JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Here we describe a procedure for studying freeze-fractured plant tissues. High-pressure frozen leaf samples are freeze-fractured and double-layer coated, yielding well preserved frozen-hydrated samples that are imaged using the cryo-scanning electron microscope at high magnifications with minimal beam damage.

Özet

Dondurularak kırık numunelerin Cryo-taramalı elektron mikroskobu (SEM) yakın yerli koşullarında biyolojik yapıların soruşturma sağlar. Burada, yaprak örneklerinde içinde fotosentetik (tilakoit) membranların supramoleküler örgütü incelemek için bir teknik açıklar. Bu yüksek basınçlı yaprak dokularının dondurma, dondurma-kırılma, çift katmanlı bir kaplama ve son olarak kriyo-SEM görüntü alma ile elde edilir. çift ​​katmanlı kaplama yönteminin kullanımı yüksek büyütme elde veriyor (> 100,000X) dondurulmuş sulu numuneler için en az ışın hasar yanı sıra en az şarj etkileri ile görüntüler. Açıklanan prosedürler kullanılarak in situ, diriliş bitki Craterostigma pumilum dehidrasyonu sırasında gerçekleşecek fotosistem ve hafif hasat anten protein kompleksleri supramoleküler dağılımındaki değişiklikler araştırıldı.

Giriş

Oksijenik fotosentez, antik siyanobakteri menşeli, kloroplast organelle gelişmesine yol açmıştır endosimbioz olaylarla yosun ve kara bitkileri tarafından miras. Bütün günümüz oksijenik fototroflardır olarak, fotosentetik elektron taşıma ve proton motif kuvvet üretimi ve indirgeme gücü 'tilakoit' membranlar olarak adlandırılan düzleştirilmiş kese benzer kesecikler içinde yürütülmektedir. Bu membranlar fotosentezin ışık güdümlü reaksiyonlar yürütmek ve enerji iletimi için bir ortam sağlamak protein kompleksleri ev. Bitkiler ve (bazı) alg tilakoit membranlar iki ayrı morfolojik etki alanlarına ayrılır: 'stroma lamel' olarak adlandırılan 'grana' ve granaları birbirine istiflenmemiş membranlar denilen sıkı appressed zar bölgeleri, 1. bitki ve alg tilakoit membranlarda çeşitli donma-fraktür çalışmaları 1970'lerde başlayarak gerçekleştirilmiştir. Ne zaman donma-kırık, membranlarHücresel bölmeye bağlı bir exoplasmic yüzü (EF) ve bir protoplazmik yüz (PF) üreten, kendi hidrofobik çekirdek 2 boyunca bölünmüş olan yarı-zar sınırları, aslında Branton ve arkadaşları tarafından icat olarak. ., sırasıyla 's' ve 'u' ifade eden 'yığılmış' ve 'unstacked' zar bölgeleri ile, EF'lerine, EFU, Proje Fişlerini ve Pfu: 1975 yılında 3 Bitki ve alg thylakoid dört farklı kırılma yüzleri var. bölünmüş veya kırık olmayan membran protein kompleksleri, E veya zarın P tarafı biriyle kalması eğilimi var. Thylakoid'in farklı kırılma yüzeyleri farklı büyüklüklerde olan ve yoğunluklarını 4 ve ardından çok sayıda soruşturma içeren ilk gözlem, açık reaksiyonlar yürütmek görülen parçacıklar ve membran protein kompleksleri ile tanımlanması ve korelasyon yol 5-13 (ayrıca bkz 14,15 değerlendirmeleri).

fretilakoit membranların eze-kırık deneyler genellikle izolasyon işlemi sırasında oluşabilecek yapısal ve / veya supramoleküler kuruluşta herhangi bir değişiklik riski, (ama 16,17 bakınız) kloroplastlar veya izole tilakoit membranlarda hazırlıkları yürütülmektedir. Kırık ardından kopyaları daha sonra karbon (C) ve kalın bir tabaka ile platin / karbon (Pt / C), buharlaştırma ile hazırlanır, ve biyolojik madde 18 son olarak sindirim. Replicas transmisyon elektron mikroskobu (TEM) tarafından görüntülenmiştir. Geleneksel dondurarak kırık-çoğaltma tekniği farklı için supramoleküler fotosentez membranların organizasyon ve adaptasyon eğitimi için önemli bir araç, örneğin olarak hizmet vermeye devam etmektedir., Hafif, koşullar 19-23.

Craterostigma 24 pumilum homoiochlorophyllous diriliş bitki bizim son çalışmada, biz supramoleküler organizasyon o değişiklikleri incelemeyi amaçladıkdehidrasyon ve rehidrasyon sırasında f tilakoit membranlar yanı sıra genel hücresel organizasyonu. homoiochlorophyllous Resurrection tür özgünlüğü onların fotosentetik cihaz koruyarak, kendi bitkisel dokularda (yaprak) içinde kuruma koşulları hayatta mümkün olmasıdır. Su kullanılabilir olduğunda, bu bitkiler kurtarmak ve birkaç gün ila 25 saat içinde fotosentez etkinliğini devam ettirir. Bu çalışma için, donma-kırık yaprak örneklerinin cryo-tarama EM (SEM) görüntüleme yüksek basınçlı örnek cryo-Hareketsizleştirmesi için dondurma ile kombine edildi. Bu işlemler kendi ana devlete 26 yakın bir devlet olarak dondurulmuş sulu biyolojik örnekler görselleştirmek için bir araç sağlar. Bir ana yararı örnekleri herhangi bir ardışık adımlarda ile dondurularak kırılma ve kaplamanın hemen sonra incelenir olmasıdır. hidrasyon durumu hazırlanması sırasında korunur gibi bu, farklı bağıl su içeriği (RWC) bitkilerin araştırılmasında özellikle uygundur. NasılHiç, bir kritik dezavantaj fotosentez komplekslerinin büyüklüğünün doğru ölçümü için gerekli olan yüksek büyütme, tarandığında dondurulmuş sulu numuneler özellikle, görüntüleme sırasında kiriş hasar muzdarip olabilir olmasıdır. Bunun üstesinden gelmek için, bir yöntem 'çift katmanlı kaplama' (DLC) özel cryo-SEM görüntüleme koşulları yararlanılmıştır ile birlikte 27,28 denir. Bunlar önemli ölçüde daha az ışın duyarlı numunelerin sonuçlandı ve fotosentetik protein supramoleküler örgütü ve diriliş bitki C diğer hücresel bileşenleri hakkında değerli bilgiler aydınlatılması için izin in situ yüksek büyütme oranlarında pumilum.

Protokol

Yüksek basınçlı Dondurma Leaf Dokuların 1. Cryo-sabitleme

Not: Bu bölüm, bir dondurma-kırık deney için yaprak dokularının yüksek basınçlı dondurma yürütmek açıklamaktadır. Bitki örneklerinde ilgili hususlar için 29 bkz. Bu, bazı değişikliklerle doku ya da örneklerin diğer türleri için uyarlanabilir.

  1. Bir traş makinesi bıçak köşesi kullanılarak, (Şekil 1), bir 0.1 / 0.2 mm alüminyum trombosit 0.1 mm boşluğunun alt kazıyın. en az bir düzine trombositler (6 örnek) hazırlayın. Diskin çevresi üzerinde bıçak işaretleri oluşturmak için değil dikkatli olun.
    1. çizilmemesi sonra, mutlak etanol diskleri yıkama kurumaya bırakın ve temiz bir tabak içinde tutun.
  2. üreticinin talimatlarına uygun olarak, yüksek basınçlı dondurma makinesi hazırlayın. izopropanol ile yüksek basınçlı dondurma makinenin alkol odasına doldurun.
  3. Bir ev yapımı vakum destekli infiltrasyonu hazırlayınN cihazı sıvıyla yaprak dokusunda bulunan gaz değiştirmek için kullanılır.
    1. Sıkıca bir 10 ml şırınga sonuna kadar 200 ul pipet bağlayın. ucu ~ 1 cm kesin. sıkıca kesme ucu sığdırmak için 1.5 ml mikrosantrifüj tüp kapağı bir delik açın. Vakum şırınga pistonu çekerek tüp içinde oluşturulabilir.
  4. Bir jilet kullanarak bitkiden yaprak küçük bir parça kesin ve cımbızla 1-heksadekanda ile yarım dolu bir mikrosantrifüj tüp içine yaprak yerleştirin. nazikçe vakum oluşturmak için piston çekerek sıvı ile yaprak arası boşluk sızmak, yaklaşık 30 saniye basılı tutun ve sonra pistonu yavaşça serbest bırakın.
  5. cımbız kullanarak tüpten yaprak parçasını çıkarınız. 0.2 mm'den kalın olması durumunda bir jilet ile yaprak Trim ve trombosit uyacak küçük bir parça kesti.
  6. donma Makinenin tutucu içine çizilmiş tarafı temiz bir platelet yerleştirin ve sonra le kesim parça yertrombosit içine af. 1-heksadekanda ile yaprak çevreleyen kalan boşluğu doldurmak. yaprak bakan çizik, başka trombosit kullanarak sandviç kapatın.
  7. Kapatın ve tutucu sıkın ve makinenin haznesine takın. Sonra (~ 300 2100 bar - 500 ms) dondurmak için 'Jet' düğmesine basın ve hızlı bir şekilde sıvı azot içine tutucu aktarın. Dikkatle sandviç kırık özen önceden soğutulmuş cımbız kullanarak sahibinden dondurulmuş sandviç çıkarın.
    Not: Kapalı dondurulmuş sandviç hemen kırılan dondurma veya daha sonra kullanmak için sıvı nitrojen içinde muhafaza olabilir. sıvı azot kullanırken koruyucu kıyafet ve gözlük kullanın.

2. Freeze-kırık ve çift katmanlı Kaplama 27,28

  1. Üreticinin talimatlarına uygun olarak, platinyum / karbon (Pt / C) ve karbon buharlaşması için iki tüfek de dahil olmak üzere kullanımı için dondurma parçalama makinesi hazırlayın. 45 derece Pt / C silahı yerleştirin birnd 90 derecede karbon tabancası.
    1. Ön programı Pt / C (kaplama oranı 0,02-0,04 nm / saniye) bir 2-mil tabakanın bir kaplama düzeni ile (0.1 nm / saniye ° 'de) bir karbon 6 nm katman.
      1. donma-kırık makinenin ekranında kurulumuna girin. Kaplama şeması kaydedilecek bir kullanıcı numarası seçin.
      2. 'Katman 1' için Pt / C seçin. Bir zaman çerçevesi seçin örneğin., 5 dk (kaplama tamamlamak için gereken gerekli zamanı aşmak için). 2 nm kalınlığında tanımlamak için yukarı-aşağı okları kullanın.
      3. seçin karbon dışında, 2. adımları tekrarlayın 2.1.1.2 Layer taşımak ve 6 nm'lik bir kalınlığa tanımlamak için 'Katman' düğmesine basın.
    2. Test ve silah operasyonu ayarlayın.
      1. Seç 'Katman 1'. 'GUN1' düğmesine basarak Pt / C silahı seçin ve dondurarak kırık makinesinin buharlaşma kontrol ünitesindeki "ON" butonuna basın. buharlaşma oranını izlemek ve unt gerilim ve emisyon düğmeleri kullanarak ayarlayın0.04 nm / sn - il 0.02 oranında ulaştı. Basın 'KAPALI' Pt / C silahı kapatmak için.
      2. Seç 'Layer 2'. select 'GUN2' dışında, 2.1.2.1 tekrarlayın ve 0.1 nm / sn ~ bir buharlaşma oranı ayarlayın.
  2. (Hidratlı veya susuz yaprakları, sırasıyla) -140 ˚C veya -160 ˚C için donma kırık sistemi sahne soğutun. Makineye vakum cryo transfer servisi takın ve sıvı azot ile odasını doldurun. -7 10 X 8 mbar - soğutuldu donma-fraktür odasındaki basınç genelde 1 arasındadır.
  3. Yükleme istasyonu içine dondurma kırılma örnek tutucu (3 mm trombositlerin için uygundur) yerleştirin. sıvı azot ile yükleme istasyonu odasını boyayın.
  4. yüksek hassasiyetli sınıf cımbız kullanarak tek sahibi birinin üzerine iki dondurulmuş sandviç yükleyin. yerine güvenli sığar olmadığını kontrol etmek yuvasını ters çevirin sonra tutucu içine ilk sandviç sıkın ve. İkinci sandviç için tekrarlayın.
  5. Ddonma kırık makineden soğutulmuş mekik etach ve yükleme istasyonuna bağlayın. , Mekik vanasını açın tutucu içine geri çekme kolunu tanıtmak ve yerine oturtun. mekik içine tutucu ile yeniden kol-tanıtmak ve yükleme istasyonu düğmesini kullanarak mekik vanasını kapatın. dondurarak kırık makinesine transfer takın ve geri çekme kolu ile odasına tutucu tanıtmak. makineden mekik ayırın.
  6. o sandviç üst trombositler knock off gibi bir yüksekliğe donma kırık mikrotom bıçak hizalayın.
  7. mikrotom bıçakla, hızlı sandviç kırmak ve daha sonra hemen bıçak enkaz yapışan tarafından örneklerin bulaşmasını önlemek için o kadar yükseltmek ve su molekülleri tarafından olası kontaminasyon örnekleri korumak için yeni maruz kalan düzlemin üzerinde soğutulmuş deklanşör açmak odası.
  8. Coat platin ve karbon örnekleri.
    1. sc üzerinde 'Layer 1' Enterreen. "ON" butonuna ardından 'GUN1' düğmesine basarak Pt / C tabancası açın. buharlaşma oranını incelemek ve 0.02 ulaştığında - 0.04 nm / sn, aynı anda örnekleri ortaya çıkarmak ve biriken tabakasının kalınlığını izlemek için 'Tedbir' düğmesine basın.
      Not: kalınlığı önceden seçilmiş değere ulaştığında Gun otomatik olarak kapanacaktır.
    2. Pt / C buharlaşma tamamlandığında çekim ile örnekleri örtün.
    3. 'Katman 2' geçmek için 'Katman' düğmesine basın. Tekrar (karbon) 'GUN2' ve 0.1 nm / saniye ~ bir buharlaşma hızını seçme hariç olmak üzere, 2.8.1 ve 2.8.2 adımları tekrarlayın.
  9. -120 ˚C için donma kırık sistemi sahne ısıtın.

3. Elektron Mikroskop Cryo-taramaya

  1. cryo çalışmaları için taramalı elektron mikroskobu hazırlayın.
    1. ana menü ve onaylayın Sahne / Sahne initialise seçin.
    2. Seç Araçları / Goto Panel ve listeden seçerek 'Airlock' panelini açın. 'Close Sütun Odası Vana' düğmesine tıklayın. 'Vakum' sekmesinin altında Vent butonuna tıklayarak mikroskop odasına havalandırın.
    3. Seç Araçlar / Goto Paneli ve 'Sahne Noktaları Listesi' panelini açın. Numune tutucu kabul edilmesi için uygun koordinatlara sahne taşımak için cryo değişim konumunu seçin. Not: 'cryo-döviz pozisyonu' vakum transfer ünitesinin pozisyonu ile uyum içinde olması için ayarlanmıştır.
    4. eldiven temiz bir çift ile numune odasına açın ve mikroskop ana sahneye cryo-sahne yerleştirin. odasına kapatın ve 'Vakum sekmesi' altındaki Pompa düğmesine tıklayın.
    5. -120 ˚C için mikroskop soğutun. sıvı azot ile mikroskop Dewar doldurun. Sahnenin sıcaklığı altında -120 ˚C düşer kez -120 ˚C için cryo-devret kontrol ünitesindeki ısı fonksiyonunu etkinleştirin.
  2. Avmikroskop cryo transfer servisi ach ve (adım 2.5 gibi) mikroskop cryo aşamasında içine geri çekilme kolunu kullanarak örnek tutucu aktarın. mikroskop mekik ayırın.
  3. Airlock Masası'nda 'Açık Sütun Odası Vana' butonuna tıklayın.
  4. joystick'i kullanarak - dikkatle objektif lens (2 mm çalışma mesafesi 1) yakın örnek tutucu taşıyın. 'Delikler' Tab 10 mikron diyafram seçin. 'Gun' sekmesinde EHT alanını çift tıklatın. EHT hedef için 10 (kV) girin ve Tamam'a tıklayın. alt EHT sekmesine tıklayın ve 'EHT On' seçeneğini seçin.
  5. 'Dedektörlerinin' sekmesinde Dedektörleri açılan listeden 'InLens' seçin. Uygun gibi görüntüleme koşulları (odak, parlaklık ve kontrast, ışın hizalama, astigmatizma) optimize edin.
  6. 'Tarama' sekmesine tıklayın. ışın zararı en aza indirmek için (piksel başına NSEC 100 bir bekleme süresine tekabül 'Tarama Hızı = 1'), bir hızlı tarama seçin ve1024 x 768 piksel bir 'Store çözünürlük'. 'Gürültü Azaltma' açılır listesinden 'Satır Ort' seçeneğini seçin. arama için 30 satır - 20 N değerini ayarlayın. Kırık hücreler ve kloroplastların (Şekil 2A ve 2B) ile bölgeler aramak için (klavyedeki Kontrol sekmesine basarak) 'Merkezi Noktası' fonksiyonunu kullanarak örnek taşıyın.
  7. (- 70 kX 50) (Şekil 2C ve 2D) düşük büyütmelerde kırık kloroplast görüntü kazanır. Ilginç kloroplast kırık yüzleri yakınlaştırmak ve yüksek büyütme görüntüler elde etmek için (klavyedeki kontrol-shift-sekmesine basarak) 'Merkezi Özelliği' fonksiyonunu kullanın (100-200 Kx, 3 Şekiller ve 4). Görüntü elde etmek için adım 3.6 ile aynı parametreleri kullanın, ancak gürültü azaltma 30 N> 100 Line Ort değerini değiştirin.
    1. Ana mikroskop kontrol ünitesindeki veya 'Tarama' sekmesine basın Freeze Taramayı durdurmak ve kaydetmek için'Kaydet TIFF' düğmesine basarak resim.

4. Görüntü Analizi

Not: Bu bölüm Fiji 31 açık kaynak paketi kullanarak dondurarak kırık SEM görüntüleri zar parçacıklarının segmentasyon için kısa yordam açıklanır. Benzer sonuçlar diğer görüntü analiz yazılımı ile elde edilebilir.

  1. Ana program penceresinin içine resim dosyasını sürükleyerek Fiji Açık görüntüsü. Görüntü Türü / / 8-bit seçerek 8-bit görüntü dönüştürmek. Resim Seç / / Parlaklık / Kontrast ayarlama ve gerektiğinde (Şekil 5A) ayarlayın.
  2. Düz Çizgi aracını kullanarak, bir çizgi gömülü görüntü ölçek çubuğunun boyutunu çizin. / Set Scale Analiz seçin. Doğru ölçek bilgisi (uzunluk Bilinen mesafe ve Birim) girin ve Tamam'a tıklayın. Bu düzeltilmiş ölçekli görüntü kaydetme.
  3. Seçin Süreci / Filtreler / Gauss bulanıklığı (1.5 nm çapında) ve OK (Şekil 5B) tıklayın.
  4. Resim Seç / / Aut ayarlayıno Yerel Eşik (Niblack yöntemini kullanarak) ve OK (Şekil 5C) tıklayın.
  5. Düzen / Invert ve Süreç seçin / Binary / Havza (Şekil 5D).
  6. Serbest Seçim aracıyla faiz (ROI) bölgenin etrafında bir sınır çizin. / Seçerek Düzenleme / Seçime Göre ROI yöneticisi seçimi ekleyin Manager veya 'T' tıklayarak ekleyin.
  7. Dış Düzen / Temizle (Şekil 5E) seçin.
  8. , / Set Ölçümleri Analiz seçin uygun parametreler (örneğin, alan, uygun elips) seçin.
  9. Analiz seçin / Parçacıklar analiz edin. seçeneği 'kenarlarında hariç tut' ve Tamam'a tıklayın gerekirse, 'Yöneticisi Ekle' ve partiküllerin boyutu için uygun bir aralık girin ve 'sonuçlarını görüntüle' işaretleyin. Sonuç Şekil 5F'de gösterilmektedir.
  10. Kaydedilen ölçekli görüntülü dosyayı (adım 4.2) açın. 'Göster Tüm seçin ve ROI Yöneticisi' Etiketler 'kaldırın. Seçilen seçe gözdenles Orijinal görüntünün üzerine koydu ve elle ekleyebilir veya YG Müdürü düğmeleri 'Ekle' veya 'Sil' kullanarak seçimleri kaldırın. Serbest Seçim aracını ve ROI Yöneticisi (Şekil 5G ve 5H) ve 'Update' düğmesini kullanarak gerekli her türlü seçimleri düzeltin.
  11. Elde edilen ölçümler kullanarak verileri analiz edin. Sonuçları penceresinde, / Sonuçlar tıklayın elde etmek özetler, örneğin, ortalama Alanı ve Binbaşı ve ROI Yöneticisi'nde listelenen parçacıkların küçük eksenlerini anlamına gelir. Sonuçları / Dağıtım tıklayın (örneğin Alan gibi) Parametre seçmek ve bu parametre için bir histogram görüntülemek için Tamam'a tıklayın.

Sonuçlar

Şekil 1 yüksek basınçlı dondurulmuş, donma-kırık Craterostigma pumilum yaprak parçalarını içeren trombosit cryo-SEM görüntüleri gösterir. Bazı örneklerde ise, kırık hücrelerin büyük bölgeleri (Şekil 1A) elde edilir. Diğerlerinde, yaprak parçası sıkıca üst diske bağlı kalır ve onunla (Şekil 1B) boyunca çaldı edilir. Ancak, hatta ikinci durumda, bazı yaprak dokusu hala yaprak "kalıntıla...

Tartışmalar

Bu yazıda anlatılan teknik cryo-tarama elektron mikroskobu ile iyi korunmuş yüksek basınçlı donmuş bitki dokularının kapsamında dondurularak kırık membranların soruşturma sağlar. Bu prosedürler kullanılarak en büyük avantajı, numune hazırlama tamamen fiziksel olmasıdır; kimyasallar veya dehidratasyon içeren hiçbir adım gereklidir. Bu nedenle, yakın bir Yerli durumda 26,32 biyolojik yapılar üzerinde çalışma sağlar. Yaprak dokuları kullanmanın yararı bir kloroplast içinde, ...

Açıklamalar

The authors declare they have no competing financial interests.

Teşekkürler

Biz elektron mikroskobu görüntüleme tarayarak onun yararlı tavsiyeler için Andres KAECH (Zürih Üniversitesi) teşekkür ederim. Bu çalışma ABD-İsrail Binational Tarımsal Araştırma ve Geliştirme Fonu (hayır verin. ABD-4334-10, ZR), İsrail Bilim Vakfı (hayır verin. 1034/12, ZR) ve İnsan Frontier Bilim Programı tarafından desteklenen (RGP0005 / 2013 ZR). elektron mikroskobu çalışmaları Weizmann Bilim Enstitüsü Irving ve Nano için Cherna Moskowitz Merkezi ve Bio-Nano Görüntüleme yürütülmüştür.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Ethanol absBio-Lab052505
IsopropanolBio-Lab162605
1-hexadeceneSigma-AldrichH7009
0.1/0.2 PlateletsEngineering Office M. Wohlwend GmbH, Switzerland241Platelets are of 3-mm diameter and 0.5-mm-thick (Type A) with 0.1/0.2-mm-deep cavities (of diamater 2 mm). Similar platelets can be obtained from Leica Microsystems.
High-precision-grade tweezersElectron Microscopy Sciences72706-01Dumont (Switzerland) Durostar style #5 tweezers; Can be substituted with other high-precision tweezers.
High-pressure freezing machineBal-TecHPM 010High-pressure freezing alternatives: 1. HPF Compact 02, Wohlwend GmbH; 2. HPM 010, RMC Boeckeler; 3. EM PACT2, Leica Microsystems; 4. EM HPM 100, Leica Microsystems; 5. EM ICE, Leica Microsystems.
Freeze-fracture systemLeica MicrosystemsEM BAF 060
Cryo preparation loading stageLeica Microsystems16770228
Specimen holder for univeral freeze fracturingLeica Microsystems16LZ04746VNClamp holder for specimen carriers of diameter 3 mm
Vacuum cryo-transfer shuttleLeica MicrosystemsEM VCT 100
Scanning electron microscopeZeissUltra 055
Cryo SEM stageLeica Microsystems16770299905
Image acquisiton softwareSmartSEM, Carl Zeiss Microscopy GmbH
Image analysis softwareFiji/Image J, National Institute of Healthhttp://fiji.sc/Fiji

Referanslar

  1. Anderson, J. M. Insights into the consequences of grana stacking of thylakoid membranes in vascular plants: a personal perspective. Aust. J. Plant Physiol. 26 (7), 625-639 (1999).
  2. Branton, D. Fracture Faces of Frozen Membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 55 (5), 1048-1056 (1966).
  3. Branton, D., et al. Freeze-Etching Nomenclature. Science. 190 (4209), 54-56 (1975).
  4. Goodenough, U. W., Staehelin, L. A. Structural Differentiation of Stacked and Unstacked Chloroplast Membranes - Freeze-Etch Electron Microscopy of Wild-Type and Mutant Strains of Chlamydomonas. J. Cell Biol. 48 (3), 594-619 (1971).
  5. Simpson, D. J. Freeze-Fracture Studies on Barley Plastid Membranes .6. Location of the P700-Chlorophyll a-Protein-1. Eur. J. Cell Biol. 31 (2), 305-314 (1983).
  6. Staehelin, L. A. Reversible Particle Movements Associated with Unstacking and Restacking of Chloroplast Membranes. Invitro. J. Cell Biol. 71 (1), 136-158 (1976).
  7. Miller, K. R. A Chloroplast Membrane Lacking Photosystem-I - Changes in Unstacked Membrane Regions. Biochim. Biophys. Acta. 592 (1), 143-152 (1980).
  8. Miller, K. R., Cushman, R. A. Chloroplast Membrane Lacking Photosystem-II - Thylakoid Stacking in the Absence of the Photosystem-II Particle. Biochim. Biophys. Acta. 546 (3), 481-497 (1979).
  9. Miller, K. R., Staehelin, L. A. Analysis of Thylakoid Outer Surface - Coupling Factor Is Limited to Unstacked Membrane Regions. J. Cell Biol. 68 (1), 30-47 (1976).
  10. Simpson, D. J. Freeze-Fracture Studies on Barley Plastid Membranes .3. Location of the Light-Harvesting Chlorophyll-Protein. Carlsberg Res. Commun. 44 (5), 305-336 (1979).
  11. Olive, J., Recouvreur, M., Girardbascou, J., Wollman, F. A. Further Identification of the Exoplasmic Face Particles on the Freeze-Fractured Thylakoid Membranes - a Study Using Double and Triple Mutants from Chlamydomonas-Reinhardtii Lacking Various Photosystem-Ii Subunits and the Cytochrome B6/F Complex. Eur. J. Cell Biol. 59 (1), 176-186 (1992).
  12. Olive, J., Vallon, O., Wollman, F. A., Recouvreur, M., Bennoun, P. Studies on the Cytochrome B6/F Complex .2. Localization of the Complex in the Thylakoid Membranes from Spinach and Chlamydomonas-Reinhardtii by Immunocytochemistry and Freeze-Fracture Analysis of B6/F Mutants. Biochim. Biophys. Acta. 851 (2), 239-248 (1986).
  13. Armond, P. A., Staehelin, L. A., Arntzen, C. J. Spatial Relationship between Light Harvesting Complex and Photosystem-1 and Photosystem-2 in Stacked and Unstacked Chloroplast Membranes. J. Cell Biol. 70 (2), 400-418 (1976).
  14. Staehelin, L. A. Chloroplast structure: from chlorophyll granules to supra-molecular architecture of thylakoid membranes. Photosynth. Res. 76 (1-3), 185-196 (2003).
  15. Nevo, R., Charuvi, D., Tsabari, O., Reich, Z. Composition, architecture and dynamics of the photosynthetic apparatus in higher plants. Plant J. 70 (1), 157-176 (2012).
  16. Platt, K. A., Oliver, M. J., Thomson, W. W. Membranes and Organelles of Dehydrated Selaginella and Tortula Retain Their Normal Configuration and Structural Integrity - Freeze-Fracture Evidence. Protoplasma. 178 (1-2), 57-65 (1994).
  17. Platt-Aloia, K. A., Thomson, W. W. Advantages of the use of intact plant tissues in freeze-fracture electron microscopy. J. Electron Microsc. Tech. 13 (4), 288-299 (1989).
  18. Carson, J. L. Fundamental technical elements of freeze-fracture/freeze-etch in biological electron microscopy. J. Vis. Exp. (91), e51694 (2014).
  19. Kirchhoff, H., et al. Low-light-induced formation of semicrystalline photosystem II arrays in higher plant chloroplasts. Biochemistry. 46 (39), 11169-11176 (2007).
  20. Johnson, M. P., et al. Photoprotective Energy Dissipation Involves the Reorganization of Photosystem II Light-Harvesting Complexes in the Grana Membranes of Spinach Chloroplasts. Plant Cell. 23 (4), 1468-1479 (2011).
  21. Kirchhoff, H., Tremmel, I., Haase, W., Kubitscheck, U. Supramolecular photosystem II organization in grana thylakoid membranes: evidence for a structured arrangement. Biochemistry. 43 (28), 9204-9213 (2004).
  22. Belgio, E., Ungerer, P., Ruban, A. V Light-harvesting superstructures of green plant chloroplasts lacking photosystems. Plant Cell Environ. , (2015).
  23. Goral, T. K., et al. Light-harvesting antenna composition controls the macrostructure and dynamics of thylakoid membranes in Arabidopsis. Plant J. 69 (2), 289-301 (2012).
  24. Charuvi, D., et al. Photoprotection Conferred by Changes in Photosynthetic Protein Levels and Organization during Dehydration of a Homoiochlorophyllous Resurrection Plant. Plant Physiol. 167 (4), 1554-1565 (2015).
  25. Farrant, J. M., Brandt, W., Lindsey, G. G. An Overview of Mechanisms of Desiccation Tolerance in Selected Angiosperm Resurrection Plants. Plant Stress. 1 (1), 72-84 (2007).
  26. Walther, P., Schatten, H., Pawley, J. B. High-resolution cryoscanning electron microscopy of biological samples. Biological Low-Voltage Scanning Electron Microscopy. , 245-261 (2008).
  27. Walther, P., Müller, M. Double-layer coating for field-emission cryo-scanning electron microscopy--present state and applications. Scanning. 19 (5), 343-348 (1997).
  28. Walther, P., Wehrli, E., Hermann, R., Müller, M. Double-layer coating for high-resolution low-temperature scanning electron microscopy. J. Microsc. 179, 229-237 (1995).
  29. Hess, M. W. Cryopreparation methodology for plant cell biology. Cell. Electron Microsc. 79, 57-100 (2007).
  30. Schertel, A., et al. Cryo FIB-SEM: Volume imaging of cellular ultrastructure in native frozen specimens. J. Struct. Biol. 184 (2), 355-360 (2013).
  31. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  32. Walther, P. Recent progress in freeze-fracturing of high-pressure frozen samples. J. Microsc. 212 (1), 34-43 (2003).
  33. Nevo, R., et al. Architecture of Thylakoid Membrane Networks. Lipids Photosynth. 30, 295-328 (2009).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Bitki BiyolojisiSay 112Y ksek bas n l dondurmaift katmanl kaplamacryo taramal elektron mikroskobudirili bitkilerkloroplasttilakoit membransupramolek ler rg texoplasmic k r k y zprotoplazmik k r k y z k r dondurmakfotosistem

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır