JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokolde, engraftman sırasında veno-venöz bypass kullanılmadan donör organların 20 saat boyunca statik soğuk depolanmasından sonra domuz ortopik karaciğer transplantasyonu modeli tanımlanmıştır. Bu yaklaşım, anhepatik fazın en aza indirilmesi ve sofistike hacim ve vazopresör yönetimi ile basitleştirilmiş bir cerrahi teknik kullanmaktadır.

Özet

Karaciğer nakli, çeşitli ölümcül karaciğer hastalıklarının tedavisinde altın standart olarak kabul edilmektedir. Bununla birlikte, kronik greft yetmezliği, devam eden organ bağışçısı kıtlığı ve marjinal greftlerin artan kullanımı ile ilgili çözülmemiş sorunlar, organ makinesi perfüzyonunun uygulanması gibi mevcut kavramların iyileştirilmesini gerektirmektedir. Greft yenileme ve modülasyonunun yeni yöntemlerini değerlendirmek için translasyonel modellere ihtiyaç vardır. İnsanlarla anatomik ve fizyolojik benzerlikler ve ksenotransplantasyon alanındaki son gelişmeler göz önüne alındığında, domuzlar transplantasyon modellerinde kullanılan başlıca büyük hayvan türleri haline gelmiştir. 1965 yılında Garnier ve ark. tarafından domuz ortotopik karaciğer nakli modelinin ilk kez tanıtılmasından sonra, son 60 yılda çeşitli değişiklikler yayınlanmıştır.

Spesifik anatomik özellikler nedeniyle, anhepatik faz sırasında veno-venöz bypass, hemodinamik instabilite ve perioperatif mortalite ile sonuçlanan bağırsak tıkanıklığını ve iskemiyi azaltmak için bir gereklilik olarak kabul edilir. Bununla birlikte, bir baypasın uygulanması, prosedürün teknik ve lojistik karmaşıklığını arttırır. Ayrıca, hava embolisi, kanama ve eşzamanlı splenektomi ihtiyacı gibi ilişkili komplikasyonlar daha önce bildirilmiştir.

Bu protokolde, veno-venöz bypass kullanılmadan domuz ortotopik karaciğer transplantasyonu modelini tanımladık. Donör karaciğerlerin 20 saatlik statik soğuk hava deposundan sonra engraftasyonu - genişletilmiş kriterli donör koşullarını simüle ederek - bu basitleştirilmiş yaklaşımın önemli hemodinamik değişiklikler veya intraoperatif mortalite olmadan ve karaciğer fonksiyonunun düzenli alımı ile (safra üretimi ve karaciğere özgü CYP1A2 metabolizması ile tanımlandığı gibi) gerçekleştirilebileceğini göstermektedir. Bu yaklaşımın başarısı, optimize edilmiş bir cerrahi teknik, sofistike bir anesteziyolojik hacim ve vazopressör yönetimi ile sağlanmaktadır.

Bu model, acil postoperatif seyir, iskemi-reperfüzyon hasarı, ilişkili immünolojik mekanizmalar ve genişletilmiş kriterli donör organların yenilenmesine odaklanan çalışma grupları için özel bir ilgi alanı olmalıdır.

Giriş

Karaciğer transplantasyonu, akut veya kronik karaciğer yetmezliğine yol açan çeşitli farklı hastalıklarda hayatta kalmak için tek şans olmaya devam etmektedir. 1963 yılında Thomas E. Starzl tarafından insanlıkta ilk başarılı uygulamasından bu yana, karaciğer nakli kavramı, esas olarak bağışıklık sisteminin anlaşılmasındaki ilerlemeler, modern immünsüpresyonun geliştirilmesi ve perioperatif bakım ve cerrahi tekniklerin optimizasyonu sonucunda dünya çapında uygulanan güvenilir bir tedavi seçeneğine dönüşmüştür 1,2 . Bununla birlikte, yaşlanan popülasyonlar ve organlara olan talebin artması, genişletilmiş kriterli donörlerden marjinal greftlerin kullanımının artması ve son yıllarda yeni zorlukların ortaya çıkmasıyla donör sıkıntısına neden olmuştur. Organ makinesi perfüzyonunun tanıtılması ve yaygın olarak uygulanmasının, greft yenileme ve modülasyonu ile ilgili bir dizi olasılık açtığına ve organ kıtlığını azaltmaya ve bekleme listesi mortalitesini azaltmaya yardımcı olduğuna inanılmaktadır 3,4,5,6.

Bu kavramları ve etkilerini in vivo olarak değerlendirmek için translasyonel transplantasyon modellerigereklidir 7. 1983 yılında, Kamada ve ark. sıçanlarda etkili bir ortotopik karaciğer nakli modeli sundular ve o zamandan beri dünya çapında çalışma grupları tarafından kapsamlı bir şekilde değiştirilmiş ve uygulanmış 8,9,10,11. Farelerde ortotopik karaciğer nakli modeli teknik olarak daha zorlayıcıdır, ancak aynı zamanda immünolojik aktarılabilirlik açısından daha değerlidir ve ilk olarak 1991 yılında Qian ve ark.12 tarafından bildirilmiştir. Kullanılabilirlik, hayvan refahı ve maliyetlerle ilgili avantajlara rağmen, kemirgen modelleri klinik ortamlarda uygulanabilirliklerinde sınırlıdır7. Bu nedenle, büyük hayvan modelleri gereklidir.

Son yıllarda domuzlar, insanlarla anatomik ve fizyolojik benzerlikleri nedeniyle translasyonel araştırmalar için kullanılan başlıca hayvan türleri haline gelmiştir. Ayrıca, ksenotransplantasyon alanındaki mevcut ilerleme, domuzların araştırma konusu olarak önemini daha da artırabilir13,14.

Garnier ve ark., domuzlarda karaciğer nakli modelini 1965 gibi erken bir tarihte tanımladılar15. 1967'de Calne ve ark. ve 1971'de Chalstrey ve ark. da dahil olmak üzere birçok yazar, daha sonra modifikasyonlar bildirmiş ve sonuçta 16,17,18,19,20,21'i takip edecek on yıllarda deneysel domuz karaciğeri naklinin güvenli ve uygulanabilir bir kavramına yol açmıştır.

Daha yakın zamanlarda, farklı çalışma grupları, domuz ortotopik karaciğer nakli tekniğini kullanarak, neredeyse her zaman aktif veya pasif bir veno-venöz, yani porto-caval, bypass19,22 dahil olmak üzere karaciğer transplantasyonundaki güncel konularla ilgili veriler sağlamıştır. Bunun nedeni, nispeten daha kalın bir bağırsak ve daha az porto-kaval veya kavo-kaval şant (örneğin, vena azigo eksikliği) nedeniyle anhepatik faz sırasında vena kava inferior ve portal venin kelepçelenmesine karşı türe özgü bir hoşgörüsüzlüktür, bu da perioperatif morbidite ve mortalitenin artmasına neden olur23. Alternatif olarak insan alıcılarda uygulanan Vena kava inferior koruyucu nakil teknikleri, domuz vena kava inferior karaciğer dokusu ile kaplandığı için uygulanabilir değildir23.

Bununla birlikte, bir veno-venöz baypasın kullanımı, zaten zorlu bir cerrahi prosedürde teknik ve lojistik karmaşıklığı daha da artırmakta, bu nedenle çalışma gruplarının modelin tamamen uygulanmasına teşebbüs etmesini engellemektedir. Bir bypassın doğrudan fizyolojik ve immünolojik etkilerinin yanı sıra, bazı yazarlar şant yerleştirme sırasında kan kaybı veya hava embolisi gibi önemli morbiditeye ve engraftma sonrası kısa ve uzun vadeli sonuçları potansiyel olarak etkileyen eşzamanlı splenektomi ihtiyacına dikkat çekmişlerdir24,25.

Aşağıdaki protokol, donör organların 20 saat boyunca statik soğuk depolanmasından sonra, donör karaciğer tedariği, sırt üstü hazırlığı, alıcı hepatektomi ve anesteziyolojik preoperatif ve intraoperatif yönetim dahil olmak üzere engraftman sırasında veno-venöz bypass kullanılmadan genişletilmiş kriterli donör koşullarını temsil eden basit bir domuz ortopik karaciğer nakli tekniğini tanımlamaktadır.

Bu model, acil postoperatif seyir, iskemi-reperfüzyon hasarı, genişletilmiş kriterli donör organların yenilenmesi ve ilişkili immünolojik mekanizmalara odaklanan cerrahi çalışma grupları için özel bir ilgi alanı olmalıdır.

Protokol

Bu çalışma, Aşağı Saksonya tüketici koruma ve gıda güvenliği bölgesel otoritesi (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146) tarafından onaylandıktan sonra Hannover Tıp Fakültesi Hayvan Bilimi Laboratuvarı'nda gerçekleştirilmiştir.

1. Donör karaciğer temini

NOT: Karaciğer donörleri, 4-5 aylık ve ortalama vücut ağırlığı yaklaşık 50 kg olan, ameliyattan en az 10 gün önce hayvan araştırma tesisinde karantinada olan dişi evcil domuzlardı (Sus scrofa domesticus).

  1. Kas içi atropin (0.04-0.08 mg / kg vücut ağırlığı), zolazepam (5 mg / kg vücut ağırlığı) ve tiletamin (5 mg / kg vücut ağırlığı) enjeksiyonu ile ön tedavi uygulayın. İntravenöz erişim sağlandıktan sonra (örneğin, kulak damarı), bir propofol enjeksiyonu (1.5 - 2.5 mg / kg vücut ağırlığı) ile anesteziyi indükleyin.
  2. Hayvan büyüklüğüne ve anatomisine bağlı olarak 8.0-8.5 mm'lik bir endotrakeal tüp ile entübasyon yapın. Elektrokardiyografinin izlenmesi, solunum gazlarının ve periferik oksijen satürasyonunun ölçülmesi ve non-invaziv kan basıncı ölçümünün yapılması.
  3. Donör karaciğer temini sırasında domuzlarda izofluran (% 0.8-1.5 vol) solunması ve intravenöz fentanil uygulaması (0.003-0.007 mg / kg vücut ağırlığı) yoluyla anesteziyi sürdürün. İşlem boyunca hacim kontrollü ventilasyon gerçekleştirin.
  4. Donör domuzun sırtüstü pozisyona yerleştirilmesinden ve uzuvların ameliyat masasının tabanına elastik bantlarla sabitlenmesinden sonra, cildi antiseptik ajanla, örneğin povidon-iyot veya izopropil alkolle ovalayın ve hayvanı steril örtülerle örtün.
  5. Ayak parmağı sıkışmasına karşı geri çekilme yanıtını kaybederek yeterli bir anestezi derinliğini onaylayın. Monopolar koter kullanarak ksifoid işlemden başlayarak orta hat laparotomi yapın. Bir abdominal retraktör yerleştirin ve bağırsağı donörün sağına doğru harekete geçirin.
  6. Splenokolik ligament, gastrosplenik ligament ve frenikosplenik ligamentin diseksiyonu ile splenektomi yapın. Dalak damarını ve dalak hilumunun yakınındaki dalak arterini Overholt kelepçesi ile kelepçeleyin ve damarları kestikten sonra ligatürleri (3-0 polifilament sütür) yerleştirin. Ek (daha küçük) damarları bipolar forseps veya ligasyon ile ayırın.
    NOT: Donör karaciğer temini sırasında splenektomi zorunlu değildir, ancak perfüzyon sırasında ve sonrasında kanın dökülmesini azaltır.
  7. Bağırsağı donörün sol tarafına doğru harekete geçirin ve makas ve bipolar koter kullanarak falsiform ligamenti ve üçgen bağları kesin.
  8. Karaciğerin yeterli diseksiyonundan sonra, inen aortun torasik segmentini bulmak için makas kullanarak diyaframın sol kısmını 5-10 cm'lik bir mesafeden kesin. Sıkmadan bir bağı (3-0 polifilament sütür) çevreleyin ve yerleştirin.
  9. Makas kullanarak diyaframın sağ kısmını 5-10 cm'lik bir mesafeden kesin ve suprahepatik vena kava inferioru tanımlayın.
  10. Bağırsağı donörün sol üst köşesine yerleştirin ve makas kullanarak periton 5-10 cm mesafeden transvers kesi ile retroperitoneal boşluğa girin.
  11. Abdominal aort ve inferior vena kavayı iliak bifurkasyonun hemen üzerine yerleştirin ve her iki damarı da yaklaşık 6 cm uzunluğunda ayırın. Abdominal aortun etrafına iki adet 3-0 polifilament ligatür yerleştirin: biri iliak bifurkasyonun kraniyal ve diğeri sıkmadan kraniyal olarak yaklaşık 3 cm. İntrahepatik vena kava inferior etrafına sıkmadan başka bir bağ yerleştirin.
  12. İntravenöz olarak heparin enjekte edilir (25.000 I.E.). Uygun bir kanül seçin ve damlama hattını soğutulmuş koruma çözeltisi ile havalandırın.
  13. Abdominal aort çevresinde kaudal olarak yerleştirilmiş ilk ligatürü sıkın. İkinci ligatürün abdominal aortunu kraniyal olarak tıkadıktan sonra (manuel olarak veya atravmatik bir vasküler kelepçe yerleştirerek), makas kullanarak her iki ligatür arasında enine bir kesi yapın.
  14. Kanülü kesiye yerleştirin ve kalan ligatür ile sabitleyin. Suprahepatik inferior vena kavayı makas kullanarak kraniyal olarak (sağ atriyuma yakın) ayırın.
  15. Yaklaşık 1.500-2.000 mL'lik kan kaybından sonra, ligatürü bağlayarak inen aortun torasik segmentini çapraz kelepçeleyin ve antegrad perfüzyona başlayın.
    NOT: Engraftman sırasında veya normotermik makine perfüzyonu sırasında olası kan (transfüzyon) ihtiyacı için, sitrat bazlı antikoagülan içeren bir kap kullanılarak tam kan (yaklaşık 1.500 mL) toplanabilir.
  16. İnfrahepatik vena kava inferior etrafına yerleştirilen bağı sıkın, damarı ligatür kraniyal olarak kesin ve cerrahi bir aspiratör yerleştirin. Ölümcül bir pentobarbital sodyum dozu (5.000 mg) enjekte edin. Ezilmiş steril buzu, karaciğer dokusundan ödün vermeden göğüs ve karın boşluğuna yerleştirin.
  17. Yaklaşık 10-15 dakikalık bir süre boyunca 3.500 mL koruma çözeltisi ile perfüzyondan sonra, kesilmiş suprahepatik vena kava inferioru kesin. İnfrahepatik vena kava inferiorunu sol böbrek damarı seviyesinde ayırın.
  18. Safra dökülmesini önlemek için pankreas dokusunun safra kanalı kraniyalini iki ligatür (3-0 polifilament) arasında ayırın. Pankreasın portal ven kraniyalini kesin.
  19. Künt preparattan sonra çölyak arterini bulun ve abdominal aortu dorsal olarak takip edin. Daha sonraki engraftment için bir yama oluşturmak üzere ilgili aort segmentini tüketin.
  20. Suprahepatik vena kava inferior etrafındaki diyaframı tüketin ve makas kullanarak kalan yapışıklıkları kesin. Karaciğeri çıkarın.
  21. Bir kolesistektomi yapın veya kistik kanalın etrafındaki bir ligattürü sıkın ve ortak safra kanalını en az 20 mL koruma çözeltisi ile yıkayın. Perfüzyon kanülünü portal venin içine yerleştirin ve grefti 500 mL'lik bir koruma solüsyonu ile yıkayın. Grefti buz üzerine yerleştirilmiş steril bir kaba yerleştirin.
    NOT: Bilimsel amaca bağlı olarak, organ hemen engraftment için hazırlanabilir veya arka masa hazırlığına ve engraftmentine başlamadan önce belirsiz bir süre (bu protokolde 20 saat) buz üzerinde tutulabilir.

2. Karaciğerin arka masa hazırlığı

  1. Aort segmentinden başlayan lenfatik dokuyu çıkarın ve böylece arteriyel yan dalları ve lenfatik damarları klipsler, ligatürler (4-0 polifilament) veya dikişlerle (5-0 monofilament) tanımlayın ve tıkayın; Şekil 1A). Aynı şekilde, portal ven çevresindeki lenfatik dokuyu çıkarın ve yan dalları dikişlerle (5-0 monofilament) tıkayın.
  2. Suprahepatik vena kava inferiorunu tanımlayın ve çevreleyen diyafragma dokusunu çıkardıktan sonra her iki diyafragmatik venin (5-0 monofilament) etrafına dikişler yerleştirin. Kalan sızıntıları tespit etmek için tüm kapları soğuk salin veya koruma solüsyonu ile yıkayın. Damarların kısaltılmasını ve aort yamasının hazırlanmasını, bireysel anatomik koşulları dikkate almak için sadece engraftasyon üzerine yapın.

3. Alıcı hepatektomi, donör karaciğer engraftmanı ve perioperatif yönetim

NOT: Karaciğer alıcıları olarak, 4-5 aylık ve ortalama vücut ağırlığı yaklaşık 50 kg olan dişi evcil domuzlar (Sus scrofa domesticus) kullanılmıştır. Karaciğer bağışçılarına benzer şekilde, alıcılar nakilden en az 10 gün önce hayvan araştırma tesisinde karantinada kalmışlardı.

  1. Anestezi ve perioperatif yönetim
    1. Kas içi atropin (0.04-0.08 mg / kg vücut ağırlığı), zolazepam (5 mg / kg vücut ağırlığı) ve tiletamin (5 mg / kg vücut ağırlığı) enjeksiyonu ile ön tedavi uygulayın. İntravenöz erişim (örneğin, kulak damarı) oluşturduktan sonra, bir propofol enjeksiyonu (1.5-2.5 mg / kg vücut ağırlığı) ile anesteziyi indükleyin.
    2. Hayvan büyüklüğüne ve anatomisine bağlı olarak 8.0-8.5 mm'lik bir endotrakeal tüp ile entübasyon yapın. Elektrokardiyografinin izlenmesi, solunum gazlarının ve periferik oksijen satürasyonunun ölçülmesi ve non-invaziv kan basıncı ölçümünün yapılması. Kronik bir model durumunda, cerrahi müdahaleden sonra kuruluğu önlemek için göz merhemi uygulayın.
    3. Alıcı hayvanı sırtüstü pozisyonda bir ısıtma tabanına yerleştirin ve uzuvları ameliyat masasının tabanına elastik bantlarla sabitleyin.
    4. Genişletilmiş izleme için, ultrason rehberliğinde, iç juguler ven içine üç lümenli bir merkezi venöz kateter ve büyük delikli bir venöz kateter (7 Fr.) ve hacim tedavisi için büyük delikli bir venöz kateter (7 Fr.) yerleştirin. Ek olarak, invaziv kan basıncı ölçümü için ultrason kontrolü altında internal karotis / servikal artere bir arteriyel kateter yerleştirin (Şekil 1B).
    5. İzofluran (% 0.8-1.5 vol) solunması ve intravenöz fentanil uygulaması (0.003-0.007 mg / kg vücut ağırlığı) yoluyla organ alımı sırasında anesteziyi sürdürün. İşlem boyunca hacim kontrollü ventilasyon gerçekleştirin. Perioperatif antibiyoz için 2.000 mg sultamisilin ve intravenöz olarak 250 mg metilprednizolon uygulayın.
    6. Hedef ortalama arteriyel basıncı 60 mmHg'ye ulaşmak için norepinefrin gibi bir vazopressörü intravenöz olarak uygulayın. Ek olarak, gerekirse Ringer'ın laktat çözeltisi gibi kristalloid çözeltileri veya sıvı jelatinleri gibi kolloid çözeltileri uygulayın.
    7. Her 30 dakikada bir elde edilen kan gazı analizlerine göre kalsiyum glukonat (% 10) ve sodyum bikarbonat (% 8.4), glikoz (% 40) veya potasyum klorür (% 7.45) intravenöz olarak uygulayın.
  2. Alıcı hepatektomi
    1. Cildi antiseptik ajanla, örneğin povidon-iyot veya izopropil alkolle ovalayın ve hayvanı steril örtülerle örtün.
    2. Ayak parmağı sıkışmasına karşı geri çekilme yanıtını kaybederek yeterli bir anestezi derinliğini onaylayın. Monopolar koter kullanarak ksifoid işlemden başlayarak orta hat laparotomi yapın. Bir abdominal retraktör yerleştirin ve bağırsağı donörün soluna doğru harekete geçirin. Bağırsağı nemlendirilmiş bir bezle örtün.
    3. İntraoperatif volüm yönetiminin optimizasyonu için bir suprapubik üriner kateter yerleştirin.
    4. Makas ve bipolar koter kullanarak falsiform ligamenti ve üçgen bağları ayırın. Karaciğerin yeterli diseksiyonundan sonra, karaciğer parankimine yakın hem suprahepatik hem de infrahepatik vena kava inferiorunu çevreleyin.
    5. İki ligatür (3-0 polifilament) arasındaki kistik kanalın birleşme noktasının altındaki ortak safra kanalını disseke edin ve ayırın.
    6. Hepatoduodenal ligamenti kaplayan yüzeysel periton tabakasını kesin ve karaciğer parankimine girmeden kısa bir süre önce hepatik arterleri tanımlayın. Bipolar koter veya klipslerin, ligatürlerin veya dikişlerin yerleştirilmesi kullanılarak diseksiyon.
    7. Abdominal aortu sağ ve sol diyafragma kaslarının orta hattında (avasküler tabaka) kesi ile diseke edin. Çevreleyen dokunun çıkarılmasıyla aort anastomozu için aortu hazırlayın.
      NOT: Bu adım sadece aort anastomozu yapılırsa gereklidir. Aksi takdirde, donör ve alıcı hepatik arterler arasında geleneksel bir uçtan uca anastomoza hazırlanmak için hepatik arteri / hiler bölgeyi daha da diseke edin.
    8. Portal ven üzerine atravmatik bir vasküler kelepçe yerleştirerek alıcı hepatektomi yapın, ardından suprahepatik vena kava inferior (karaciğeri kaudal olarak geri çekerken çevreleyen diyafram dahil) ve infrahepatik vena kava inferior üzerine atravmatik vasküler kelepçeler yerleştirin.
    9. Karaciğer parankimine yakın üç damarı da kesin. Alıcı karaciğeri karın boşluğundan çıkarın.
      NOT: Damarların kenetlenmesi anhepatik fazın başlangıcını işaret eder. Anhepatik faz sırasında, domuzlar hemodinamik olarak kararsızdır ve ilgili miktarlarda vazopressör/katekolamin gerektirir. Anestezi uzmanı norepinefrin ve epinefrin uygulamak için hazırlanmalıdır. Karaciğerin reperfüzyonuna kadar fazı mümkün olduğunca kısa tutun. Anestezi uzmanı ile iyi iletişim kurun.
  3. Donör karaciğer engraftmanı
    1. Donör karaciğerini karın boşluğuna yerleştirin. Donör ve/veya alıcı suprahepatik vena kavayı yeterli uzunluktan daha düşük bir uzunlukta kısaltırken, anastomozda kıvrılmayı veya çok fazla gerginliği önleyin.
    2. Donör ve alıcı suprahepatik vena kava inferiorunun sağ köşesini uyarlayan bir destek ipliği (5-0 monofilament) olarak tek bir dikiş yerleştirin. Anastomozun dorsal tarafını damarın sol köşesinden çalışan bir dikişle (5-0 monofilament, çift kollu) başlatın.
    3. Sağ köşeye ulaşırken, destek ipliğini çıkarın, akan sütürü bir kelepçe ile sabitleyin ve yine damar (lar) ın sol köşesinden başlayarak anastomozun ventral tarafı ile devam edin. Darlığı önlemek için damar çapını daraltmadan dikişi birden fazla düğümle sıkın.
    4. Donör ve/veya alıcı portal venini yeterli uzunlukta kısaltırken anastomozda kıvrılmayı veya çok fazla gerginliği önleyin.
    5. Donör ve alıcı portal venin vasküler anastomozunu, 6-0 monofilament, çift kollu bir sütür kullanarak 3.3.2-3.3 adımlarına benzer şekilde gerçekleştirin.
    6. Vasküler kelepçeyi çıkararak, alıcı portal veni tıkayarak porto-venöz reperfüzyonu gerçekleştirin ve yaklaşık 200-400 mL kan boşalttıktan sonra donör infrahepatik vena kava inferiorunu vasküler bir kelepçe ile tıkayın. Alıcı suprahepatik vena kava inferioru tıkayan vasküler kelepçeyi yavaşça çıkarın ve aktif kanamayı arayın.
      NOT: Her iki kelepçenin çıkarılması anhepatik fazın sonunu işaret eder. Gerekli katekolamin miktarı kısa bir süre sonra önemli ölçüde azalmalıdır.
    7. Donör ve/veya alıcı infrahepatik vena kava inferiorunu kısaltın. Donör ve alıcı infrahepatik vena kava inferiorunun vasküler anastomozunu, 5-0 monofilament, çift kollu bir sütür kullanarak 3.3.2-3.3.3 adımlarına benzer şekilde gerçekleştirin. Donör ve alıcı infrahepatik vena kava inferioru tıkayan kelepçeleri çıkarın.
    8. Makas kullanarak, anatomik koşullara bağlı olarak yaklaşık 1-1.5 cm çapında bir eliptik aort yaması (Havuç yaması) hazırlayın. Abdominal aortu atravmatik bir Cooley vasküler kelepçesi ile kelepçeleyin ve neşter kullanarak bir kesi yapın. Yamaya uyacak şekilde makas kullanarak insizyonu büyütün.
    9. Aort anastomozuna, insizyonun/yamanın kraniyal köşesinde bir koşu sütürü (6-0 monofilament, çift kollu) ile başlayın. Kaudal köşeye ulaşırken, koşu dikişini bir kelepçe ile sabitleyin ve kraniyal köşeden başlayarak anastomozu tekrar tamamlayın. Dikişi birden fazla düğümle sıkın ve vasküler kelepçeyi yavaşça çıkarın.
      NOT: Abdominal aortun kelepçelenmesi, domuzun kan basıncını önemli ölçüde etkileyecektir. Anestezi uzmanı ile iyi iletişim kurun.
    10. Arteriyel anastomozun etrafına hemostatik bir gazlı bez yerleştirin. Ortak safra kanalına bir kateter yerleştirin ve tek bir ligatür ile sabitleyin. Kateterin çapını tıkamadığınızdan emin olun.
    11. Kas fasyasını ve cildi akan bir dikişle uyarlayarak karnı geçici olarak kapatın ve termal kaybı önlemek için karnı sarılma filmi ve / veya perdelerle örtün.
      NOT: Bilimsel hedefler kronik bir model gerektiriyorsa, donör ve alıcı safra kanalı arasında uçtan uca bir anastomoz yapın, karnı periton ve kas fasyası için ayrı koşu dikişleriyle kapatın ve cildi tek dikişlerle kapatın.
    12. Takip sonunda, intraoperatif ötenazi için ölümcül bir doz 5.000 mg pentobarbital sodyum enjekte edin.

Sonuçlar

Bu protokolde sunulan teknik, işlem boyunca hemodinamik stabilite ve hayvan sağkalımının yanı sıra postoperatif seyirde greft fonksiyonu açısından güvenilir ve tekrarlanabilir sonuçlar sağlamıştır.

Son zamanlarda, iskemi-reperfüzyon hasarının incelenmesi ve postoperatif dönemde zararlı etkileri azaltan terapötik müdahalelerin incelenmesi için bu modeli uyguladık. Geri alma ve 20 saat statik soğuk hava deposu üzerine, karaciğer greftleri (ortalama ağırlığı 983.3...

Tartışmalar

Makine perfüzyonunun tanıtılması gibi son teknik gelişmeler, karaciğer nakli alanında devrim yaratma potansiyeline sahiptir. Greft yenileme veya modifikasyon kavramlarını klinik ortamlara çevirmek için, büyük hayvanlarda tekrarlanabilir nakil modelleri kaçınılmazdır.

Domuz ortotopik karaciğer transplantasyonunun ilk tanıtımından sonra, birkaç yazar son elli yılda bu tekniklerin geliştirilmesi üzerinde çalışmıştır. Bildirilen cerrahi yaklaşımlardaki farklılıkl...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyleri yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel ve Ingrid Meder'e gayretleri ve bağlılıkları için teşekkür eder. Ayrıca, yazarlar Tom Figiel'e resim malzemesini ürettiği için teşekkür eder.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Abdominal retractorNo Company Name availableNo Catalog Number available
Aortic clamp, straightFirma MartinNo Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mLRadiometer Medical ApS956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)B.Braun648037
Backhaus clampBernshausenBF432
Bipolar forceps, 23 cm SUTTER780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 LChiru-Instrumente35-114327
Braunol BraunodermB.Braun3881059
Bulldog clampAesculapNo Catalog Number available
Button canulaKrauth + Timmermann GmbH1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))B.Braun2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)Fresenius Kabi AG9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mmArrowAD-24703
ClampINOXB-17845  /  BH110  / B-481
ClampAesculapAN909R
Clamp, 260 mmFehling Instruments GMbH &Co.KGZAU-2
Clip Forceps, mediumEthiconLC207
Clip forceps, smallEthicon LC107
CPDA-1 solutionFresenius Kabi AG41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)Dr.Franz Köhler Chemie GmbH2125921
Dissecting scissorsLAWTON  05-0641 No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mmMetzenbaum BC606R
Endotracheal tube 8.0 mmCovetrus800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)InfectoPharm9508734
Falcon Tubes 50mlGreiner 227 261 L
Femoralis clampUlrich No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mgPanPharma00483
Forceps, anatomicalMartin12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mmAesculapBD052R
Forceps, anatomical, 250 mmAesculapBD032R
Forceps, anatomical, 250 mm AesculapBD240R
Forceps, surgicalBernshausenBD 671
Forceps, surgicalINOXB-1357
G40 solutionSerag Wiessner10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mLB. Braun210257641
Guidewire with markerArrow14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)Ethicon474273
Heparin sodium 25,000IERatiopharmW08208A
Hico-Aquatherm 60HospitalwerkNo Catalog Number available
Infusion Set IntrafixB.Braun4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cmB.Braun4063000
Introcan Safety, 18 G B.Braun4251679-01
Isofluran CPCP-PharmaNo Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.Edwards LifesciencesI301F7
Ligaclip, mediumEthiconLT200
Ligaclip, smallEthicon LT100
Material scissorsMartin 11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)Sanofi7823704
Monopolar ERBE ICC 300Fa. ErbeNo Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)Baxter1533
Needle holderAesculapBM36
Needle holderAesculapBM035R
Needle holderAesculapBM 67
Neutral electrodeErbe Elektromedizin GmbH Tübingen21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)Sintetica GmbH04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mLB.Braun3133335
Original Perfusorline 300 cmB.Braun21E26E8SM3
Overhold clampINOXBH 959
Overhold clampUlrichCL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)WDT, Garbsen21217
PerfusersB.Braun49-020-031
Perfusor Syringe 50 mLB.Braun8728810F
Petri dishes  92 x 17 mmNunc150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibelCovidien, Mansfield USA20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)B.Braun4030539078276
Pressure measurement setCodan pvb Medical GmbH957179
Propofol (1%)CP-PharmaNo Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3ESarstedt04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NCSarstedt04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-GelSarstedt11602
Sartinski clampAesculapNo Catalog Number available
Scalpel  No.11Feather Safety Razor Co.LTD02.001.40.011
ScissorsINOX BC 746
Seldinger Arterial catheterArrowSAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)B.Braun212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")B.Braun4899719
Sterofundin ISO solutionB.BraunNo Catalog Number available
SuctionDahlhausen07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80AesculapNo Catalog Number available
Suction catheterConvaTec5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)PfizerDL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cmConvaTecUK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")Lohmann & Rauscher31654
Suture Vicryl 3-0EthiconVCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0EthiconV392H
Suture, Prolene 4-0Ethicon7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armedEthicon 8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armedEthicon 8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armedEthicon 7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armedEthiconEH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0 EthiconEH 7499H
Suture, Safil 2/0AesculapC 1038446
Suture, Terylene 0Serag Wiessner353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mLB.Braun4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cmFresenius Kabi AG2877101
Ultrasound Butterfly IQ+Butterfly Network Inc.850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"Dräger Medical AGNo Catalog Number available
Yankauer SuctionMedlineRA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)Virbac794-861794861

Referanslar

  1. Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
  2. Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
  3. Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
  4. Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
  5. Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
  6. Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
  7. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  8. Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
  9. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
  10. Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
  11. Chen, X. -. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
  12. Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
  13. Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
  14. Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
  15. Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
  16. Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
  17. Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
  18. Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
  19. Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
  20. Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
  21. Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
  22. Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
  23. Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
  24. Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
  25. Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
  26. Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
  27. Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
  28. Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
  29. Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
  30. Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
  31. Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
  32. Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
  33. Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
  34. Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
  35. Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
  36. Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
  37. Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

T pSay 186

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır