4T1 Meme Kanseri Modelinde Akciğer Metastazının Nicelleştirilmesini Geliştirmek Için Bilgisayar Tabanlı Görüntü Analizinin Kullanılması

Özet

Biz Fiji-ImageJ kullanarak 4T1 meme kanseri modelinde akciğer metastazı ölçmek için daha tutarlı ve hızlı bir yöntem açıklar.

Özet

Meme kanseri yıkıcı bir malignitedir, sadece 2019 yılında ABD'de 40.000 kadın ölümü ve yeni kadın kanseri teşhislerinin %30'u için hesap. Meme kanserine bağlı ölümlerin önde gelen nedeni metastatik yüktür. Bu nedenle meme kanseri için preklinik modellerin klinik olarak ilgili olması için metastatik yükü analiz etmesi gerekir. 4T1 meme kanseri modeli evre IV insan meme kanseri için kendiliğinden metastaz, ölçülebilir fare modeli sağlar. Ancak, çoğu 4T1 protokolleri doku kültür plakaları üzerinde el ile lekeli koloniler sayarak metastatik yükü ölçmek. Bu düşük metastatik yüke sahip dokular için yeterli olmakla birlikte, manuel sayma insan hatası plakalar confluent ve saymak zor olduğunda tutarsız ve değişken sonuçlara neden olur. Bu yöntem, insan sayma hatasına bilgisayar tabanlı bir çözüm sunar. Burada protokolü 4T1 modelinde yüksek metastatik bir doku olan akciğer kullanılarak değerlendiriyoruz. Metilen mavisi lekeli plakaların görüntüleri elde edilir ve Fiji-ImageJ analiz için yüklenir. Fiji-ImageJ daha sonra mavi olan görüntünün seçili alanının yüzdesini belirler ve plakanın metastatik yüke sahip yüzdesini temsil eder. Bu bilgisayar tabanlı yaklaşım, yüksek metastatik dokular için manuel sayma veya histopatolojik değerlendirmeden daha tutarlı ve hızlı sonuçlar sunar. Fiji-ImageJ sonuçlarının tutarlılığı görüntünün kalitesine bağlıdır. Görüntüler arasında sonuçlarda küçük farklılıklar oluşabilir, bu nedenle birden çok görüntü alınması ve sonuçların ortalaması önerilir. En az sınırlamalara rağmen, bu yöntem tutarlı ve hızlı sonuçlar sunarak akciğerdeki metastatik yükü ölçmek için bir gelişmedir.

Giriş

Sekiz kadından biri hayatı boyunca meme kanseri tanısı olacak, ve henüz birden fazla tedavi seçenekleri meme kanseri rağmen Amerikan kadınlarda kansere bağlı ölümlerin ikinci önde gelen nedenidir¹. Bu kadınlar memelerindeki primer tümörden ölmüyorlar. Bunun yerine, metastatik yük yaygın akciğer, kemik, beyin, karaciğer ve lenf düğümleri²yayılır gibi bu hastalığın mortalite sorumludur. Bu nedenle, meme kanseri modelleri bu hastalığın mortalitesini azaltmaya katkıda bulunmak için metastazı değerlendirmek gerekir. 4T1 murine meme kanseri modeli bunu başarmak için mükemmel bir protokoldür. Burada açıklanan yöntem, akciğer metastazı ölçmek için Fiji-ImageJ kullanarak 4T1 modeline bir iyileştirme sunarak, tutarlı ve hızlı sonuçlar üretir.

4T1 modeli iyi kurulmuş, bu pulaski ve Ostrand-Rosenberg tarafından açıklanan gibi protokolleri kullanarak en laboratuvarları ile 2001³. 4T1 hücre hattı 6-Tiyoguanin (6TG) dirençli ve evre IV temsilcisi, üçlü negatif meme kanseri^3,4,5. Bir ortotopik model olduğu gibi klinik olarak ilgilidir ve insan meme kanseri ile aynı organlara kendiliğinden metastaz^3,4. 4T1 hücreleri kendiliğinden enjekte edilen hücrelerin miktarına göre öngörülebilir bir oranda metastaz^3,4. Daha da önemlisi, burada kullanılan fareler arasındaki genetik farklılıklar metastatik yükte beklenen kişiler arası değişkenliğe neden oldu. Metastazı değerlendirmek için, dokular 6TG seçimi ve metilen mavisi boyama kullanarak uzak bölgelerdeki kanser hücrelerini toplamak ve ölçmek için hasat edilir. Sonuç metastatik kolonileri temsil eden mavi noktalı doku kültürü plakaları topluluğudur. Ancak Pulaski ve Ostrand-Rosenberg protokolü metastatik kolonileri elle sayarak ölçer ve bu nedenle bu modelde metastazı değerlendirmenin standart yolu olmuştur. Bu düşük metastatik yüke sahip dokular için kolay olsa da, akciğerler gibi dokular genellikle metastaz ile yüklü. Akciğer plakaları son derece etkili olabileceğiiçin, metastatik kolonileri manuel sayma ile doğru ve hassas bir şekilde ölçmek zordur ve insan hatasına yatkındır. Metastatik yükü daha iyi ölçmek için, insan sayma hatasına bilgisayar tabanlı bir çözüm için Fiji-ImageJ'i kullanmayı tanımlıyoruz. Hematoksilin ve eozin ile histopatolojik analiz (H & E) boyama akciğer metastazları ölçmek için başka bir araçtır, ve ilginç de Fiji-ImageJ yazılımı ile geliştirilmiştir^6,7. Ancak histopatolojik analizler akciğerin tek bir dilimini gözlemlediği için yanlış ve temsiledilemez olabilir. Bunun nedeni, 4T1 modelinin organ boyunca eşit olarak dağıtılmamış çeşitli metastatik lezyonlara neden olmasıdır. Histopatolojik analiz ile manuel sayma arasındaki genel eğilimler^benzer8 olmakla birlikte, bireysel değerler farklılık gösterir ve bu nedenle histopatolojik analiz tek nicelik aracı olarak kullanılmamalıdır. Fiji-ImageJ kullanmanın tutarlılığını gösterirken, histopatolojik analizve farklı sayaçlar arasındaki manuel sayma tutarsızlıklarına göre faydayı gösteriyoruz. Ayrıca, bu yöntemin kuluçka süresini 10-14 günden 5 güne düşürebileceğini gösteriyoruz, bu da araştırmacıların el ile sayıma güvendiğinizde çalışmalarında elde ettikleri verileri analiz edebildiği anlamına geliyor.

Bu yöntem Pulaski ve Ostrand-Rosenberg protokolü³basit ayarlamalar bir koleksiyondur. 4T1 modeli yaygın olarak kullanıldığından ve akciğer metastazı klinik öncesi modellerde ölçülecek kritik bir parametre olduğu için, bu yöntemin yaygın olarak kullanılabileceğine ve meme kanseri araştırmacıları için son derece değerli olduğuna inanıyoruz. Gerekli sadece ek malzemeleri bir kamera ve Fiji-ImageJ, ücretsiz bir yazılım görüntü analizi⁹sık kullanılan bir bilgisayara erişim vardır. Bu yöntem özellikle akciğer metastazı üzerinde duruluyor, ancak önemli metastatik yükü olan diğer dokular için kullanılabilir.

Protokol

Burada açıklanan tüm yöntemler Virginia Tech Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır ve Ulusal Sağlık Enstitüleri Laboratuvar Hayvanları Bakımı ve Kullanımı Rehberi uyarınca. Bu protokolün gerçekleştirilmesi için ilgili kurumlardan izin ve tüm uygun kurallara uyulması gerekir.

1. Hücre Kültürü

1. Tam kültür ortamı (RPMI + 10% Fetal Sığır Serumu +% 1 Pen Strep) olun. ATCC Protokol^10'a göre 4T1 hücrelerini canlandırın ve_t-25 şişesinde 37 °C ve %5 CO 2'de konfluent olana kadar kuluçkaya yatırın. Ölü hücreleri kaldırmak için yeniden canlandıktan sonraki gün ortamı değiştirin ve hücreler geçebilecek kadar yoğun olmadan önce ortam harcanıyorsa tekrar.
2. T-25 şişesi konfluent olduktan sonra, hücreleri t-75 şişesine aktarak, 5 mL 1x Dulbecco'nun Fosfat Tamponlu Salini (DPBS) ile yıkayarak ve 500 μL Trypsin-EDTA ekleyerek bir T-75 şişesine geçiş. Hücreler ayrışana kadar 37 °C'de 5-10 dakika kuluçkaya yatırın.
   1. Ayrıldıktan sonra hücrelere 5 mL ısıtılmış tam kültür ortamı ekleyin. 5 mL'yi 15 mL'lik ısıtmalı tam kültür ortamı içeren bir T-75 şişesine aspire edin ve aktarın.
3. T-75 şişelerinde en az dört kez geçiş hücreleri. Şişe 8 mL 1x DPBS ile yıkandıktan sonra, hücreleri ayırmak için 1 mL Trypsin-EDTA ekleyerek, hücrelere 10 mL ısıtılmış ortam ekleyerek ve 1:6-1:8'i 20 mL ısıtılmış tam kültür ortamı içeren yeni bir T-75 şişesine seyrelterek yapın.
4. Enjekte edilecek fare sayısı için 40 mL ısıtılmış tam kültür ortamı içeren uygun sayıda T-150 şişesine kadar geçiş hücreleri. Çoğu çalışma enjeksiyon için yeterli hücreleri sağlamak için birden fazla T-150 şişeleri gerektirir.
5. Fareler enjekte edilmeye hazır olduğunda (IACUC veya kurumsal protokollere bağlı olarak 8 haftalık veya 20 g'ın üzerinde ağırlık), ortam atarak, her şişeyi 1x DPBS'nin 10 mL'si ile yıkayarak ve 2 mL tripsin-EDTA ekleyerek hücreleri hasat edin. Hücreler ayrışana kadar 37 °C'de 5-10 dakika kuluçkaya yatırın.
6. 10 mL tam ortam ile şişeyi yıkayın ve tüm içeriği (10 mL ortam + 2 mL tripsin-EDTA hücre karışımı) bir sonraki şişeye aktarın. Aşırı miktarda ortam kullanmaktan kaçınmak için aynı 10 mL'lik ortam kullanarak her şişeden hücreleri yıkamaya ve toplamaya devam edin.
   1. Tüm şişeler toplandıktan sonra, içindekileri 50 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktarın. Mikrosantrifüj tüpünde saymak için 10 μL numune alın ve 50 mL konik tüpü 125 x g'de 5 dakika santrifüj edin.
7. Hücreler santrifüj edilirken, 10 μL'lik hücre örneğine 10 μL Trypan mavisi ekleyin. Hemositometre kullanarak hücreleri say. Toplam hücre sayısı belirlendikten sonra fare başına 1,2 x 10⁶ hücre (100°L başına) için fare enjekte etmek için gereken hücrelerin konsantrasyonu hesaplayın.
8. Santrifüjden sonra, 100 μL'de 1,2 x 10⁶ hücre için steril 1x DPBS'nin doğru miktarda decant media ve resuspend hücre peleti. Hücre/DPBS karışımını, enjeksiyon için hücreleri azarlarken şırınga ile kolay erişim için mikrosantrifüj tüplere bölün. Hücreleri buzüzerinde tutun ve kısa bir süre sonra enjekte gibi hücreler uzun süre buz üzerinde olduktan sonra ölmeye başlayacaktır.

2. Enjeksiyonlar

1. Hücreleri tekrar askıya almak için mikrosantrifüj tüpüne dokunarak veya hafifçe karıştırarak hücreleri enjeksiyoniçin hazırlayın ve 600 μL'yi 1 mL şırıngaya aspire edin. Şırıngayı yukarı doğru çevirin ve hücreleri şırınga açılışından uzaklaştırmak için pistonu aşağı çekin. Hava kabarcıkları kurtulmak için şırınga dokunun.
2. İğneyi yukarı takın ve hücreleri şırıngada sadece 500°L kalana kadar mikrosantrifüj tüpüne geri dağıtın. Şırıngayı buza düz koy.
   NOT: 4T1 hücreleri süspansiyondan hızla düşer. Bu nedenle, sık sık dokunarak hücreleri süspansiyon geri karıştırmak önemlidir.
3. Anestezi 8 haftalık/>20 g dişi BALB/c fare isofluran veya diğer onaylı anestezik ajan kullanarak. Anestezinin derinliğini değerlendirmek için farenin nefesini izleyin.
4. Fare kornea reflekseksikliği ile belirtildiği gibi düzgün anestezi sonra, sırtına fare yerleştirin. Başparmağı, işaretçiyi ve orta parmağı nızı kullanarak fareyi hafifçe basılı tutun. Farenin üst gövdesini ve başparmağını arka sol bacağı için tutmak için işaretçiyi ve orta parmakları kullanın. Nazik ama sert ol.
5. İğnenin dik meçlesiyle, farenin sol karın meme yağ yastığına deri altı olarak 100°L hücre enjekte edin. İyi bir kanama ve herhangi bir sızıntı için monitör ve fare uyanır ve enjeksiyondan sonra kolayca hareket emin olun.
   1. İğneleri her fare arasında değiştirin.
      NOT: İğnenin periton boşluğuna girmesine izin vermeyin. Bu kanser hızlı bir şekilde yayılmasına neden olur ve modeli temsil değil. Deri altı enjeksiyonu sağlamak için, sol karın meme yağ yastığına yerleştirildiğinde iğneyi hafifçe yukarı doğru çekin. İğne kolayca yukarı kaldırılırsa, deri altına doğru şekilde konumlandırılır.

3. İzleme

1. Monitör fareler en az 3 kez haftada kilo, vücut durum skoru, tümör boyutu, tümör durumu, solunum, aktivite düzeyi, görünüm ve hareket için. Tümör çapı 0.7-0.8 cm ulaştığında, günlük izlemeye başlar.
   1. Tümör boyutu 1.5 cm'ye ulaştığında veya kilo kaybı %20'ye ulaştığında veya vücut durumu skorunda, tümör durumunda, solunumda, aktivite düzeyine, görünüme veya harekette ciddi klinik düşüşler kurumsal kılavuza göre gözlendiğinde ötanaziyi göz önünde bulundurun.
      NOT: Tümör boyut arttıkça vücut ağırlığı arttıkça vücut durumu skorunun izlenmesi için çok önemlidir, hastalık yüküne bağlı vücut durumu kaybı olumsuzdur. Tam izleme protokolleri onaylanmış IACUC veya kurumsal protokollere bağlıdır.

4. Nekropsi

1. Kurumsal yönergeleri izleyerek CO₂ kullanarak fare ötenazi.
2. Dezenfekte etmek için% 70 etanol ile sprey fare. Vücut boşluğu ortaya çıkarmak için farenin ventral orta hattı kadar bir kesi yapın.
3. Böbreği çıkar. Diyafram görünür olana kadar orta hattı kesmeye devam edin. Akciğerleri söndürmek için diyafram ı delmek için makas kullanın. Kaviteye daha iyi erişim sağlamak için diyaframı kırpın.
4. Göğüs kafesinin merkezini kesmek için künt makas kullanın. Akciğerve kalbi ortaya çıkarmak için göğüs kafesini geri sıkıştır.
5. Brördün alındığı karın boşluğunda biraraya gelene kadar kalbin apex içine bir iğne takarak steril olmayan 1x DPBS 2 mL ile kalp perfuse.
6. Kalp ve akciğerleri çıkarmak için, yemek borusu ve doğrudan kalp üzerinde trakea kesmek için künt makas kullanın. Forceps kullanarak, vücuttan uzak kalp çekmeye başlar ve bağlı tutmak herhangi bir bağ dokusu kesip. Akciğerler kalple birlikte çıkacak.
7. Çok loblu (sağ) ve tek lokul (sol) akciğerleri tanımlayın. Referans için kalbi bağlı tutun, ama akciğerler tespit edildikten sonra, kalbi kes.
8. Her kuyuda 1x Hank'in Dengeli Tuzlu Solüsyonu (HBSS) içeren 12 kuyuluk plakayı etiketlayın. Her farenin 2 kuyuya ihtiyacı vardır. Metastaz değerlendirmesi için çok loblu (sağ) akciğeri 12 kuyu plakası içinde yerleştirin ve buzüzerinde tutun. Şimdilik komşuyu boş tut.
   NOT: Her numunenin boyutuna yakın olduğundan emin olmak için her fareden aynı akciğeri (çok loblu) kullanmak önemlidir. Tek loblu akciğer daha sonra histopatoloji gibi diğer analizler için kullanılabilir.
   NOT: Numuneler buzda veya 4 °C'de birkaç saat stabildir.

5. İşleme Dokuları

NOT: Bu bölümdeki tüm adımlar steril teknik kullanılarak yapılmalıdır.

1. Fare başına etiket 1 15 mL konik tüp ve her tüpe tip IV kollajenaz karışımıve 30 birim elastaz ekleyin. Tip IV kollajenaz karışımı yapmak için, mL 1x HBSS ve steril filtre başına tip IV kollajenaz 2 mg çözünür. Bu da -20 °C'de 12 aya kadar saklanabilir ve gerektiğinde çözülebilir.
2. Akciğeri ikinciye aktarın, bu örnek için 1x HBSS'yi temizleyin. Kalan kanı çıkarmak için forceps kullanarak girdap. Temiz akciğeri boş 3,5 cm doku kültür plakasına aktarın. Makasla kıyma ciğeri. 2,5 mL 1x HBSS ile durulayın, 1x HBSS ve akciğer parçalarını kollajenaz/elastaz kokteyli (toplam 5 mL) içeren 15 mL konik tüpe aktarın.
3. 4 °C'de 75 dakika kuluçkaya yatırın. Bu süre içinde örnekleri karıştırmaya devam edin, bu nedenle tüpleri bir rocker veya dönen tekerüzerine yerleştirin. Bu kuluçka adımı nda, her fare için 50 mL santrifüj tüpü ve 10 cm doku kültür plakası etiketlendi. Bir seyreltme yapıyorsanız, seyreltmeler için yeterli 10 cm doku kültür plakaları etiket.
   NOT: Doku kültür plakalarının kapağını etiketlayın. Plakanın kendisini etiketlemevarsa, yazı Fiji-ImageJ analizini bozar.
4. 1x HBSS ile her tüpün hacmini toplam 10 mL'ye kadar getirin. Her numune için 50 mL konik tüpiçine 70 m hücreli süzgeç üzerine içindekileri dökün. Daha fazla hücrenin filtrelemesine izin vermek için numuneyi süzgeçten hafifçe öğütmek için 1 mL'lik şırınganın pistonu kullanın.
5. Oda sıcaklığında 350 x g'de (RT) 5 dakika santrifüj. 1x HBSS 10 mL ile supernatant atın ve yıkama pelet. Bu adımı iki kez tekrarlayın.
6. RPMI veya IMDM olmak üzere 60 μM 6TG tam kültür medyasının 10 mL'lik kısmını yeniden askıya alın. Plaka örnekleri istenirse seyreltme şeması kullanılarak 10 cm hücre kültür plakaları. 37 °C'de, %5 CO_2'de 5 gün kuluçkaya yatırın.
   NOT: 1:2, 1:10 ve 1:100, çalışma parametrelerine göre ampirik olarak belirlenmesi gereken yaygın seyreltmelerdir.
   DİkKAT: 6TG zehirlidir. Kullanım yaparken dikkatli olun ve bertaraf için tüm Çevre Sağlığı ve Güvenliği yönergelerine uyun.

6. Boyama plakaları

1. Uygun atık konteyner içine plakalar kapalı kültür medya dökün. Plaka başına 5 mL seyreltilmemiş metanol ekleyerek hücreleri düzeltin ve RT'de 5 dakika kuluçkaya yatırın, metanolün tamamını kapsaymasını sağlayacak şekilde döndürün.
   DİkKAT: Metanol yutulduğunda, solunduğunda veya ciltüzerindeyse tehlikelidir. Bu adım için bir duman başlık kullanın.
2. Uygun atık konteyner içine plakalar kapalı metanol dökün. Plaka başına 5 mL distile su ile durulayın ve uygun atık kabına su dökün. Plaka başına %0,03 metilen mavisi 5 mL ekleyin ve RT'de 5 dakika kuluçkaya yatırın, metilen mavisi çözeltisini tüm plakayı kapsamasını sağlayacak şekilde döndürün.
3. Uygun atık kabına metilen mavisi dökün. Plaka başına 5 mL distile su ile tekrar durulayın. Plakaları ters çevirin ve fazla sıvıyı çıkarmak için kağıt havluya karşı lekeleyin. Plakayı kapağına yerleştirin ve havanın bir gecede RT'de kurumasına izin verin.
   NOT: Metastatik koloniler mavi olacaktır. Tabaklar kurutulduktan sonra RT'de süresiz olarak saklanabilir.

7. Görüntü analizi

1. Plakalardan etiketlenmiş kapakları çıkarın ve numunelerin net bir şekilde tanımlanmasını sağlamaya özen inin. Tüm lekeli akciğer plakalarını temiz ve açık bir yüzeye dizin ve tüm plakaların fotoğrafını tek bir görüntüde alın.
2. Plakalar çok yansıtıcı olduğu için yansımaları en aza indirmek için emin olun, iyi aydınlatılmış bir alanda plakakoleksiyonu bir resim çekmek. Plakalardaki yansımalar görüntü analizini etkileyecektir ve bu nedenle kaçınılması gerekir.
   NOT: Fiji-ImageJ 2 gigapixels bir üst sınırı vardır. En modern akıllı telefonlar yeterli kameralar olacak. 8 megapikselden daha az bir kamera kullanmayın. Bu deneyde kullanılan kamera, Google Pixel 2'de 12.2 megapiksel olarak kullanıldı.
3. Görüntüyü plakaları içerecek şekilde kırpın, ancak kapakları veya görüntünün arka planındaki herhangi bir şeyi hariç tonuyla kapatın. Kırpılan görüntüyü Fiji-ImageJ'e yükleyin.
4. Aşağıdaki komutları kullanarak görüntüyü siyah beyazolarak değiştirin: Resim, Ayarla, Renk Eşiği, Eşik yöntemi: Varsayılan, Eşik rengi: B&W, Eşik alanı: Lab. Koyu arka plan kutusunu seçil. Görüntü şimdi siyah ve beyaz olmalıdır. Siyah ışık arka planı temsil eder ve beyaz mavi metastatik kolonileri temsil eder.
5. Fiji-ImageJ araç çubuğundaki Circle aracını kullanarak çözümlenecek alanı seçin. Her plakanın aynı büyüklükteki alan için analiz edildiğinden emin olmak için tüm plakalar için kullanılacak bir daire çizin. Plakaların kenarında görünen arka plan gürültüsünü en aza indirirken plakalar üzerinde analiz edilen alanı en üst düzeye çıkaran bir boyut seçin. Çizildikçe boyut araç çubuğunda görünür, bu nedenle daire çizilirken yüksekliği ve genişliği izleyerek mükemmel bir daire yapmak mümkündür.
6. Mavi metastatik kolonilere sahip plakanın alanını temsil eden alanın yüzde kaçının beyaz olduğunu belirlemek için seçili daireyi analiz edin. Aşağıdaki komutları kullanın:
   Analiz Et, Parçacıkları Analiz Et, Boyut (piksel^2):0-Sonsuzluk, Dairesellik: 0.00-1.00, Göster: Hiçbir şey ve Özetle kutusunu işaretleyin. Tamam vur.
7. % Alan sonucunu kaydedin. Bu, beyaz olan seçili alanın yüzdesidir ve bu nedenle metastatik yükü temsil eder.
   NOT: Sonuçları Fiji-ImageJ'de kaydetmeli veya tüm sonuçlar sayfasını ayrı bir belgeye kopyalamak/yapıştırmak önerilir. % Alan sonuçları beklenmeyen veya şüpheliyse, diğer ölçümlerden herhangi birinin de şüpheli olup olmadığını veya % Alanının yanlış kaydedilip kaydedildiğini görmek mümkündür.
8. Daireyi, ortasında yakalayarak boyutunu değiştirmeden resimdeki bir sonraki plakaya taşıyın. Resimdeki tüm plakalar için 7.6 ve 7 adımlarını tekrarlayın.
9. En az iki görüntü de 7.1 – 7.8 adımlarını tekrarlayın. Tüm plakalar ve görüntüler analiz edildikten sonra, resimler arasındaki tutarsızlıkları azaltmak için her plaka için farklı görüntüler arasındaki % Alan sonuçlarının ortalaması.

Sonuçlar

Bu yöntem Pulaski ve Ostrand-Rosenberg 4T1 protokol^3'ten basit ayarlamalar içerir ve Şekil 1'degörselleştirilebilir. 3 ayrı araştırmacı 12 akciğer plakası (1:10 seyreltme) için metastatik kolonileri elle saydıklarında, sonuçlar farklı sayaçlar arasında çok tutarsızdı(Şekil 2A). Tüm araştırmacılar "mavi nokta olarak görünen metastatik kolonileri saymak" için yönlendirildi, ancak tutarsızlıklar el ile yüksek...

Tartışmalar

Gösterildiği gibi, her akciğer plakasındaki metastatik kolonilerin elle sayılması, akciğer metastazının ölçülmesi için yanlış ve kesin olmayan bir yöntem olabilir ve daha iyi bir nicelleştirme aracına ihtiyaç duyulduğunu gösterir(Şekil 2). Histopatolojik analiz, h&e slaytları tüm organın temsili bir örneği olmadığı için hem manuel sayma hem de Fiji-ImageJ analizinden(Şekil 2B ve 4D)biraz farklıydı. Protokol tüm...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anesthesia chamber	See comments	See comments	Use approved materials in your institution's policies
Anesthetic agent	See comments	See comments	Use approved materials in your institution's policies
BALB/c Female Mice	The Jackson Laboratory	000651
Blunt scissors	Roboz	RS-6700
Calculator	Any	Any
Camera	Any	Any	Minimum of 8 megapixels
Centrifuge	Any	Any	Needs to be capable of 125 x g and 300 x g
CO2 euthanasia setup	See comments	See comments	Use approved materials in your institution's policies
Cold room, refrigerator, cold storage	Any	Any
Computer with Fiji-ImageJ	Any	Any	Needs to be capable of running Fiji-ImageJ
Counting Chamber	Fisher Scientific	02-671-10
Curved scissors	Roboz	RS-5859
Distilled water	Any	Any
Elastase	MP Biomedicals	100617
Electronic scale	Any	Any
Fetal Bovine Serum (FBS)	R&D Systems	S11150
Forceps	Roboz	RS-8100
Ice	N/A	N/A
Incubator	See comments	See comments	Needs to be capable of 5% CO2 and 37 °C
Methanol	Fisher Scientific	A412SK-4
Methylene blue	Sigma-Aldrich	03978-250ML
Penicillin Streptomycin	ATCC	30-2300
Pins or needles	Any	Any	For pinning down mice during necropsy
Plastic calipers	VWR	25729-670
RMPI-1640 Medium	ATCC	30-2001
Rocker or rotating wheel	Any	Any
Sharp scissors	Roboz	RS-6702
Sterile disposable filter with PES membrane	ThermoFisher Scientific	568-0010
T-150 Flasks	Fisher Scientific	08-772-48
T-25 Flasks	Fisher Scientific	10-126-10
T-75 Flasks	Fisher Scientific	13-680-65
Tri-cornered plastic beaker	Fisher Scientific	14-955-111F	Used to weigh mice
Trypan blue	VWR	97063-702
Trypsin-EDTA	ATCC	30-2101
Type IV collagenase	Sigma-Aldrich	C5138
3.5 cm tissue culture plates	Nunclon	153066
1 mL syringe	BD	309659
1.7 mL microcentrifuge tubes	VWR	87003-294
10 cm tissue culture plates	Fisher Scientific	08-772-22
12 well plate	Corning	3512
15 mL centrifuge tube	Fisher Scientific	14-959-70C
1X Dulbecco's Phostphate Buffered Saline (DPBS)	Fisher Scientific	SH30028FS
1X Hank’s Balanced Saline Solution (HBSS)	Thermo Scientific	SH3026802
27 g 1/2 in needles	Fisher Scientific	14-826-48
4T1 (ATCC® CRL­2539™)	ATCC	CRL-2539
50 mL centrifuge tube	Fisher Scientific	14-959-49A
6-Thioguanine	Sigma-Aldrich	A4882
70 μM cell strainer	Fisher Scientific	22-363-548
70% ethanol	Sigma Aldrich	E7023	Dilute to 70% with DI water