JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Kan-beyin bariyerbütünlüğü sinir sistemi fonksiyonu için çok önemlidir. Drosophila melanogasterolarak, kan-beyin bariyeri geç embriyogenez sırasında glial hücreler tarafından oluşur. Bu protokol, D. melanogaster embriyolarında ve üçüncü instar larvalarında kan-beyin bariyeri oluşumu ve bakımı için taht yöntemlerini açıklamaktadır.

Özet

Uygun sinir sistemi gelişimi kan-beyin bariyerinin oluşumunu içerir, sıkı sinir sistemine erişimi düzenleyen ve toksinler ve patojenlerden nöral doku korur difüzyon bariyeri. Bu bariyerin oluşumundaki bozukluklar nöropatilerle ilişkilendirilmiştir ve bu bariyerin bozulması birçok nörodejeneratif hastalıkta gözlenmiştir. Bu nedenle, potansiyel terapötik hedefleri belirlemek için kan-beyin bariyerinin oluşumunu ve bakımını düzenleyen genlerin belirlenmesi önemlidir. Bu genlerin nöral gelişimde tam rollerini anlamak için, değişmiş gen ekspresyonunun kan-beyin bariyerinin bütünlüğü üzerindeki etkilerini tetkik etmek gerekir. Kan-beyin bariyerinin kurulmasında işlev moleküllerin çoğu ökaryotik türler arasında korunmuş olduğu bulunmuştur, meyve sinek de dahil olmak üzere, Drosophila melanogaster. Meyve sinekleri sinir sistemi gelişimi ve işlevini düzenleyen moleküler mekanizmaları incelemek için mükemmel bir model sistemi olduğu kanıtlanmıştır. Bu protokol, D. melanogaster gelişiminin embriyonik ve larva evrelerinde kan-beyin bariyerinin bütünlüğünü test etmek için adım adım bir prosedürü tanımlar.

Giriş

Gelişim sırasında hücre-hücre iletişimi ve etkileşimleri doku ve organ yapısı nın ve fonksiyonunun kurulması açısından kritik öneme sahiptir. Bazı durumlarda, bu hücre-hücre etkileşimleri uygun organ fonksiyonu sağlamak için çevreden organları mühür. Bu kan-beyin bariyeri (BBB) tarafından izole edilir sinir sistemi için durumdur. İnsanlarda BBB disfonksiyonu epilepsi de dahil olmak üzere nörolojik bozukluklar ile bağlantılı olmuştur, ve bariyerin arıza multipl skleroz ve amiyotrofik lateral skleroz dahil nörodejeneratif hastalıklarda gözlenmiştir1. Memelilerde, BBB endotel hücreleri arasında sıkı kavşaklar oluşur2,3. Meyve sineği Drosophila melanogaster de dahil olmak üzere diğer hayvanlar, glial hücrelerden oluşan bir BBB var. Bu glial hücreler besin, atık ürünler, toksinler ve sinir sistemi içine ve dışında büyük moleküllerin hareketini kontrol etmek için seçici geçirgen bir bariyer oluşturur4. Bu hareketlilik ve koordinasyon için izin, yangın eylem potansiyelleri için gerekli elektrokimyasal degrade bakım sağlar4. D. melanogaster, glia potasyum açısından zengin, kan gibi hemolenf5sinir sistemini korumak .

Merkezi sinir sistemi (CNS) ve periferik sinir sistemi (PNS) D. melanogaster, iki dış glial tabakalar, subperineurial glia ve perineurial glia, yanı sıra ekstrasellüler matriks bir dış ağ, nöral lamella, formu hemolenf-beyin ve hemolenf-sinir bariyeri6, Bu makale boyunca BBB olarak anılacaktır. Geliştirme subperineurial glia poliploid olur ve sinir sistemi5çevreleyen büyütmek 5,6,7,8,9,10,11 . Subperineurial glia form septate kavşaklar, hemolenf ve sinir sistemi arasında ana difüzyon bariyersağlamak5,6,12. Bu kavşaklar moleküler olarak omurgalılarda miyelinating glia paranodlarında bulunan septate benzeri kavşaklar benzer, ve memelilerin BBB sıkı kavşaklar olarak aynı işlevi gerçekleştirmek13,14, 15.000 , 16.02.20 , 17. Perineurial glia bölmek, büyümek, ve metabolitleri ve büyük moleküllerin difüzyon düzenlemek için subperineurial glia etrafında sarın6,10,18,19. BBB oluşumu 25 °C5,8'deyumurtlama (AEL) sonrası 18,5 saat tamamlanır. Önceki çalışmalarda BBBoluşumununkritik düzenleyicileri olan genler tespit 20,21,22. Bu genlerin tam rollerini daha iyi anlamak için, bu potansiyel düzenleyicilerin mutasyonunun BBB bütünlüğü üzerindeki etkisini incelemek önemlidir. Önceki çalışmalarda embriyo ve larvalarda BBB bütünlüğünü nitelemek için yaklaşımlar özetlenen olsa da, bu test için kapsamlı bir protokol henüz tarif edilmemiştir5,7. Bu adım adım protokol, D. melanogaster embriyonik ve üçüncü instar larva aşamalarında BBB bütünlüğünü nitretetmek için yöntemleri açıklar.

Protokol

1. Örneklerin Toplanması

  1. Embriyo koleksiyonu
    1. Her embriyo toplama kafesinde, koleksiyonlar için 20−25 erkek ile en az 50 bakire dişi kullanın. Bu sinekleri, toplamaya başlamadan önce 1−2 gün boyunca mısır unu-agar gıdası(Malzeme Tablosu)ile bir şişede kuluçkaya yatırın23.
      NOT: Daha fazla sinek kullanılabilir, ancak kadın-erkek oranı 2:1 tutulmalıdır.
    2. Önceden ısıtılmış elma suyu agar tabakları(Tablo 1) 25 °C gecede.
      NOT: Bu embriyoların uygun evreleme için gereklidir. Plakalar hızlı bir şekilde kuruyorsa, odanın nemini artırmak için kuvöze su içeren bir kase ekleyin.
    3. Anesthetize co2 ile adım 1.1.1 uçar ve bir toplama kafesi sinekler aktarır. Açık ucunda maya ezmesi küçük bir yayma ile önceden ısıtılmış elma suyu agar plaka yerleştirin ve kırmızı kollu kafese güvenli(Malzeme Tablosu). Eski embriyoları temizlemek için, sineklerin 25 °C'de 1 saat boyunca elma suyu agar tabağına embriyo/yumurta bırakmasına izin verin.
    4. Toplama kafesini kuvözden çıkarın. Kafes kafes tarafı aşağı ters ve dokunun kafesin altına aşağı uçar. Maya hamuru küçük bir yayma ile yeni bir önceden ısıtılmış elma suyu agar plaka ile elma suyu agar değiştirin. İlk tabağı atın.
    5. 25 °C'de 1 saat boyunca yeni elma suyu agar plakaüzerinde embriyo/yumurta bıraksın. 1 saat toplama aşağıdaki bu plaka atın ve enjeksiyon için embriyotoplamak için bir sonraki adıma geçin.
    6. Geç evre 17 embriyo (20−21 h AEL) toplamak için, 1.1.1−1.1.1.5 adımlarından istenilen genotip sineklerinin, 25 °C'de 25 °C'de küçük bir maya hamuru ile önceden ısıtılmış elma suyu agar tabaklarına serpmelerine izin verin. , bu yüzden embriyolar görüntüleme sırasında yaş 20−21 saat olacak.
      NOT: Bu adım, numune toplama, enjeksiyon ve görüntüleme birden fazla tur için ististendiği gibi tekrarlanabilir.
    7. % 0.1 niyonik yüzey aktif madde (PBTx) ile fosfat tamponlu salin (PBS) ekleyerek 70 μm naylon örgü ile bir hücre süzgeci içine plakalar embriyoları toplamak; Tablo 1) plaka yüzeyini kaplar ve bir boya fırçası kullanarak yüzeyden embriyoları gevşetin.
    8. Hücre süzgecinde toplanan dekorionate embriyolar 100 mm Petri kabında %50 çamaşır suyu çözeltisi(Tablo 1)oda sıcaklığında ara sıra ajitasyon ile 5 dakika boyunca toplanır. Bir Petri kabında PBTx hücre süzgeci girdap tarafından 3x durulayın embriyolar, PBTx taze bir tabak her zaman kullanarak.
    9. Tüm embriyolar doğru genotip ise, doğrudan adım 1.1.10'a geçin. Doğru genotip embriyoların üretimi heterozigot sineklerle bir haç gerektiriyorsa, floresan olarak işaretlenmiş dengeleyici kromozomların varlığını veya yokluğunu kullanarak doğru genotipin embriyolarını seçin. Genotip seçimi için floresan yetenekleri olan bir stereomikroskop kullanın.
      NOT: Deforme-sarı floresan protein ile işaretlenmiş dengeleyici kromozomlar; Kruppel-Gal4, UAS-yeşil floresan protein (GFP); ve büküm-Gal4, UAS-GFP geç embriyogenezde genotip seçimi için iyi çalışır (Tablo 2)24,25,26.
    10. Cam pipet kullanarak, PBTx'teki embriyoları %2 agarose jel levhaya aktarın(Tablo 1). Fazla sıvıyı filtre kağıdıyla çıkarın. %2'lik agarose jel levhaüzerinde ~6−8 embriyoları sağ ve sırt tarafı yukarı bakacak şekilde hizala(Şekil 1B).
      NOT: Mikropyle, spermatozoa yumurta girmek küçük delik, embriyonun ön ucunda yer almaktadır. Arka uç daha yuvarlak. Trakea beyaz görünür ve embriyo dorsal ve embriyonun ventral yanlarının ayrımını sağlayan dorsally bulunur (Şekil 1B).
    11. Tek parça çift taraflı bantiçeren bir slayt hazırlayın. Çift taraflı banta aktarmak için embriyoların üstüne slayt sıkıca basın.
    12. ~25 dakika oda sıcaklığında kuluçka ile embriyoları desiccate (hiçbir kurutucu kullanılır). Desiccation sonra, halokarbon yağı ile embriyolar kapağı.
      NOT: Kurutma süreleri odadaki sıcaklık, nem ve havalandırmaya bağlı olarak değişebilir. Bu protokolün 2 ve 3.
  2. Larva koleksiyonu
    1. İstenilen genotip 5−10 bakire dişi sinek ve mısır unu-agar gıda ve kuluçka ile bir şişe istenilen genotip yarısı kadar erkek 25 °C23bir haç kurmak .
    2. 5−7 gün sonra, genotip bağlı olarak, pİşplerle yavaşça şişeden dolaşan üçüncü yıldız larvalarını toplayın. Larvalara yapışmış yiyecekleri çıkarmak için 1x PBS'de larvaları durula. Gerekirse adım 1.1.9 açıklandığı gibi genotipleme için bir elma suyu agar plaka larvaları aktarın.
    3. Onları kurutmak için bir boya fırçası kullanarak bir doku üzerinde larva rulo. 6−8 larvayı, forceps kullanarak çift taraflı bantla hazırlanan bir slayta aktarın.

2. İğne Lerin Hazırlanması ve Numune Enjeksiyonu

  1. Bu protokolün başlatılmasından önce bir mikropipet çekmece üzerinde iğne çekin. İğne çekmecesine güvenli kılcal tüpler ve D. melanogaster enjeksiyonları için standart iğne şekli ve parametrelerine göre çekin (Tablo 3)27. İğneleri iğne için kullanılana kadar kilde demirleyerek petri kabında saklayın.
  2. Embriyolar için 25 dakikalık kurutma süresi boyunca 20 μL jel yükleme pipet ucu (1.1.12. adım) kullanılarak sülforodamine(Tablo)konjuge 10 kDa dekstran 5 μL'lik bir iğne yükleyin veya slayta larva (adım 1.2.3).
  3. İğneyi bir iğne tutucuya yükleyin ve çelik bir taban(Malzeme Tablosu)için sabitlenmiş bir mikromanipülatörde konumlandırın.
    NOT: İğne embriyo enjeksiyonu için mikroskop aşamasına neredeyse paralel olmalı ve larva enjeksiyonları için biraz aşağı doğru açılı olmalıdır.
  4. Enjeksiyon cihazını(Malzeme Tablosu)50 psi, 5−10 ms ve 10 ms'e ayarlayın.
    NOT: Kullanılan enjeksiyon cihazı için bu ayarların değiştirilmesi gerekebilir.
  5. Açılı, kırık bir uç oluşturmak için kaydırağı sahneye ve fırça kenarına çift taraflı bandın kenarına 45° açıyla yerleştirin.
    NOT: Embriyolar için sadece 10 kDa dextran akışı için izin vermek için yeterli ucu kırmak için gereklidir. Mükemmel bir iğne biraz açılı ucu vardır ve boya sadece küçük bir damla her enjeksiyon ile çıkacaktır. Larvalar için, ucu daha fazla kırmak için gereklidir, ancak larva gövde duvarına nüfuz etmek için açılı bir ucu ile. Daha büyük bir boya damlası çıkacak.
  6. Boya iğnenin ucunda olana kadar ayak pedalını pompalayın.
  7. İğneyi embriyoya paralel olacak şekilde hizala veya larvaya doğru hafifçe aşağı doğru açılı.
  8. İğneyi numunenin arka ucunu delmek için hareket ettirin ve ayak pedalını pompalayarak numuneye enjekte edin. Embriyolara ~2 nL boya ve larvalara ~220 nL boya enjekte edin.
    NOT: Enjeksiyon başarılı olursa embriyo veya larva boya ile sel gerekir.
  9. Kuluçka amacıyla enjeksiyon zamanına dikkat edin. Oda sıcaklığında 10 dakika kuluçka embriyoları. Oda sıcaklığında 30 dakika boyunca kuluçka larvaları.
  10. Her numune için enjeksiyon süresini belirterek ek numuneler enjekte etmek için slayttan aşağı doğru devam edin.
    NOT: Sonraki diseksiyon ve görüntüleme adımlarının gerçekleştirilebildiği hıza bağlı olarak, bir seferde 4−8 numune enjekte edilebilir.

3. Görüntüleme Örneklerinin Hazırlanması

  1. Embriyoların görüntülenmesi
    1. Enjeksiyondan sonra, embriyoları görüntüleme için hazırlayın. Kapak kayması yerleştirildikten sonra embriyoların zarar görmesini önlemek için slayttaki numunelerin sağ ve sol taraflarına pamuk uçlu aplikatör ile petrol jölesi uygulayın.
    2. 20x hedefi ile embriyo derinliği boyunca bir konfokal mikroskop kullanarak görüntü örnekleri. Ventral sinir kordonunda (VNC) gözlenen toplam örneklerin yüzdesini aşağıdaki denklemi kullanarak hesaplayın: BBB tehlikeye sapmış örneklerin % 'i = VNC/toplam test numune sayının boya birikimi olan numune lerin sayısı.
  2. Larvaların diseksiyonu ve görüntülemesi
    1. Larva örnekleri için slaytları önceden hazırlayın. Mount iki kapak lar yaklaşık 0,5 cm arayla oje ile slayt aralıklı.
      NOT: Kapaklar beyin için spacer olarak işlev, bu yüzden montaj işlemi sırasında zarar görmez.
    2. 30 dk kuluçkadan sonra, görüntülemede kullanılacak slaytın üzerine 1x PBS'de larvaları inceleyin. İlk olarak, larvayı yarıya indirmek için bir çift forceps kullanın ve larvanın ön ve arka yarısını ayırmak için ikinci bir çift forceps kullanın.
    3. Daha sonra, ağız kancalarında ön bölgeyi kavramak için bir çift forceps kullanın ve ağız kancalarını sürükleyen terplerin ucu üzerinde vücut duvarını tersine çevirmek için ikinci bir çift forceps kullanın. Beyin ve VNC açığa çıkacak.
    4. Sinirleri keserek beyin ve VNC'yi vücut duvarından ayırın ve vücut duvarını slayttan çıkarın (Şekil 1C,D). İstenirseniz hayali diskleri çıkarın.
    5. Numunenin üzerini %80 gliserol ile kaplayın ve görüntüleme için numunenin üzerine bir kapak kayması yerleştirin.
    6. 20x hedefi kullanarak sinir sistemi dokusunun derinliği ile Görüntü. VNC'de gözlenen boya ile toplam örneklerin yüzdesini hesaplayın.

Sonuçlar

Burada açıklanan yöntemler, D. melanogaster embriyoları ve larvalarında CNS boyunca BBB'nin bütünlüğünün görselleştirilmesine olanak sağlar (Şekil 1). Geç embriyogenezde BBB oluşumunun tamamlanmasından sonra, BBB fonksiyonları beyin ve VNC5büyük molekülleri dışlamak için . Bu protokol BBB oluşumunu test etmek için bu işlevden yararlanır. Yabani tip (Oregon R) geç evre 17 (20−21 saat eski) embriyolara sulforhodamine 101 asit klo...

Tartışmalar

Bu protokol, Geç embriyonik ve D. melanogaster gelişiminin üçüncü instar larva aşamalarında BBB bütünlüğü için test etmek için gereken adımların kapsamlı bir açıklamasını sağlar. Benzer yaklaşımlar başka bir yerde geliştirme sırasında BBB bütünlüğünü titretmek için tarif edilmiştir, yanı sıra yetişkin aşamalarında5,7,29,30. Ancak, malzeme ve y?...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Yazarlar enjeksiyon için ekipman kullanımı için Dr F. Bryan Pickett ve Dr Rodney Dale teşekkür ederiz. Bu çalışma Loyola University Chicago'dan M.D., D.T., ve J.J.'e kadar araştırma fonu ile finanse edilmiştir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
10 kDa sulforhodamine 101 acid chloride (Texas Red) DextranThermoFisher ScientificD1863Dextran should be diluted in autoclaved ddH2O to a concentration of 25 mg/mL.
20 μL Gel-Loading Pipette TipsEppendorf22351656
100% Ethanol (200 proof)Pharmco-Aaper11000200
Active Dry YeastRed Star
AgarFisher ScientificBP1423
AgaroseFisher ScientificBP160-500
Air CompressorDeWaltD55140
Apple JuiceMott's Natural Apple Juice
BleachHousehold Bleach1-5% Hypochlorite
Borosilicate Glass CapillariesWorld Precision Instruments1B100F-4
Bottle PlugsFisher ScientificAS-277
Cell StrainersBD Falcon352350
Confocal MicroscopeOlympusFV1000Samples imaged using 20x objective (UPlanSApo 20x/ 0.75)
Cotton-Tipped ApplicatorPuritan19-062614
Double-Sided Tape 1/2"Scotch
Dumont Tweezers; Pattern #5; .05 x .01 mm TipRobozRS-5015
Fly Food BottlesFisher ScientificAS-355
Fly Food VialsFisher ScientificAS-515
Foot PedalTreadlite IIT-91-S
Gel CasterBio-Rad1704422
Gel TrayBio-Rad1704436
Glass PipetteVWR14673-010
GlycerolFisher ScientificBP229-1
Granulated sugarPurchased from grocery store.
Halocarbon OilLab Scientific, Inc.FLY-7000
Light SourceSchottAce I
Manipulator StandWorld Precision InstrumentsM10
MicromanipulatorWorld Precision InstrumentsKITE-R
Micropipette PullerSutter Instrument Co.P-97
Needle HolderWorld Precision InstrumentsMPH310
Nightsea Filter SetsElectron Microscopy ScienceSFA-LFS-CYFor visualization of YFP
Nightsea Full Adapter System w/ Royal Blue Color Light HeadElectron Microscopy ScienceSFA-RBFor visualization of GFP
PaintbrushSimply SimmonsChisel Blender #6
PipetterFisher Scientific13-683C
Pneumatic PumpWorld Precision InstrumentsPV830This is also referred to as a microinjector or pressure regulator. Since the model used in our study is no longer available this is one alternative.
Potassium ChlorideFisher ScientificBP366-500
Potassium Phosphate DibasicFisher ScientificBP363-500
Small Embryo Collection CagesGenesee Scientific59-100
Sodium ChlorideFisher ScientificBP358-212
Sodium Phosphate Dibasic AnhydrousFisher ScientificBP332-500
Steel Base PlateWorld Precision Instruments5052
StereomicroscopeCarl ZeissStemi 2000Used for tissue dissection.
Stereomicroscope with transmitted light sourceBaytronixUsed for injection.
Tegosept (p-hydroxybenzoic acid, methyl ester)Genesee Scientific20-258
Triton X-100Fisher ScientificBP151-500Nonionic surfactant
Vial PlugsFisher ScientificAS-273

Referanslar

  1. Obermeier, B., Daneman, R., Ransohoff, R. M. Development, maintenance and disruption of the blood-brain barrier. Nature Medicine. 19 (12), 1584-1596 (2013).
  2. Brightman, M. W., Reese, T. S. Junctions between intimately apposed cell membranes in the vertebrate brain. Journal of Cell Biology. 40 (3), 648-677 (1969).
  3. Tietz, S., Engelhardt, B. Brain barriers: Crosstalk between complex tight junctions and adherens junctions. Journal of Cell Biology. 209 (4), 493-506 (2015).
  4. Hindle, S. J., Bainton, R. J. Barrier mechanisms in the Drosophila blood-brain barrier. Frontiers in Neuroscience. 8, 414 (2014).
  5. Schwabe, T., Bainton, R. J., Fetter, R. D., Heberlein, U., Gaul, U. GPCR signaling is required for blood-brain barrier formation in drosophila. Cell. 123 (1), 133-144 (2005).
  6. Stork, T., et al. Organization and function of the blood-brain barrier in Drosophila. Journal of Neuroscience. 28 (3), 587-597 (2008).
  7. Unhavaithaya, Y., Orr-Weaver, T. L. Polyploidization of glia in neural development links tissue growth to blood-brain barrier integrity. Genes & Development. 26 (1), 31-36 (2012).
  8. Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila. Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).
  9. Von Stetina, J. R., Frawley, L. E., Unhavaithaya, Y., Orr-Weaver, T. L. Variant cell cycles regulated by Notch signaling control cell size and ensure a functional blood-brain barrier. Development. 145 (3), dev157115 (2018).
  10. von Hilchen, C. M., Beckervordersandforth, R. M., Rickert, C., Technau, G. M., Altenhein, B. Identity, origin, and migration of peripheral glial cells in the Drosophila embryo. Mechanisms of Development. 125 (3-4), 337-352 (2008).
  11. Beckervordersandforth, R. M., Rickert, C., Altenhein, B., Technau, G. M. Subtypes of glial cells in the Drosophila embryonic ventral nerve cord as related to lineage and gene expression. Mechanisms of Development. 125 (5-6), 542-557 (2008).
  12. Bellen, H. J., Lu, Y., Beckstead, R., Bhat, M. A. Neurexin IV, caspr and paranodin--novel members of the neurexin family: encounters of axons and glia. Trends in Neurosciences. 21 (10), 444-449 (1998).
  13. Baumgartner, S., et al. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87 (6), 1059-1068 (1996).
  14. Banerjee, S., Pillai, A. M., Paik, R., Li, J., Bhat, M. A. Axonal ensheathment and septate junction formation in the peripheral nervous system of Drosophila. Journal of Neuroscience. 26 (12), 3319-3329 (2006).
  15. Bhat, M. A., et al. Axon-glia interactions and the domain organization of myelinated axons requires neurexin IV/Caspr/Paranodin. Neuron. 30 (2), 369-383 (2001).
  16. Faivre-Sarrailh, C., et al. Drosophila contactin, a homolog of vertebrate contactin, is required for septate junction organization and paracellular barrier function. Development. 131 (20), 4931-4942 (2004).
  17. Salzer, J. L., Brophy, P. J., Peles, E. Molecular domains of myelinated axons in the peripheral nervous system. Glia. 56 (14), 1532-1540 (2008).
  18. von Hilchen, C. M., Bustos, A. E., Giangrande, A., Technau, G. M., Altenhein, B. Predetermined embryonic glial cells form the distinct glial sheaths of the Drosophila peripheral nervous system. Development. 140 (17), 3657-3668 (2013).
  19. Matzat, T., et al. Axonal wrapping in the Drosophila PNS is controlled by glia-derived neuregulin homolog Vein. Development. 142 (7), 1336-1345 (2015).
  20. Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium. Frontiers in Neuroscience. 8, 365 (2014).
  21. Ho, T. Y., et al. Expressional Profiling of Carpet Glia in the Developing Drosophila Eye Reveals Its Molecular Signature of Morphology Regulators. Frontiers in Neuroscience. 13, 244 (2019).
  22. DeSalvo, M. K., et al. The Drosophila surface glia transcriptome: evolutionary conserved blood-brain barrier processes. Frontiers in Neuroscience. 8, 346 (2014).
  23. . BDSC Cornmeal Food Available from: https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html (2017)
  24. Le, T., et al. A new family of Drosophila balancer chromosomes with a w- dfd-GMR yellow fluorescent protein marker. Genetics. 174 (4), 2255-2257 (2006).
  25. Casso, D., Ramirez-Weber, F. A., Kornberg, T. B. GFP-tagged balancer chromosomes for Drosophila melanogaster. Mechanisms of Development. 88 (2), 229-232 (1999).
  26. Halfon, M. S., et al. New fluorescent protein reporters for use with the Drosophila Gal4 expression system and for vital detection of balancer chromosomes. Genesis. 34 (1-2), 135-138 (2002).
  27. Miller, D. F., Holtzman, S. L., Kaufman, T. C. Customized microinjection glass capillary needles for P-element transformations in Drosophila melanogaster. BioTechniques. 33 (2), 366-372 (2002).
  28. Luong, D., Perez, L., Jemc, J. C. Identification of raw as a regulator of glial development. PLoS One. 13 (5), e0198161 (2018).
  29. Pinsonneault, R. L., Mayer, N., Mayer, F., Tegegn, N., Bainton, R. J. Novel models for studying the blood-brain and blood-eye barriers in Drosophila. Methods in Molecular Biology. 686, 357-369 (2011).
  30. Love, C. R., Dauwalder, B., Barichello, T. Drosophila as a Model to Study the Blood-Brain Barrier. Blood-Brain Barrier. , 175-185 (2019).
  31. Lin, D. M., Goodman, C. S. Ectopic and increased expression of Fasciclin II alters motoneuron growth cone guidance. Neuron. 13 (3), 507-523 (1994).
  32. Sepp, K. J., Schulte, J., Auld, V. J. Peripheral glia direct axon guidance across the CNS/PNS transition zone. Developmental Biology. 238 (1), 47-63 (2001).
  33. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  34. Devraj, K., Guerit, S., Macas, J., Reiss, Y. An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers. Journal of Visualized Experiments. 132, e57038 (2018).
  35. Fairchild, M. J., Smendziuk, C. M., Tanentzapf, G. A somatic permeability barrier around the germline is essential for Drosophila spermatogenesis. Development. 142 (2), 268-281 (2015).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Geli imbiyolojisiSay 151Drosophila melanogasterkan beyin bariyerigliasinir sistemiventral sinir kordonuembriyolarva

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır