно-гидропонных гибридных системах проблема высокого почвенного метаболического фона обходится с переводом в гидропонные условия для сбора экссудата. Несмотря на то, что для уменьшения утечки метаболитов через раненые корни11 было введено время восстановления, перенос растений очень разрушительен, и раны, вероятно, сохранятся, а метаболизм растений может измениться в ответ на перенос в гидропонные условия. Более того, во многих случаях осмотический шок вызывается переносом растений в воду вместо подходящего растворадля роста 16,33. В представленном протоколе раствор для роста заменяется эквимолярным раствором для поддержания осмотического баланса, что позволяет захватить экссудацию в течение короткого определенного временного окна. Изменение раствора роста является обычной практикой во многих опубликованных исследованиях и может быть легко достигнуто в гидропонных установках без травмирования корней 12,16,26,34. Благодаря своей универсальности, представленная экспериментальная система может быть легко адаптирована для имитации более естественных условий, например, используя стерильный или нестерильный экстракт почвы в качестве раствора для роста с присутствием твердых частиц почвы или без него. Постепенное изменение естественных условий позволяет изучать влияние различных физико-химических свойств почвы и микробного присутствия на метаболизм и физиологию растений. До того, как научное сообщество получит хорошее представление об экссудации в различных средах, желательно использовать почвенные и гидропонные системы параллельно, поскольку обе установки имеют свои преимущества и ограничения13.
В заключение следует отметить, что представленная полугидропонная экспериментальная установка на стеклянной основе отличается простотой в сочетании с высокой универсальностью применения. Он представляет собой доступный и недорогой способ сбора и изучения экссудации в стерильных условиях или в сочетании с микробами и растительно-микробными взаимодействиями.
Мы благодарим профессора, д-ра Николу Дзамбони и профессора, д-ра Уве Зауэра из Швейцарской высшей технической школы Цюриха, за определение профилей экссудации корня с помощью прямой инъекции, а также профессора, д-ра Клауса Шлеппи из Базельского университета за бактерии A. thaliana commensal. Кроме того, мы выражаем признательность Швейцарскому национальному научному фонду (PR00P3_185831 J.S., поддерживающему S.M., A.S., E.M.S.) и программе PSC-Syngenta Fellowship (предоставленной профессору д-ру Клаусу Шлеппи и J.S., поддерживающему C.J.).
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Agar powder for bacteriology | VWR | 20767.298 | |
Aluminum foil | FORA GmbH | ||
Ammonium acetate | Sigma-Aldrich | 32301-1KG | ACS reagent, Eur >- 98% |
Autoclave VX-150 | Systec | 1150 | |
Balance | Sartorius | QUINTIX64-1S | |
Centrifuge | Hermle Labortechnik GmbH | 305.00 V05 | |
Cuvettes | Greiner Bio-One | 613101 | |
Difco LB Broth, Lennox | BD | 240210 | |
Ethanol | Reuss-Chemie AG | RC-A15-A-005L | |
Filtered deionized water | Merck Millipore | Milli-Q IQ7000 | |
Glass beads | Carl Roth | HH56.1 | 5 mm |
Hydrochloric acid | Merk | 1.00317.1000 | |
Inoculation loop | Karl Hammacher GmbH | HWO_070-21 | |
Jars | Weck | 105741 | 850 mL |
Lyophilizer | Christ | Alpha 2-4 LSCplus | |
Magnesium chloride hexahydrate | Carl Roth | 2189.1 | |
Matrix Orbital thermoshaker | IKA | 10006248 | |
Microcentrifuge tube | Sarstedt AG & Co. KG | 72.695.500 | SafeSeal reaction tube, 2 mL, PP |
Micropore tape | 3M | 1530-0 | 1.25 cm x 9.1 m |
Micropore tape | 3M | 1530-1 | 2.5 cm x 9.1 m |
Murashige & Skoog Medium (MS) | Duchefa Biochemie | M0221.0050 | |
Growth chamber | Percival | SE41-TLCU4 | 16 hour light/8 dark. 22 °C day/18 night |
Phyto agar | Duchefa Biochemie | P1003.1000 | |
Potassium hydroxide | Sigma-Aldrich | 8.14353.0100 | |
SmartSpec Plus Spectrophotometer | Bio-Rad | 170-2525 | |
Sodium hypochlorite solution, 12% Cl | Carl Roth | 9062.4 | |
Square petri dish | Greiner Bio-One | 688102 | 120x120x17 mm, with vents |
Stericup Quick release | Millipore | S2GPU05RE | 0.22 µm PES, 500 mL |
Sterile bench | FASTER S.r.l. | FlowFast H 18 |
Explore More Articles
This article has been published
Video Coming Soon
ABOUT JoVE
Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved