Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • Representative Results
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

Мы представляем протокол для стеклянной полугидропонной экспериментальной системы, поддерживающей рост различных филогенетически различных растений с микробами или без них. Система совместима с различными питательными средами и позволяет проводить неразрушающий отбор проб корневого экссудата для последующего анализа.

Abstract

Корневые экссудаты формируют границу между растением и почвой, участвуют в круговороте питательных веществ и модулируют взаимодействие с почвенными организмами. Корневой экссудат динамичен и формируется биологическими, экологическими и экспериментальными условиями. Из-за их широкого разнообразия и низких концентраций точные профили экссудата трудно определить, особенно в естественной среде, где присутствуют другие организмы, переворачивающие соединения растительного происхождения и сами производящие дополнительные соединения. Представленная здесь экспериментальная система с полугидропонной стеклянной банкой позволяет контролировать биологические, экологические и экспериментальные факторы. Он позволяет выращивать различные филогенетически различные виды растений в течение нескольких месяцев с микробами или без них, в различных средах роста. Конструкция на стеклянной основе обеспечивает низкий метаболитный фон для высокой чувствительности и низкого воздействия на окружающую среду, поскольку ее можно использовать повторно. Пробы экссудата могут быть отобраны неразрушающим методом, и при желании условия могут быть изменены в ходе эксперимента. Установка совместима с масс-спектрометрической аналитикой и другими последующими аналитическими процедурами. Таким образом, мы представляем универсальную систему выращивания, подходящую для чувствительного анализа корневого экссудата в различных условиях.

Introduction

В густонаселенных почвах ризосфера представляет собой богатую углеродом нишу. Он формируется корнями растений путем экссудации до 20% ассимилированного углерода и содержит микробные сообщества, которые отличаются от резидентного почвенного микробиома 1,2,3,4,5,6. По меретого, как исследователи изучают полезные функции микробов, связанных с корнями, и связанный с ними потенциал устойчивого сельского хозяйства, это наблюдение, часто называемое эффектом ризосферы, находится в центре внимания растущих научных усилий. Однако до сих пор химический диалог между микроорганизмами и растениями, который, как предполагается, является движущей силой ризосферного эффекта, остается малоизученным, и, следовательно, механистическое понимание разработки надежных микробных растворов в сельском хозяйстве ограничено 8,9,10.

Расшифровка корневых экссудатов в почвенной среде, где метаболиты легко поглощаются частицами почвы и быстро переносятся микробными сообществами, не является простой задачей, особенно для видов растений с тонкой корневой системой, таких как модельное растение Arabidopsis thaliana11. Вот почему в большинстве исследований корневой экссудат отбирают из гидропонных систем. В этих микрокосмах надземные части растений удерживаются на месте с помощью специальных держателей для растений или более сдержанных материалов, таких как сетка, агар и стеклянные шарики. Используемые контейнеры варьируются от чашек Петри на многолуночных планшетах до различных нестандартных и коммерческих ящиков с аэрационными фильтрами или без них12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19. В зависимости от системы условия произрастания растений будут сильно различаться и в большей или меньшей степени отражать природные условия.

Здесь мы представляем полугидропонную систему на основе стекла, которая поддается экспериментам и дает высоковоспроизводимые результаты. Он прост в сборке и использовании и основан на общедоступных материалах. Система основана на стеклянной банке, наполненной стеклянными шариками, используя преимущества многоразового использования и свойств стеклянной посуды с низким связыванием (рис. 1). Гранулы обеспечивают физическую поддержку растущего растения и имитируют механический импеданс, способствуя более почвенной архитектуре корней по сравнению с гидропонными установками 19,20,21. При инокуляции микробами стеклянные шарики представляют собой поверхности, к которым прикрепляются бактерии.

Стеклянную банку можно закрыть для поддержания стерильности, а система спроектирована таким образом, чтобы обеспечить достаточное свободное пространство и циркуляцию воздуха, избегая среды, насыщенной влажностью. Банки подходят для длительного роста различных видов растений и могут увеличиваться и уменьшаться с помощью банок разного размера. Здесь показано применение для шести видов растений, охватывающих травы С3 и С4, двудольные и бобовые. Среди них модельные виды A. thaliana (двудольные), Brachypodium distachyon (однодольные С3), Medicago truncatula (бобовые), а также такие виды сельскохозяйственных культур, как Solanum lycopersicum (томат, двудоль ), Triticum aestivum (пшеница, однодольный С3) и Sorghum bicolor (сорго, однодольное С4). Представленный протокол включает в себя экспериментальную настройку системы, стерилизацию и проращивание семян шести видов растений, пересадку рассады в банки, различные питательные среды, микробный посев, отбор проб корневого экссудата и обработку экссудата для аналитики.

Protocol

1. Подготовка рассады: Поверхностная стерилизация семян

ПРИМЕЧАНИЕ: Поверхностная стерилизация семян и все последующие шаги должны выполняться в стерильных условиях, если не указано иное. Этапы 1.1–1.4 предназначены для поверхностной стерилизации семян A. thaliana . Другие виды растений имеют альтернативные вариации размера пробирки (в зависимости от количества семян и размера семян), времени нахождения в растворах и растворов для стерилизации (табл. 1).

  1. Добавьте семена в пробирку микроцентрифуги (максимум 20 мг семян) и залейте семена 70% этиловым спиртом.
    ВНИМАНИЕ: Этанол легко воспламеняется. Не используйте вблизи открытого огня.
  2. Переместите закрытые пробирки микроцентрифуги в шейкер на 15 минут и установите вращение таким образом, чтобы семена слегка перемешались.
  3. Осторожно удалите пипеткой 70% этанола и замените его 100% этанолом. Повторите шаг 1.2.
  4. Удалите 100% этанол и высушите семена, оставив крышки пробирок микроцентрифуг открытыми в потоке стерильного воздуха.
  5. Как только семена высохнут, равномерно распределите их на среду 0,5x Murashige и Skoog (MS) с 0,7% фитоагаром, щелкнув трубкой или используя стерильные щипцы. Закройте агаровые пластины и заклейте их лентой с микропорами 1,25 см.
  6. Поместите планшеты горизонтально на полку в камере для выращивания (16 ч светло/8 ч темно, 22 °C днем/18 °C ночью, 150-160 мкмоль м-2 с-1).

2. Подготовка рассады: Пересадка проросших семян на свежие тарелки

ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие шаги специфичны для A. thaliana и не требуются для других видов.

  1. После прорастания пересадите 5-6 саженцев на новые пластины с 0,7% фитоагаром со средой 0,5x MS, разместив проростки линейно, примерно в 3 см от верха (см. положение розетки на рисунке 2D).
  2. Запечатайте агаровые пластины лентой с микропорами 1,25 см и выращивайте вертикально в ростовой камере (рис. 2D) до тех пор, пока рассада не будет готова к пересадке в банки через 15-18 дней после появления всходов (табл. 2).

3. Подготовка гидропонной системы: установка банки

  1. Добавьте 150 мл чистых стеклянных шариков диаметром 5 мм в каждую чистую банку и закройте крышкой (Рисунок 1A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе стеклянные бусины диаметром 5 мм подходят для большинства видов22, но размер шарика можно регулировать при желании.
  2. Накройте закрытые банки достаточным количеством алюминиевой фольги, чтобы покрыть место соединения крышки с банкой, и автоклавируйте (121 °C в течение 20 минут) (Рисунок 1B).
  3. Подготовленные банки держите накрытыми до тех пор, пока растения не будут готовы к пересадке (табл. 2).

4. Подготовка гидропонной системы: добавление рассады

  1. Когда рассада будет готова к пересадке в банки (табл. 2), снимите алюминиевую фольгу и крышки с банок на стерильной скамье.
  2. Если банки должны быть засеяны бактериями, выполните следующие шаги, прежде чем переходить к шагу 4.3; В противном случае пропустите шаг 4.2.
    1. Используя стерильную петлю посева, отбирают единичные колонии из чистых бактериальных культур на агаровых планшетах и суспендируют их в 750 мкл стерильного 10 мМ MgCl2. Повторяйте до тех пор, пока раствор не помутнеет.
    2. Дополнительно: Промыть суспензию 3 раза 750 мкл стерильного 10 мМ MgCl2 центрифугированием в течение 5 минут при 1 000 × г и комнатной температуре с последующим удалением надосадочной жидкости и повторной суспензией гранулы в 750 мкл 10 мМ MgCl2.
    3. Необязательно: При инокуляции нескольких различных видов бактерий смешайте суспензии отдельных штаммов, приготовленные на этапах 4.2.1-4.2.2, в равных пропорциях, прежде чем продолжить.
    4. Отрегулируйте оптическую плотность на длине волны 600 нм (OD600) до 0,2-0,4 в среде 0,5x MS (pH от 5,7 до 5,9, с поправкой на KOH) или другой питательной среде по выбору (см. шаг 4.3). Измерьте наружный диаметр600 еще раз, чтобы проверить, правильно ли разбавлен раствор.
      ВНИМАНИЕ: KOH вызывает коррозию; Наденьте перчатки и лабораторный халат.
    5. Разбавляют суспензию до наружного диаметра600 0,002-0,004 в той же среде (разбавление 1:100).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Окончательная плотность клеток будет зависеть от используемого бактериального штамма, но, по нашему опыту, этот посевной материал соответствует примерно 3-6 × 105 клеток мл-1.
    6. Добавьте 35 мл окончательного разведения на банку. Добавьте 35 мл стерильной питательной среды в контрольные банки. Перемешайте бисер, чтобы равномерно покрыть 0,5-кратным слоем материала MS перед пересадкой растения, чтобы корни не высохли. Перейдите к шагу 4.4.
  3. Добавьте 35 мл среды 0,5x MS в каждую банку (pH от 5,7 до 5,9, отрегулируйте с помощью KOH). Перемешайте бусины, чтобы равномерно покрыть 0,5-кратным слоем MS перед пересадкой растений, чтобы корни не пересохли.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Питательная среда может быть изменена, например, путем удаления питательных веществ, добавления осмолитов для индуцирования солевого стресса или использования различных значений pH или питательных сред. ВНИМАНИЕ: KOH вызывает коррозию; Наденьте перчатки и лабораторный халат.
  4. Поместите 3-5 растений A. thaliana в банку, поместив корневую систему между стеклянными шариками.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество растений в банке отличается для других видов (Таблица 2).
  5. Перемещайте бусины стерильными щипцами или ложками, чтобы покрыть корни и вытащить листья из среды (Рисунок 1C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Осторожно перемещайте растения и бусины, чтобы не сломать корни и не подвергнуть растения стрессу.
  6. Добавьте 2 полоски ленты с микропорами 1,25 см поперек верхней части банок и аккуратно накройте сверху крышкой (рисунок 1D-F).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не нажимайте на крышку, чтобы не препятствовать воздухообмену.
  7. Закройте зазор между крышкой и банкой лентой с микропорами диаметром 2,5 см, чтобы сохранить стерильность и обеспечить воздухообмен, и поместите банки в камеру для выращивания (Рисунок 1G, H).
  8. Установите 4-8 банок для каждого экспериментального условия, в зависимости от биологического вопроса и ожидаемой изменчивости.
  9. Обязательно включите биологически негативный контроль (например, банки без растений), чтобы учесть метаболитный фон экспериментальной системы. Настройте такое же количество репликаций для отрицательного контроля, как и для экспериментальных методов лечения (например, четверных).
  10. При длительном росте заменяйте питательную среду еженедельно: удалите оставшуюся питательную среду объемным пипеткой объемом 25 мл и добавьте 35 мл свежей среды.

5. Сбор корневого экссудата

  1. Когда растения достигнут желаемого возраста, снимите 2,5-сантиметровую микропористую ленту и накройте крышкой стерильную скамью.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для A. thaliana в наших условиях произрастания 21 день после прорастания представляет собой зрелую вегетативную стадию перед началом цветения. Стадия вегетативного развития специфична для вида растения, а сроки вегетативного периода меняются в зависимости от вида растения; Это время может быть изменено в зависимости от исследовательского вопроса.
  2. Для определения стерильности аликвотируют 20 мкл питательной среды и пипетируют на пластины с агаром LB.
    1. Для инокулированных банок — аликвота 100 мкл питательной среды для подсчета колониеобразующей единицы (КОЕ) (например, в серииразведения 23).
      ПРИМЕЧАНИЕ: По нашему опыту, бактериальная плотность колеблется в пределах 10 5-10 8 живых клеток мл-1 питательной среды.
  3. Удалите как можно больше питательной среды объемным пипеткой объемом 25 мл, не повредив корни.
  4. Добавьте 50 мл среды для сбора (например, 20 мМ ацетата аммония; рН 5,7-5,9 регулируется HCl) пипеткой вдоль стенок банки, чтобы избежать намокания листьев. Банки закрывают крышками и выдерживают их в стерильных условиях в течение нужного времени сбора экссудата. Для экспериментов, чувствительных ко времени, 2 часа — хорошее окно сбора.
    ВНИМАНИЕ: HCl вызывает коррозию; Наденьте перчатки и лабораторный халат. Для более длительного сбора корневого экссудата снова оберните крышки скотчем и переместите банки в камеру роста.
  5. Через 2 ч удалите желаемое количество среды для сбора в пробирки (например, 50 мл для анализов или анализов с использованием концентрированного экссудата или 2 мл для прямого использования). Собранный корневой экссудат хранить при температуре -80 °C до дальнейшей обработки или анализа.
    1. При работе с посевными банками собранный экссудат центрифугируют в течение 10 мин при 5 000 × г и 4 °С и используют для анализа только надосадочную жидкость. В качестве альтернативы можно отфильтровать и стерилизовать экссудат с помощью фильтра 0,22 мкм или 0,45 мкм.
  6. Если эксперимент является частью временного ряда, удалите всю оставшуюся среду для сбора из банок и добавьте 35 мл среды 0,5x MS. Перед возвращением банок в камеру роста установите крышку и ленту 2,5 см на место.
  7. Измерьте свежий вес корня и побега всех растений в одной банке, чтобы в дальнейшем нормализовать корневые экссудаты по весу растения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При желании можно дополнительно взять пробы растительных тканей.

6. Обработка корневого экссудата для масс-спектрометрии

  1. В зависимости от аналитического метода сублимационную сушку корневого экссудата для концентрирования и удаления сборной среды (-80 °C при 0,37 мбар до тех пор, пока жидкость не исчезнет). Хранить при температуре -80 °C до готовности к анализу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Данные, представленные здесь, были получены с помощью анализа TOF-MS с впрыском потока на квадрупольном времяпролетном приборе с точной массой.
  2. Перед введением в аналитический прибор восстановите лиофилизированный экссудат или разбавьте необработанный корневой экссудат сборной средой в соответствии со свежим весом корня.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Среда для сбора была выбрана таким образом, чтобы быть совместимой с масс-спектрометром. Однако, в зависимости от аналитического метода, перед закачкой могут потребоваться этапы обессоливания.

Representative Results

Экспериментальная система, представленная здесь, позволяет контролировать экспериментальные факторы и факторы окружающей среды, изменяющие профили корневой экссудации. Мы сравнили рост A. thaliana при различных условиях освещения, возрасте растений и плотности растений в двух разных лабораториях (рис. 3). Растения выглядели здоровыми в разных лабораториях (рис. 3A,B). Условия короткого дня (10 часов света против 16 часов света, рис. 3) привели к увеличению массы корней по сравнению с условиями длинного дня (рис. 3C, D). Точно так же общая корневая масса всех растений, выращенных в условиях длинного дня, была меньше, чем в условиях короткого дня (рис. 3В). В целом, вариабельность роста внутри и между банками была низкой в разных лабораториях.

Система стеклянных банок совместима с различными видами растений и стадиями развития. Конечная точка анализа корневого экссудата обычно составляет 21 день, так как в наших экспериментальных условиях многие виды растений находятся в зрелой вегетативной стадии, прежде чем перейти в репродуктивную стадию (рис. 4A-E). Растения легко удаляются из экспериментальной системы без видимых повреждений корневой системы. Таким образом, определение веса тканей или использование тканей для последующего анализа не вызывает затруднений. Наибольшая масса побегов была обнаружена у пшеницы, за ней следуют сорго и томат. Наибольшая масса корней была обнаружена у сорго, за ним следуют пшеница и M. truncatula. Соотношение корня и побега различается у разных видов. В целом, вес тканей варьировал от 100 мг до 800 мг.

Центральным аспектом экспериментальных систем, позволяющих собирать корневой экссудат, является контролируемая инокуляция микробами для изучения взаимодействия растений и микробов в определенной среде. Представленная экспериментальная система может оставаться стерильной даже при многократных манипуляциях (см. «контрольное» состояние на рисунке 5), а бактерии могут добавляться и поддерживаться в течение длительных периодов времени. Когда 33-дневные растения A. thaliana были инокулированы смесью комменсальных бактерий при OD600 0,004, бактерии сохранялись в течение 12 дней, что составляло полную продолжительность эксперимента (рис. 5). Колониеобразующие единицы даже увеличились в 100 раз в ростовой среде и также колонизировали корни (рис. 5В). Фенотипы инокулированных растений были неотличимы от таковых стерильных растений (рис. 5А, Б).

Представленная экспериментальная система позволяет собирать экссудат во многих экспериментальных условиях. Здесь мы представляем профили экссудации A. thaliana Col-0, собранные либо в ацетате аммония, либо в воде из одних и тех же растений последовательно (рис. 6A). Экссудат хранили при -80 °С до анализа, нормировали по массе корня и анализировали методом масс-спектрометрии. Образцы банок с растениями фильтровали по сравнению с экспериментальным контролем (банки без растений). Из 2 163 метаболитов 436 показали сигнал выше фона (20,16%) и были сохранены для анализа. Из них 416 или 95% соединений показали отчетливую распространенность между условиями эксперимента. Тем не менее, 26 метаболитов не могут быть отнесены к какому-либо соединению и, таким образом, не определены. Большинство метаболитов (406 или 98%) были более распространены в экссудате, собранном водой. Последовательный сбор экссудата сначала в ацетате аммония, а затем в воде может повлиять на профиль экссудации, поскольку метаболические сигналы могут со временем ослабевать. Тем не менее, почти исключительно более высокий сигнал экссудации в воде, собранной во второй временной точке, не подтверждает эту гипотезу: сбор экссудата в чистой воде, вероятно, создает осмотический шок для растений, который вызывает повышенное содержание метаболитов по сравнению с коллекционным растворителем, эквимолярным раствором для роста (20 мМ ацетата аммония равномолярно для среды 0,5x MS). Исследование химических классов идентифицированных соединений обоих условий произрастания показало, что большинство соединений составляют органические кислоты и их производные (28,6%), за ними следуют органические кислородные соединения (18%), органогетероциклические соединения (14,2%) и липиды (13,2%). Лишь небольшая подгруппа метаболитов относится к фенилпропаноидам и поликетидам (8,7%) и бензеноидам (6%). Органические соединения азота, нуклеозиды, сероорганические соединения, алкалоиды, лигнаны и родственные соединения составляют от 2% до 0,5% классифицированных соединений (рис. 6B). Распределение метаболитов, изображенное здесь, соответствует уже опубликованным данным с использованием других типов систем сбора корневых экссудатов24.

figure-representative results-5325
Рисунок 1: Настройка стеклянной банки. (А) Баночка со стеклянными бусинами. (B) Банка со стеклянными шариками, готовая к автоклавированию. (С) Рассада в банках (вид сверху). (D) Рассада в банке (вид сверху) с помощью ленты с микропорами 1,25 см. (E) Рассада в банках (вид сбоку) с помощью ленты с микропорами 1,25 см. (F) Рассада в банках (вид сбоку) с микропористой лентой 1,25 см и крышкой. (G) Полная установка банки с рассадой в банках (вид сбоку) с помощью ленты с микропорами 1,25 см, крышкой и лентой с микропорами 2,5 см. (H) Полная настройка банки (вид сверху). (I) Растения в возрасте 21 дня и готовы к сбору урожая (вид сверху). Размер банки: 147 мм, высота и диаметр 100 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-representative results-6541
Рисунок 2: Проростки, стерилизованные поверхностно, на 0,5-кратных средних агаровых пластинах Murashige и Skoog в ростовой камере. (A) Arabidopsis thaliana (6 дней), (B) Brachypodium distachyon (6 дней), (C) Medicago truncatula (6 дней), (D) A. thaliana (18 дней). Размер агаровой пластины 120 мм х 120 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-representative results-7264
Рисунок 3: Растения Arabidopsis thaliana Col-0, выращенные в банках в условиях короткого и длинного светового дня. (A) Банка с тремя 33-дневными растениями, выращенными в условиях короткого дня (10 ч светлый/14 ч темный, 220 мкмоль м-2 с-1 интенсивность света, 21 °C днем/18 °C ночью) и (B) банка с пятью 21-дневными растениями, выращенными в условиях длинного дня (16 ч светлый/8 ч темный, 150-160 мкмоль м-2 с-1 интенсивность света, 22 °C днем/18 °C ночью). Масса корней (C) всех растений одной банки и (D) одиночных растений. ** Представлены значения значимости t-критерия (p < 0,05). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-representative results-8356
Рисунок 4: Пять филогенетически различных видов на 21-й день в системе стерильных стеклянных банок. (A) модельный однодольный Brachypodium distachyon, (B) модельный бобовый Medicago truncatula, (C) двудольный Solanum lycopersicum (томат), (D) двудольное сорго двухцветное, (E) однодольное Triticum aestivum (пшеница). (F) Свежая масса корней и побегов вида, выращенного в стеклянных банках. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-representative results-9253
Рисунок 5: Arabidopsis thaliana Col-0 (33 дня), выращенный в условиях короткого дня. (А) в стерильной обстановке или (Б) инокулировать в течение 12 дней консорциумом комменсальных бактерий. (C) Колониеобразующие установки для стерильных (контроль) и инокулированных банок с ростовым субстратом (слева) и корнем (справа). N = 4 банки для стерильного контроля и n = 8 банок для привитого состояния. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-representative results-10086
Рисунок 6: Различные профили корневого экссудата для 21-дневного A. thaliana Col-0. Экссудат собирали в течение 2 ч в стерильном 20 мМ ацетате аммония (рН 5,7) с последующим сбором в течение 2 ч в стерильной фильтрованной деионизированной воде. Метаболиты детектировали методом масс-спектрометрии с использованием прямого впрыска. (А) Анализ главных компонент 436 метаболитов, обнаруженных выше фонового уровня (сравнение банок с растениями с банками без растений). PC: главный компонент с объяснением величины дисперсии. Синий цвет: экссудаты, собранные водой, желтый: экссудаты, собранные ацетатом аммония. (B) Круговая диаграмма 416 метаболитов, значительно различающихся в условиях эксперимента (тест Тьюки), окрашенная в соответствии с суперклассом (https://cfb.fiehnlab.ucdavis.edu/). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

ВидПодготовка семянВремя в 70% этаноле (мин)Концентрация гипохлорита натрия (NaClO) (v/v % отбеливателя)Время в отбеливателе (мин)
Arabidopsis thaliana15Никакой; 100% этанол15
Brachypodium distachyon*Шелуха0.565
Medicago truncatula*a30630
Solanum lycopersicum*0.565
Сорго двухцветное*Шелуха0.5630
Тритикум (Triticum aestivum)*Шелуха0.51220

Таблица 1: Методы поверхностной стерилизации семян для различных видов. * Промывка 4-5 раз фильтрованной деионизированной водой между этанолом и отбеливателем и в конце; инкубациюв течение 3-6 ч после отбеливателя, заменяя фильтрованной деионизированной водой каждые 30 мин.

ВидСутки в банкиКоличество растений
Brachypodium distachyon4 к 53
Сорго двухцветное4 к 53
Тритикум (Triticum aestivum)4 к 52
Medicago truncatula (Медикаго трункатула)5 к 63
Solanum lycopersicum7 до 83
Arabidopsis thaliana17от 3 до 5

Таблица 2: Возраст рассады в днях для пересадки в банки и количество растений в банке для различных видов растений.

Discussion

Экспериментальная система, представленная здесь, основана на стеклянных банках и стеклянных шариках и, таким образом, представляет собой простую, неприхотливую в обслуживании и универсальную полугидропонную систему для изучения корневой экссудации в различных контекстах. Он был использован в исследованиях, изучающих профили экссудации различных видов растений25, реакцию экссудации на различные условия роста25, а также влияние физико-химических свойств почвы на экссудацию22. Система подходит для всех видов растений, протестированных здесь, в течение длительных периодов роста, от недель до месяцев. Поддержание стерильных условий не вызывает затруднений, как и инокуляция бактериями, которые сохраняются в течение анализируемого 2-недельного периода роста. Таким образом, экспериментальная система позволяет не только осуществлять контролируемый сбор корневого экссудата в стерильных условиях, но и может быть использована для изучения взаимодействия растений и микробов. Кроме того, питательную среду для растений можно варьировать для изучения метаболических реакций на различные уровни питательных веществ, а периоды роста можно регулировать, адаптируя условия освещения или используя банки разного размера.

Изучение корневого экссудата в условиях гидропоники или полугидропоники остается стандартным в полевых условиях, главным образом, из-за улучшенного разрешения метаболитов с низкой концентрацией11. Многие гидропонные подходы основаны на чашках Петри, многолуночных планшетах или других небольших емкостях, обеспечивающих стерильность и высокую пропускную способность, но ограничивающих эксперименты небольшими растениями или рассадой, выращенными в условиях высокой влажности 17,18,26,27. В представленной установке стеклянных банок достаточное пространство для головы обеспечивается сравнительно большими банками, что позволяет увеличить периоды роста. Полоски с микропорами обеспечивают воздухообмен, сохраняя при этом стерильность. Таким образом, даже высокие однодольные растения, такие как ячмень и кукуруза, можно выращивать в стеклянных банках в течение нескольких недель. Небольшие растения, такие как A. thaliana и клевер, можно изучать в течение 4-5 недель после появления всходов, включая вегетативную и репродуктивную стадии.

Альтернативные гидропонные установки доступны и для более крупных установок, но для них часто требуются изготовленные на заказ короба и приточные отверстия из сетки, пенопластовых плит и приживляющих корзин для поддержки растений 15,28,29,30. Кроме того, эти устройства обычно не предназначены для стерильности или требуют сложных процедур настройки и обслуживания, чтобы защитить их от микробных и/или химических загрязнений. Настройка и поддержание стерильности в представленной экспериментальной системе просты. Кроме того, использование стекла для банок и бусин снижает присутствие загрязняющих веществ, выщелачивающихся из пластика, и экономит ресурсы, поскольку его можно легко мыть и использовать повторно.

Стеклянные шарики применялись ранее для имитации частиц почвы. Они индуцируют естественное развитие корней в устройствах для отбора проб экссудации корней, таких как экссудационные ловушки31 или другие полугидропонные системы19. Установка «стеклянная банка» использует преимущества этой разработки и вводит шарики в качестве колонизационной поверхности для микробов. В почве микробиом вокруг корней растений развивается в полутвердой среде с компактными частицами и пространствами, заполненными воздухом или водой. Несмотря на то, что установка стеклянной банки не включает активную аэрацию питательной среды, из-за чего нижняя жидкая фаза, вероятно, не содержит оптимального уровня кислорода, сочетание большего объема гранул с меньшим объемом питательной среды создает влажную, но аэрируемую верхнюю фазу, в которой микробы могут расти в кислородных условиях. Другие предлагали встряхивать ростовые контейнеры26,28 или использовать трубки, соединенные с воздушными насосами19,29, для поддержания подачи воздуха в гидропонных системах роста. Однако эти системы либо настроены так, чтобы не быть стерильными, либо требуют специальных материалов и постоянного наблюдения для поддержания стерильности. Кроме того, в случае встряхивания следует соблюдать осторожность, чтобы избежать погружения побегов в ростовые растворы и повреждения корневой системы. Тем не менее, при желании представленная экспериментальная установка может быть адаптирована дополнительным материалом для аэрации.

Важнейший аспект, который следует учитывать во всех исследованиях взаимодействия растений и микробов, изучающих метаболизм, заключается в том, что микробы разлагают соединения растительного происхождения и сами производят метаболиты. Без специализированной стерильной экспериментальной установки невозможно провести различие между метаболитами растительного и микробного происхождения. Для ингибирования микробной активности и обогащения соединений растительного происхождения Oburger et al. предложили химически стерилизовать раствор для отбора проб корневого экссудата, чтобы ингибировать бактериальную деградацию32. Влияние химических ингибиторов может быть изучено в представленной экспериментальной системе, сравнивая профили экссудации стерильных и нестерильных растений, обработанных ингибитором или без него.

Основным ограничением представленной установки стеклянных банок является то, что условия произрастания остаются очень искусственными по сравнению с почвой. Экссудаты из растений, выращенных в почве, часто собирают либо из перколяционных систем13, где потоки растворителя собираются в основании ростовых контейнеров, либо из почвенно-гидропонных гибридных систем, где растения первоначально выращиваются в почве, а затем переносятся в гидропонные условия16,33. В отличие от установки в стеклянных банках, эти процедуры обычно являются разрушительными, не позволяя многократно собирать в течение долгого времени в изменяющихся условиях роста. Кроме того, если в перколяционных системах почвенный фон отбирается вместе с экссудатом, то в почвенно-гидропонных гибридных системах проблема высокого почвенного метаболического фона обходится с переводом в гидропонные условия для сбора экссудата. Несмотря на то, что для уменьшения утечки метаболитов через раненые корни11 было введено время восстановления, перенос растений очень разрушительен, и раны, вероятно, сохранятся, а метаболизм растений может измениться в ответ на перенос в гидропонные условия. Более того, во многих случаях осмотический шок вызывается переносом растений в воду вместо подходящего растворадля роста 16,33. В представленном протоколе раствор для роста заменяется эквимолярным раствором для поддержания осмотического баланса, что позволяет захватить экссудацию в течение короткого определенного временного окна. Изменение раствора роста является обычной практикой во многих опубликованных исследованиях и может быть легко достигнуто в гидропонных установках без травмирования корней 12,16,26,34. Благодаря своей универсальности, представленная экспериментальная система может быть легко адаптирована для имитации более естественных условий, например, используя стерильный или нестерильный экстракт почвы в качестве раствора для роста с присутствием твердых частиц почвы или без него. Постепенное изменение естественных условий позволяет изучать влияние различных физико-химических свойств почвы и микробного присутствия на метаболизм и физиологию растений. До того, как научное сообщество получит хорошее представление об экссудации в различных средах, желательно использовать почвенные и гидропонные системы параллельно, поскольку обе установки имеют свои преимущества и ограничения13.

В заключение следует отметить, что представленная полугидропонная экспериментальная установка на стеклянной основе отличается простотой в сочетании с высокой универсальностью применения. Он представляет собой доступный и недорогой способ сбора и изучения экссудации в стерильных условиях или в сочетании с микробами и растительно-микробными взаимодействиями.

Disclosures

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Acknowledgements

Мы благодарим профессора, д-ра Николу Дзамбони и профессора, д-ра Уве Зауэра из Швейцарской высшей технической школы Цюриха, за определение профилей экссудации корня с помощью прямой инъекции, а также профессора, д-ра Клауса Шлеппи из Базельского университета за бактерии A. thaliana commensal. Кроме того, мы выражаем признательность Швейцарскому национальному научному фонду (PR00P3_185831 J.S., поддерживающему S.M., A.S., E.M.S.) и программе PSC-Syngenta Fellowship (предоставленной профессору д-ру Клаусу Шлеппи и J.S., поддерживающему C.J.).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Agar powder for bacteriologyVWR20767.298
Aluminum foilFORA GmbH
Ammonium acetateSigma-Aldrich32301-1KGACS reagent, Eur >- 98%
Autoclave VX-150Systec1150
BalanceSartoriusQUINTIX64-1S
CentrifugeHermle Labortechnik GmbH305.00 V05
CuvettesGreiner Bio-One613101
Difco LB Broth, LennoxBD240210
EthanolReuss-Chemie AGRC-A15-A-005L
Filtered deionized waterMerck MilliporeMilli-Q IQ7000
Glass beadsCarl RothHH56.15 mm
Hydrochloric acidMerk1.00317.1000
Inoculation loopKarl Hammacher GmbHHWO_070-21
JarsWeck105741850 mL
LyophilizerChristAlpha 2-4 LSCplus
Magnesium chloride hexahydrateCarl Roth2189.1
Matrix Orbital thermoshakerIKA10006248
Microcentrifuge tubeSarstedt AG & Co. KG72.695.500SafeSeal reaction tube, 2 mL, PP
Micropore tape 3M1530-01.25 cm x 9.1 m
Micropore tape 3M1530-12.5 cm x 9.1 m
Murashige & Skoog Medium (MS)Duchefa BiochemieM0221.0050
Growth chamberPercivalSE41-TLCU416 hour light/8 dark. 22 °C day/18 night
Phyto agarDuchefa BiochemieP1003.1000
Potassium hydroxideSigma-Aldrich8.14353.0100
SmartSpec Plus SpectrophotometerBio-Rad170-2525
Sodium hypochlorite solution, 12% ClCarl Roth9062.4
Square petri dishGreiner Bio-One688102120x120x17 mm, with vents
Stericup Quick releaseMilliporeS2GPU05RE0.22 µm PES, 500 mL
Sterile benchFASTER S.r.l.FlowFast H 18

References

  1. Sasse, J., Martinoia, E., Northen, T. Feed your friends: do plant exudates shape the root microbiome. Trends in Plant Science. 23 (1), 25-41 (2018).
  2. Lundberg, D. S., et al. Defining the core Arabidopsis thaliana root microbiome. Nature. 488 (7409), 86-90 (2012).
  3. Lopez, J. L., et al. Growth rate is a dominant factor predicting the rhizosphere effect. The ISME Journal. 17 (9), 1396-1405 (2023).
  4. Hu, L., et al. Root exudate metabolites drive plant-soil feedbacks on growth and defense by shaping the rhizosphere microbiota. Nature Communications. 9 (1), 2738 (2018).
  5. Edwards, J., et al. Structure, variation, and assembly of the root-associated microbiomes of rice. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (8), 911-920 (2015).
  6. Bulgarelli, D., et al. Structure and function of the bacterial root microbiota in wild and domesticated barley. Cell Host Microbe. 17 (3), 392-403 (2015).
  7. Li, J., Wang, J., Liu, H., Macdonald, C. A., Singh, B. K. Application of microbial inoculants significantly enhances crop productivity: A meta-analysis of studies from 2010 to 2020. Journal of Sustainable Agriculture and Environment. 1 (3), 216-225 (2022).
  8. Escudero-Martinez, C., Bulgarelli, D. Engineering the crop microbiota through host genetics. Annual Review of Phytopathology. 61, 257-277 (2023).
  9. Poppeliers, S. W., Sanchez-Gil, J. J., de Jonge, R. Microbes to support plant health: understanding bioinoculant success in complex conditions. Current Opinion in Microbiology. 73, 102286 (2023).
  10. O'Callaghan, M., Ballard, R. A., Wright, D. Soil microbial inoculants for sustainable agriculture: Limitations and opportunities. Soil Use and Management. 38 (3), 1340-1369 (2022).
  11. Oburger, E., Jones, D. L. Sampling root exudates - Mission impossible. Rhizosphere. 6, 116-133 (2018).
  12. Yuan, J., et al. Root exudates drive the soil-borne legacy of aboveground pathogen infection. Microbiome. 6 (1), 156 (2018).
  13. Vismans, G., et al. Coumarin biosynthesis genes are required after foliar pathogen infection for the creation of a microbial soil-borne legacy that primes plants for SA-dependent defenses. Scientific Reports. 12 (1), 22473 (2022).
  14. Strehmel, N., Böttcher, C., Schmidt, S., Scheel, D. Profiling of secondary metabolites in root exudates of Arabidopsis thaliana. Phytochemistry. 108, 35-46 (2014).
  15. Song, Y., Pieterse, C. M. J., Bakker, P., Berendsen, R. L. Collection of sterile root exudates from foliar pathogen-inoculated plants. Methods in Molecular Biology. 2232, 305-317 (2021).
  16. Oburger, E., et al. A quick and simple spectrophotometric method to determine total carbon concentrations in root exudate samples of grass species. Plant Soil. 478 (1-2), 273-281 (2022).
  17. Koprivova, A., et al. Root-specific camalexin biosynthesis controls the plant growth-promoting effects of multiple bacterial strains. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (31), 15735-15744 (2019).
  18. Gao, J., et al. Ecosystem fabrication (EcoFAB) protocols for the construction of laboratory ecosystems designed to study plant-microbe interactions. Journal of Visualized Experiments. (134), e57170 (2018).
  19. Lopez-Guerrero, M. G., et al. A glass bead semi-hydroponic system for intact maize root exudate analysis and phenotyping. Plant Methods. 18 (1), 25 (2022).
  20. Boeuf-Tremblay, V., Plantureux, S., Guckert, A. Influence of mechanical impedance on root exudation of maize seedlings at two development stages. Plant and Soil. 172, 279-287 (1995).
  21. Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Influence of plant morphology on root exudation of maize subjected to mechanical impedance in hydroponic conditions. Plant and Soil. 201, 231-239 (1998).
  22. Sasse, J., et al. Root morphology and exudate availability are shaped by particle size and chemistry in Brachypodium distachyon. Plant Direct. 4 (7), 00207 (2020).
  23. Katagiri, F., Thilmony, R., He, S. Y. The Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae interaction. Arabidopsis Book. 1, 0039 (2002).
  24. Monchgesang, S., et al. Natural variation of root exudates in Arabidopsis thaliana-linking metabolomic and genomic data. Scientific Reports. 6, 29033 (2016).
  25. McLaughlin, S., Zhalnina, K., Kosina, S., Northen, T. R., Sasse, J. The core metabolome and root exudation dynamics of three phylogenetically distinct plant species. Nature Communications. 14 (1), 1649 (2023).
  26. Badri, D. V., Chaparro, J. M., Zhang, R., Shen, Q., Vivanco, J. M. Application of natural blends of phytochemicals derived from the root exudates of Arabidopsis to the soil reveal that phenolic-related compounds predominantly modulate the soil microbiome. Journal of Biological Chemistry. 288 (7), 4502-4512 (2013).
  27. Massalha, H., Korenblum, E., Malitsky, S., Shapiro, O. H., Aharoni, A. Live imaging of root-bacteria interactions in a microfluidics setup. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (17), 4549-4554 (2017).
  28. Nathoo, N., Bernards, M. A., MacDonald, J., Yuan, Z. C. A hydroponic co-cultivation system for simultaneous and systematic analysis of plant/microbe molecular interactions and signaling. Journal of Visualized Experiments. (125), e55955 (2017).
  29. Nguyen, N. T., McInturf, S. A., Mendoza-Cozatl, D. G. Hydroponics: a versatile system to study nutrient allocation and plant responses to nutrient availability and exposure to toxic elements. Journal of Visualized Experiments. (113), e54317 (2016).
  30. Yi, Y., Li, Z., Kuipers, O. P. Plant-microbe interaction: transcriptional response of Bacillus Mycoides to potato root exudates. Journal of Visualized Experiments. (137), e57606 (2018).
  31. Phillips, R. P., Erlitz, Y., Bier, R., Bernhardt, E. S. New approach for capturing soluble root exudates in forest soils. Functional Ecology. 22 (6), 990-999 (2008).
  32. Oburger, E., et al. Root exudation of phytosiderophores from soil-grown wheat. New Phytologist. 203 (4), 1161-1174 (2014).
  33. Neal, A. L., Ahmad, S., Gordon-Weeks, R., Ton, J. Benzoxazinoids in root exudates of maize attract Pseudomonas putida to the rhizosphere. PLoS One. 7 (4), e35498 (2012).
  34. Miao, Y., et al. Exogenous salicylic acid alleviates salt stress by improving leaf photosynthesis and root system architecture in cucumber seedlings. Scientia Horticulturae. 272, 109577 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

201

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved