JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu makale, katarakt ve arka kapsül opaklaşmasında (PCO) tekrarlanabilirliği iyileştirmeyi ve araştırmalara yardımcı olmayı amaçlayan primer lens epitel hücrelerinin (LEC'ler) kültürlenmesi için ayrıntılı bir video protokolünü özetlemektedir. Lens diseksiyonu, LEC izolasyonu ve validasyonu hakkında adım adım talimatlar sunarak, özellikle bu alanda yeni başlayanlar için değerli bir rehber görevi görür.

Özet

Lens epitel hücreleri (LEC'ler), lensin homeostazını ve normal fonksiyonunu korumada birçok önemli rol oynar. LEC'ler lens büyümesini, gelişimini, boyutunu ve şeffaflığını belirler. Tersine, işlevsiz LEC'ler katarakt oluşumuna ve arka kapsül opaklaşmasına (PCO) yol açabilir. Sonuç olarak, sağlam bir birincil LEC kültür sistemi oluşturmak, lens geliştirme, biyokimya, katarakt terapötikleri ve PCO önleme ile uğraşan araştırmacılar için önemlidir. Bununla birlikte, birincil LEC'lerin yetiştirilmesi, sınırlı kullanılabilirlikleri, yavaş çoğalma oranları ve hassas yapıları nedeniyle uzun süredir zorluklar ortaya çıkarmaktadır.

Bu çalışma, birincil LEC kültürü için kapsamlı bir protokol sunarak bu engelleri ele almaktadır. Protokol, optimize edilmiş bir kültür ortamının formülasyonu, lens kapsüllerinin hassas izolasyonu, tripsinizasyon teknikleri, alt kültür prosedürleri, hasat protokolleri ve depolama ve sevkiyat kılavuzları gibi temel adımları kapsar. Kültür işlemi boyunca, hücre morfolojisi faz kontrast mikroskobu kullanılarak izlendi.

Kültürlenmiş LEC'lerin gerçekliğini doğrulamak için, kritik lens proteinlerinin, yani αA- ve γ-kristalinlerin varlığını ve hücre altı dağılımını tespit etmek için immünofloresan testleri yapılmıştır. Bu ayrıntılı protokol, araştırmacıları birincil LEC'leri geliştirmek ve karakterize etmek için değerli bir kaynakla donatarak, lens biyolojisini anlamamızda ve lensle ilgili bozukluklar için terapötik stratejilerin geliştirilmesinde ilerlemeler sağlar.

Giriş

Göz merceği, gelen ışığı retinaya odaklayarak görmede çok önemli bir rol oynar. Lens epitel hücrelerinin (LEC'ler) anahtar oyuncular olduğu özel hücrelerden oluşan şeffaf, avasküler bir yapıdan oluşur. LEC'ler lensin ön yüzeyinde bulunur ve şeffaflığını korumaktan, su dengesini düzenlemekten ve lens büyümesine ve gelişimine katılmaktansorumludur 1,2. LEC'ler, lensin ön kısmında bulunan benzersiz bir hücre türüdür ve yaşam boyunca sürekli olarak lens lifleri üreterek lens netliğini ve işlevini korumada kritik bir rol oynar.

Katarakt, merceğin ilerleyici bulanıklaşması ile karakterizedir, bu da ışığın bozulmasına ve saçılmasına neden olarak görme bozukluğuna yol açar 3,4. Katarakt oluşumunun altında yatan kesin mekanizmalar, UV radyasyonu, oksidatif hasar ve glikasyon gibi çeşitli hücresel ve moleküler süreçleri içeren karmaşık ve çok faktörlüdür 5,6. LEC'lerin katarakt gelişimine önemli ölçüde katkıda bulunduğu bulunmuştur ve bu da onları araştırmaların hayati bir odak noktası haline getirmiştir 1,2,7,8,9.

Ayrıca, günümüzde oftalmolojideki en acil konulardan biri, sekonder katarakt olarak da bilinen posterior kapsül opaklaşmasının (PCO) nispeten yüksek insidansıdır. PKO, katarakt ameliyatından sonra en sık görülen komplikasyon olmaya devam etmekte olup, ameliyattan sonraki 5 yıl içinde yetişkin hastaların %20-40'ını ve çocukların %100'ünü etkilemektedir10. PCO'ya öncelikle katarakt ekstraksiyonunu takiben kapsül torbasında kalan rezidüel LEC'ler neden olur. Bu hücreler, sadece epitelden mezenkimal geçişe (EMT) değil, aynı zamanda LEC'lerin lens liflerine farklılaşmasını da içeren çok yönlü bir patofizyolojik dönüşüme uğrar, bu da LEC'lerin, liflerin ve miyofibroblastların bir karışımı olan bir hücre popülasyonu ile sonuçlanır 11,12,13. Dönüştürülen hücreler çoğalır ve arka lens kapsülü boyunca göç ederek görme bozukluğuna yol açar. Kültür modellerinde LEC'lerin davranış ve kontrol mekanizmalarını anlamak, PKO'nun önlenmesi ve yönetimi hakkında değerli bilgiler sağlayabilir. Bu nedenle, LEC'lerin kültürlenmesine yönelik bu protokol, bu yaygın postoperatif komplikasyonu incelemeyi, anlamayı ve nihayetinde bunlarla mücadele etmeyi amaçlayan oftalmik araştırmacılar için hayati bir araç sunmaktadır.

LEC biyolojisinin inceliklerini ve katarakt oluşumu ve PCO'daki rolünü çözmek için sağlam ve tekrarlanabilir in vitro primer hücre kültürü sistemleri kurmak esastır. Birincil LEC kültürü, araştırmacılara LEC'lerin işlevlerini, sinyalizasyonunu ve moleküler özelliklerini incelemek için kontrollü bir ortam sağlar. Ayrıca, hücresel süreçlerin ve farklı deneysel koşulların etkilerinin araştırılmasına olanak tanıyarak lens fizyolojisi ve patolojisi hakkında değerli bilgiler sağlar.

Önceki araştırmalar, LEC kültür teknikleri 14,15,16,17,18,19,20 hakkındaki anlayışımızı zenginleştirdi. Bu çalışmalar çeşitli metodolojiler kullanmış ve LEC davranışı ve özellikleri hakkında önemli bulgular vermiş olsa da, mevcut literatürde LEC'leri kültürlemek için kapsamlı ve erişilebilir bir video kayıt protokolü yoktur. Bu sınırlama, acemi araştırmacıların teknikleri doğru bir şekilde yeniden üretme yeteneğini engelleyebilir ve deneysel sonuçlarda tutarsızlıklara ve farklılıklara yol açabilir. Bu araştırma makalesi, bir video kayıt protokolü sağlayarak bu boşluğu doldurmayı ve LEC kültürü alanında tekrarlanabilirliği artırabilecek ve bilgi aktarımını kolaylaştırabilecek standartlaştırılmış bir kaynak sağlamayı amaçlamaktadır.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Tüm hayvan deneyleri, Görme ve Oftalmoloji Araştırmaları Derneği'nin Oftalmik ve Görme Araştırmalarında Hayvanların Kullanımı kılavuzlarına uygun olarak gerçekleştirildi. Prosedür onayı, Kuzey Teksas Üniversitesi Sağlık Bilimleri Merkezi Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından verilmiştir (protokol numarası: IACUC-2022-0008). Bu çalışmalarda tipik olarak 2 haftalıktan küçük genç C57BL / 6J fareleri kullanılmıştır.

1. Kültür ortamı hazırlama ve lens diseksiyonu

  1. 450 mL DMEM'e 50 mL fetal sığır serumu (FBS) ve 0.1 mL 50 mg / mL gentamisin ekleyerek kültür ortamı hazırlayın.
  2. 2 haftadan küçük C57BL / 6J farelerine insancıl bir şekilde ötenazi yapın.
    NOT: CO2 inhalasyon yöntemini kullanarak ötenazi yaptık. CO2 ötanazi sistemleri için optimal bir akış hızı, oda veya kafes hacminin/dakikasının %30 ila %70'ini değiştirmelidir.
  3. Cerrahi makas kullanarak göz kapaklarını nazikçe çıkarın ve göz yuvasının zıt taraflarına kavisli cımbızla hassas bir baskı uygulayarak gözün dışa doğru çıkmasına neden olun. Katarakt bıçağını kullanarak kornea üzerinde dikkatli bir kesi yapın ve kavisli cımbız kullanarak lensi dikkatlice çıkarın, lense veya kapsülüne zarar vermemesini sağlayın.
    NOT: Lens kapsülünün bütünlüğünü korumak için bu adımları gerçekleştirirken dikkatli olun. Lensin hassas yapısı nedeniyle, lens hasarı riskini en aza indirmek için kavisli ve künt uçlu diseksiyon aletlerinin kullanılması önemlidir.
  4. Lensleri, 10 μg/mL gentamisin içeren 5 mL önceden ısıtılmış ve steril Dulbecco'nun fosfat tamponlu salin (DPBS) solüsyonu ile doldurulmuş 60 mm'lik plastik doku kültürü kabına aktarmak için künt uçlu kavisli cımbız kullanın.
  5. Potansiyel kalıntıları veya kirleticileri gidermek, lensleri daha sonraki işlemlere hazırlamak ve steril bir kültür ortamı sağlamak için lensleri 10 μg/mL gentamisin içeren DPBS solüsyonu ile nazikçe durulayın.
  6. Yeterli sayıda LEC elde etmek için, 24 oyuklu bir kültür plakası için dört lensi ve 6 oyuklu bir kültür plakası için altı lensi bir araya getirin.

2. LEC'lerin izolasyonu

  1. Durulama işlemini tamamladıktan sonra, lensi kurumasını bekleyin ve bir parça filtre kağıdına yerleştirin.
  2. Lens yeterince kuruduktan sonra, lens kapsülünün çıkarılmasına hazırlanırken dikkatlice bir Petri kabının kapağına aktarın.
  3. Ön segmentin yukarı baktığından emin olarak lensi yukarı doğru döndürün. Ön kapsülü tutmak için cımbız kullanırken, kapsülde küçük bir yırtık oluşturmak için baskın eldeki kapsülorheksis forsepslerini kullanın. Kapsülü çıkarmak için iki aleti yavaşça zıt yönlerde çekin ve tüm lens diseksiyonları tamamlanana kadar DPBS'ye koyun.
    NOT: Herhangi bir tutarsızlığı önlemek için, araştırmacılar her bir lens epitel kapsülünü derhal incelemeli ve bunları geçici olarak DPBS'de saklamalıdır. Sadece tüm diseksiyonlar tamamlandıktan sonra, kapsüller toplu olarak 37 ° C'de tutulan tripsine aktarılır ve senkronize ve homojen maruziyet sağlanır.
  4. Lens kapsülünü dikkatlice 6 oyuklu bir plakaya aktarın. Enzimatik sindirim sürecini başlatmak için her oyuğa 1 mL %0.05 tripsin çözeltisi ekleyin.
  5. Eşit geçirgenlik sağlamak için tripsin çözeltisini hafifçe çalkalayın. Plakayı bir hücre kültürü inkübatörüne yerleştirin ve kapsülün 37 ° C'de 8-10 dakika sindirilmesine izin verin.
    NOT: Bu adım, lens kapsülü dokusunun parçalanmasını ve ardından tek tek epitel hücrelerinin salınmasını kolaylaştırır.
  6. İnkübasyondan sonra, kalan doku kümelerini parçalamak ve hücre ayrılmasını desteklemek için diseksiyon makası kullanarak sindirilmiş lens kapsülünü dikkatlice kıyın.
    NOT: Sindirilmiş lens kapsüllerinden verimli hücre salınımını sağlamak için doku kıymada titizlik vurgulanır.
  7. Tripsini söndürmek için% 10 FBS içeren 0.5 mL kültür ortamı ekleyin. Doku örneklerini bir santrifüj tüpüne aktarın ve 1.000 × g'da 5 dakika santrifüjleyin.
  8. Hücre peletini bozmadan süpernatanı dikkatlice çıkarın. Hücreleri yeniden süspanse etmek ve hücreleri 24 oyuklu bir plakaya tohumlamak için 1 mL kültür ortamı kullanın.
  9. Kültür ortamını 2-3 günde bir değiştirin.

3. LEC'lerin alt kültürü

  1. Hücreler birleştiğinde, ortamı kültür kabından çıkarın. Hücreleri 2x 1 mL DPBS ile yıkamaya devam edin.
  2. 200 μL tripsin-EDTA çözeltisi ekleyin ve hücreleri 5 dakika inkübatöre yerleştirin.
  3. İnkübasyondan sonra, hücreleri inkübatörden çıkarın ve kültür kabından ayrıldıklarını ve yüzmeye başladıklarını doğrulamak için mikroskop altında inceleyin.
  4. 1 mL kültür ortamı ekleyin ve tüm hücreleri ayırmak için hücreleri 3-5x hafifçe pipetleyin.
  5. Hücreleri santrifüj tüplerine aktarın ve 5 dakika boyunca 1.000 × g'da santrifüjleyin.
  6. Süpernatanı dikkatlice çıkarın ve hücreleri tam büyüme ortamında yeniden süspanse edin.
  7. Gerekirse, bir hemositometre kullanarak hücre sayısını sayın.
  8. Alt kültürleme amacıyla hücre süspansiyonunu 1:2 veya 1:3 oranında alt bölümlere ayırın.
  9. Kültür tekrar birleştiğinde, yukarıda belirtilen prosedürleri tekrarlayın.
    NOT: LEC'ler yüksek yoğunluklu kültür koşullarında gelişir. Hücreleri aşırı seyreltmekten kaçının, çünkü bu onların büyümesini engelleyebilir.

4. Depolama ve sevkiyat

NOT: Depolama için ideal hücre sayısı ~1 × 106'dır.

  1. Hücreleri 3x 1 mL DPBS ile iyice yıkayın. Yıkadıktan sonra 1 mL tripsin-EDTA çözeltisi ekleyin ve hücreleri 5 dakika inkübatöre koyun.
  2. 2 mL tam kültür ortamı ekleyin ve hücre süspansiyonunu santrifüj tüpüne aktarın ve 5 dakika boyunca 1.000 × g'da santrifüjleyin.
  3. Süpernatanı atın ve hücreleri% 90 FBS ve% 10 DMSO'dan oluşan bir dondurucu ortamda yeniden süspanse edin, 1 × 106 hücre / mL'lik bir hücre yoğunluğu hedefleyin. Hücre süspansiyonunu kriyoviyal'e aktarın.
  4. Sıvı nitrojen içinde kalıcı olarak saklamadan önce hücreleri hemen 1 saat boyunca -20 °C'lik bir ortama, ardından gece boyunca -80 °C'ye taşıyın.
    NOT: Sıvı nitrojen mevcut değilse, hücreler -20 °C'de bir başlangıç saatinden sonra -80 °C'de saklanabilir.
  5. Bir sevkiyat gerekiyorsa, kriyoviyaldeki hücreleri bir gecede teslimat için kuru buzlu bir pakette gönderin.
  6. Hücrelerin alınmasından sonra, hızlı bir şekilde iyileşmeyi sağlayın ve hücreleri alt kültüre yerleştirin. Acil kültür mümkün değilse, uzun süreli depolama için hücreleri sıvı nitrojene aktarın.
    NOT: Hücreler sevk edilecekse, sıcaklık dalgalanmalarından kaynaklanan olası hasarı önlemek için numunelerin kuru buza derinlemesine gömüldüğünden emin olun.

5. LEC'lerin doğrulanması

  1. LEC'leri 35 mm'lik kültür kaplarına kapak camları ile yerleştirin ve yaklaşık 48 saat kültürleyin.
  2. Hücreleri PBS ile 2 kez yıkayın ve hücreleri -20 ° C'de 10 dakika boyunca soğuk metanol ile sabitleyin.
  3. Sabit hücreleri PBS ile 3 x 5 dakika yıkayın ve spesifik olmayan bağlanmayı önlemek için sabit hücreleri oda sıcaklığında 1 saat boyunca bloke edici tamponla inkübe edin.
  4. Bloklamadan sonra, hücreleri gece boyunca 4 ° C'de inkübe edin ve birincil antikorlar (αA-kristalin, γ-kristalin ve PROX1 antikorları) seyreltici tamponunda 1:50 oranında ayrı ayrı seyreltilir.
  5. Hücreleri PBS ile 3 x 5 dakika yıkayın ve hücreleri seyreltici tamponda 1:100 oranında seyreltilmiş ikincil antikor ile 1 saat inkübe edin.
  6. Hücreleri PBS ile 3 x 5 dakika yıkayın ve çekirdekleri görselleştirmek için hücreleri PBS'de 5 μg/mL Hoechst 33342 ile oda sıcaklığında 10 dakika boyayın.
  7. Fazla boyama solüsyonunu çıkarmak için hücreleri PBS ile 2 x 5 dakika yıkayın ve çekirdekler için DAPI kanalını ve αA-, γ-kristalinler ve PROX1 için FITC kanalını kullanarak bir floresan mikroskobu kullanarak hücrelerin floresan görüntülerini yakalayın.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

Şekil 2'de gösterildiği gibi, bu protokolü izleyerek, C57BL / 6J farelerinden elde edilen birincil LEC'ler 4 saatlik bir süre içinde bulaşıklara yapıştı. Özellikle, arka kapsül kesitleri ve lens lifi hücreleri gibi diğer dokuların görünür kalıntıları vardı. Bununla birlikte, bu istenmeyen unsurlar yemeğe yapışmamıştır ve bu nedenle kültür ortamı değiştirilerek çıkarılabilir. Daha sonra, üçüncü ve beşinci günler arasında, LEC'ler çoğalma aşamalar...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

Bu belgede sunulan protokol, birincil LEC'lerin başarılı izolasyonu, kültürü ve alt kültürü için kapsamlı, adım adım bir kılavuz ve beraberindeki video belgeleriyle birlikte sunulmaktadır. Yazılı talimatların yanı sıra ayrıntılı görsel kılavuz, protokolün netliğini ve erişilebilirliğini artırarak alandaki araştırmacılar arasında kullanımını ve tekrarlanabilirliğini teşvik eder. Nihai amaç, katarakt cerrahisini takiben yaygın bir komplikasyon olan katarakt oluşumu ve PCO'da LEC'le...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Bu çalışma NEI R21EY033941 (Hongli Wu'ya) tarafından desteklendi; Savunma Bakanlığı W81XWH2010896 (Hongli Wu'ya); R15GM123463-02 (Kayla Green ve Hongli Wu'ya)

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
0.05% Trypsin-EDTAThermo Fisher#25300054For LECs dissociation
Alexa Fluor 488 Secondary Antibody Jackson ImmunoResearch#715-545-150For cell validation
Alexa Fluor 647 AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch111-605-003For cell validation
Antibody dilution bufferLicor#927-60001For cell validation
Beaver safety knifeBeaver-Visitec International#3782235For lens dissection
Blocking bufferLicor#927-60001For cell validation
Capsulorhexis forcepsTitan Medical InstrumentsTMF-124For lens capsule isolation
DMEMSigma AldrichD6429For LECs culture medium
DMSOSigma Aldrich#D2650For making freezing medium 
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Thermo Fisher#J67802For lens dissection
Dumont tweezersRoboz Surgical InstrumentRS-4976For lens capsule isolation
EpiCGS-a (optional)ScienCell4182For LECs culture medium
FBSSigma AldrichF2442For LECs culture medium
Gentamicin (50 mg/mL)Sigma-AldrichG1397For LECs culture medium
Hoechst 33342 solutionThermo Fisher#62249For cell validation
Micro-dissecting scissorsRoboz Surgical Instrument RS-5983For lens dissection
Micro-dissecting tweezersRoboz Surgical Instrument RS5137 For lens dissection
PROX1 antibodyThermo Fisher11067-2-APFor cell validation
Vannas micro-dissecting spring scissorsRoboz Surgical InstrumentRS-5608For lens capsule isolation
αA-crystallin antibodySanta Cruzsc-28306For cell validation 
γ-crystallin antibodySanta Cruzsc-365256For cell validation

Referanslar

  1. Bermbach, G., Mayer, U., Naumann, G. O. Human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 52 (2), 113-119 (1991).
  2. Reddy, V. N., Lin, L. R., Arita, T., Zigler, J. S. Jr, Huang, Q. L. Crystallins and their synthesis in human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 47 (3), 465-478 (1988).
  3. Lee, C. M., Afshari, N. A. The global state of cataract blindness. Current Opinion in Ophthalmology. 28 (1), 98-103 (2017).
  4. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  5. Beebe, D. C., Holekamp, N. M., Shui, Y. B. Oxidative damage and the prevention of age-related cataracts. Ophthalmic Research. 44 (3), 155-165 (2010).
  6. Lou, M. F. Redox regulation in the lens. Progress in Retinal and Eye Research. 22 (5), 657-682 (2003).
  7. Charakidas, A., et al. Lens epithelial apoptosis and cell proliferation in human age-related cortical cataract. European Journal of Ophthalmology. 15 (2), 213-220 (2005).
  8. Lou, M. F. Glutathione and glutaredoxin in redox regulation and cell signaling of the lens. Antioxidants (Basel). 11 (10), 1973(2022).
  9. Wilhelm, J., Smistik, Z., Mahelkova, G., Vytasek, R. Redox regulation of proliferation of lens epithelial cells in culture. Cell Biochemistry & Function. 25 (3), 317-321 (2007).
  10. Zhang, Y., et al. Research progress concerning a novel intraocular lens for the prevention of posterior capsular opacification. Pharmaceutics. 14 (7), 1343(2022).
  11. Konopinska, J., Mlynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. Journal of Clinical Medicine. 10 (13), 2847(2021).
  12. Pandey, S. K., Apple, D. J., Werner, L., Maloof, A. J., Milverton, E. J. Posterior capsule opacification: A review of the aetiopathogenesis, experimental and clinical studies and factors for prevention. Indian Journal of Ophthalmology. 52 (2), 99-112 (2004).
  13. Wei, Z., et al. Aged lens epithelial cells suppress proliferation and epithelial-mesenchymal transition-relevance for posterior capsule opacification. Cells. 11 (13), 2001(2022).
  14. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Miller, G. G., Blair, D. G., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture--iv. Some characteristics of the process, including possible in vitro models for pathogenic processes in cataractogenesis. Vision Research. 21 (1), 25-35 (1981).
  15. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture. (i) effects of cell density, medium and embryonic age of initial culture. Differentiation. 6 (3), 155-167 (1976).
  16. Ibaraki, N., Ohara, K., Shimizu, H. Explant culture of human lens epithelial cells from senile cataract patients. Japanese Journal of Ophthalmology. 37 (3), 310-317 (1993).
  17. Sundelin, K., Petersen, A., Soltanpour, Y., Zetterberg, M. In vitro growth of lens epithelial cells from cataract patients - association with possible risk factors for posterior capsule opacification. The Open Ophthalmology Journal. 8, 19-23 (2014).
  18. Parreno, J., et al. Methodologies to unlock the molecular expression and cellular structure of ocular lens epithelial cells. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 983178(2022).
  19. Andjelic, S., et al. Morphological and proliferative studies on ex vivo cultured human anterior lens epithelial cells - relevance to capsular opacification. Acta Ophthalmologica. 93 (6), e499-e506 (2015).
  20. Andjelic, S., et al. A simple method for establishing adherent ex vivo explant cultures from human eye pathologies for use in subsequent calcium imaging and inflammatory studies. Journal of Immunology Research. 2014, 232659(2014).
  21. Andley, U. P., Rhim, J. S., Chylack, L. T. Jr, Fleming, T. P. Propagation and immortalization of human lens epithelial cells in culture. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (7), 3094-3102 (1994).
  22. Zhou, M., Leiberman, J., Xu, J., Lavker, R. M. A hierarchy of proliferative cells exists in mouse lens epithelium: Implications for lens maintenance. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (7), 2997-3003 (2006).
  23. Wolffe, A. P., Glover, J. F., Tata, J. R. Culture shock. Synthesis of heat-shock-like proteins in fresh primary cell cultures. Experimental Cell Research. 154 (2), 581-590 (1984).
  24. Haykin, V., et al. Bioimage analysis of cell physiology of primary lens epithelial cells from diabetic and non-diabetic cataract patients. Biotechnology & Biotechnological Equipment. 35 (1), 170-178 (2021).
  25. Menko, A. S., Klukas, K. A., Johnson, R. G. Chicken embryo lens cultures mimic differentiation in the lens. Developmental Biology. 103 (1), 129-141 (1984).
  26. Zelenka, P. S., Gao, C. Y., Saravanamuthu, S. S. Preparation and culture of rat lens epithelial explants for studying terminal differentiation. Journal of Visualized Experiments. (31), 1591(2009).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

JoVE de Bu AySay 208Primer h cre k lt rLens epitel h creleriLens diseksiyonuLens kaps lKataraktArka kaps l opakla mas

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır