Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Ex vivo canlı görüntüleme, canlı dokulardaki hücresel hareketlerin ve etkileşimlerin dinamik süreçlerini incelemek için güçlü bir tekniktir. Burada, kültürlenmiş tüm yetişkin fare kesici dişlerinde diş epitel hücrelerini canlı izlemek için iki foton mikroskobu uygulayan bir protokol sunuyoruz.

Özet

Sürekli büyüyen fare kesici dişi, yetişkin epitelyal ve mezenkimal kök hücrelerin düzenlenmesini ve diş rejenerasyonunu araştırmak için oldukça izlenebilir bir model sistem olarak ortaya çıkmaktadır. Bu progenitör popülasyonlar, doku homeostazını korumak ve kayıp hücreleri duyarlı bir şekilde yenilemek için aktif olarak bölünür, hareket eder ve farklılaşır. Bununla birlikte, sabit doku kesitlerini kullanan geleneksel analizler, hücresel hareketlerin ve etkileşimlerin dinamik süreçlerini yakalayamadı ve bu da düzenlemelerini inceleme yeteneğimizi sınırladı. Bu makale, bir eksplant kültür sisteminde tüm fare kesici dişlerini korumak ve multifoton timelapse mikroskobu kullanarak canlı diş epitel hücrelerini izlemek için bir protokolü açıklamaktadır. Bu teknik, diş araştırmaları için mevcut araç kutumuza katkıda bulunur ve araştırmacıların canlı bir dokudaki hücre davranışları ve organizasyonları hakkında uzay-zamansal bilgi edinmelerini sağlar. Bu metodolojinin, araştırmacıların hem diş yenilenmesi hem de rejenerasyon sırasında meydana gelen dinamik hücresel süreçleri kontrol eden mekanizmaları daha fazla keşfetmelerine yardımcı olacağını tahmin ediyoruz.

Giriş

Son yirmi yılda, fare kesici dişi, yetişkin kök hücre regülasyonu ve diş rejenerasyonuilkelerini araştırmak için paha biçilmez bir platform olarak ortaya çıkmıştır 1,2. Fare kesici diş sürekli büyür ve hayvanın yaşamı boyunca kendini yeniler. Bunu, kendi kendini yenileyebilen ve dişin farklı hücre tiplerine farklılaşabilen hem epitelyal hem de mezenkimal kök hücreleri koruyarak yapar 1,2. Dental epitelyal kök hücreler mine matriksini salgılayan ameloblastlara yol açarken, dental mezenkimal kök hücreler sırasıyla dentin, sement ve periodontal ligament oluşturan odontoblastlara, sementoblastlara ve fibroblastlara yol açar 3,4,5,6. Bu sürekli yeni hücre kaynağı, doku homeostazını korur ve çiğneme aşınması veya yaralanmalar nedeniyle kaybedilen eski hücrelerin değiştirilmesine izin verir 7,8. Bu nedenle, dental kök hücrelerin korunmasını ve farklılaşmasını düzenleyen hücresel ve moleküler mekanizmaların aydınlatılması, artan bir ilgi alanı olan dental rejenerasyonu anlamanın merkezinde yer almaktadır.

Anatomik olarak, yetişkin fare kesici dişinin büyük bir kısmı çene kemiği ile kaplıdır. Dişin insizal kenarı açıktayken, kesici dişin apikal ucu bir yuvaya oturur ve periodontal ligamentler ve bağ dokuları aracılığıyla çevre kemiğe sıkıca tutunur (Şekil 1A,B). Kesici dişin apikal ucu aynı zamanda dişin büyüme bölgesidir ve hem epitel tabakasında hem de mezenkimal pulpada diş sapı ve progenitör hücreleri korur 9,10,11,12,13. Spesifik olarak, diş epitelyal kök hücreleri, apikal tomurcuk olarak bilinen ve labial servikal döngü olarak da adlandırılan epitelin soğanlı ucunda tutulur (Şekil 1C). Bağırsak epiteli ve epidermise benzer şekilde, kesici dişteki epitelyal yenilenme, öncelikle aktif olarak döngüsel kök hücreler ve bunların transit-amplifikasyon hücreleri 14,15,16,17 olarak adlandırılan, her ikisi de servikal döngünün iç kısmında bulunan yüksek oranda proliferatif ara torunları tarafından desteklenir. Bununla birlikte, kesici epitelin rejenerasyon sırasında hareketsiz kök hücreler içerip içermediği ve kullanıp kullanmadığı henüz belirlenmemiştir. Buna karşılık, apikal pulpada hem aktif hem de hareketsiz dental mezenkimal kök hücreler tanımlanmıştır ve hareketsiz kök hücreler, yaralanma onarımı sırasında aktive olan bir yedek popülasyon olarak işlev görür13,18.

Fare kesici dişlerin yenilenmesi ve yenilenmesinin biyolojisi üzerine yapılan keşiflerin çoğu, örneklerin farklı zamansal kavşaklarda elde edildiği, sabitlendiği, işlendiği ve daha sonra belirli bir düzlem boyunca mikron inceliğinde dilimler halinde bölümlere ayrıldığı histolojik araştırmalardan kaynaklanmıştır. Bilim adamları, soy takibini veya genetik bozulmaları mümkün kılan farklı fare modellerinden alınan histolojik kesitlerin ayrıntılı analizi yoluyla, farklı progenitör popülasyonların hücre soylarının yanı sıra kesici diş homeostazını ve yaralanma onarımını kontrol eden genetik ve sinyal yollarını tanımladılar 19,20,21. Bununla birlikte, bölümlerdeki hayati olmayan hücrelerin statik iki boyutlu (2B) görüntüleri, hücre şekli değişiklikleri, hareketleri ve hücresel kinetik gibi canlı dokudaki hücresel davranışların ve uzamsal organizasyonların tam spektrumunu yakalayamaz. Doku kesiti ile çözülemeyen bir zaman ölçeğinde meydana gelen bu hızlı hücresel değişiklikleri tespit etmek ve ölçmek farklı bir strateji gerektirir. Ayrıca, bu tür bilgileri edinmek, diş hücrelerinin birbirleriyle nasıl etkileşime girdiğini, farklı sinyal uyaranlarına nasıl tepki verdiğini ve doku yapılarını ve işlevlerini korumak için kendi kendini nasıl organize ettiğini anlamak için de kritik öneme sahiptir.

Üç uzamsal boyutu zamansal çözünürlükle bütünleştiren bir teknoloji olan iki foton mikroskobu22 kullanılarak dört boyutlu (4D) derin doku görüntülemenin ortaya çıkışı, kültürlenmiş doku eksplantlarının, organoidlerin ve hatta dokuların yerinde uzay-zamansal incelemesini sağlayarak histolojik analizin doğal sınırlamalarının üstesinden gelir 23,24,25,26 . Örneğin, gelişmekte olan diş epitelinin 4 boyutlu canlı görüntülemesi, doku büyümesini, sinyal merkezi oluşumunu ve diş epitel morfogenezini koordine eden hücre bölünmelerinin ve göçlerinin uzay-zamansal modellerini ortaya çıkarmıştır 27,28,29,30,31,32. Yetişkin fare kesici dişinde, 4D görüntüleme son zamanlarda diş epitel yaralanması onarımı sırasında hücresel davranışları incelemek için uyarlanmıştır. Canlı görüntüleme, suprabazal tabakadaki stratum intermedium hücrelerinin, hasarlı epiteli yeniden oluşturmak için bazal tabakada doğrudan ameloblastlara dönüştürülebileceğini ortaya koydu ve geleneksel epitel hasarı onarımı paradigmasınameydan okudu 15.

Burada, labial servikal döngüdeki epitel hücrelerine odaklanarak yetişkin fare kesici dişinin diseksiyonunu, kültürlenmesini ve görüntülenmesini açıklıyoruz (Şekil 1). Bu teknik, diş hücresi canlılığını 12 saatten fazla korur ve floresan etiketli hücrelerin tek hücre çözünürlüğünde canlı olarak izlenmesine izin verir. Bu yaklaşım, hücre hareketi ve göçünün yanı sıra normal kültür koşulları altında veya genetik, fiziksel ve kimyasal bozulmalara yanıt olarak hücre şekli ve bölünme oryantasyonundaki dinamik değişikliklerin araştırılmasına izin verir.

Protokol

Tüm fareler, California Los Angeles Üniversitesi'nde (UCLA) veya Kudüs İbrani Üniversitesi'nde (HUJI) patojen içermeyen hayvan tesislerinde tutuldu. Fareleri içeren tüm deneyler, ilgili Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanan yönetmelik ve protokollere göre gerçekleştirildi (ARC-2019-013; UCLA) veya (MD-23-17184-3; HUJI). Deneysel adımların genel bir iş akışı Şekil 2A'da gösterilmiştir. Bu protokolde kullanılan tüm aletler, reaktifler ve malzemelerle ilgili ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın.

1. Çözelti ve jellerin hazırlanması

  1. Diseksiyon ortamı: %0,5 glikoz içeren taze DMEM/F12 hazırlayın ve adım 2.4'te ihtiyaç duyulana kadar 37 °C'de sıcak tutun.
    NOT: Canlı görüntüleme sırasında otofloresansı azaltmak için fenol kırmızısı içermeyen DMEM/F12 kullanıyoruz.
  2. 1x Kültür ortamı:% 50 DMEM / F12,% 50 sıçan serumu,% 1 glutamin ikamesi, 1x MEM Esansiyel Olmayan Amino Asitler,% 1 glikoz,% 0.1 mg / mL L-askorbik asit ve% 0.5 penisilin-streptomisin kullanarak taze ortam hazırlayın. Adım 5.5'te ihtiyaç duyulana kadar 37 °C'de sıcak tutun. Bu besiyeri, canlı görüntüleme sırasında kesici diş eksplantlarını kültürlemek için kullanılır.
    NOT: Sıçan serumu yüksek kalitede olmalı ve araştırmacılar tarafından veya ticari bir kaynaktan tüm doku kültürü için özel olarak hazırlanmalıdır. Özellikle, pıhtılaşma oluşmaya başlamadan önce kan santrifüj edilmelidir (oda sıcaklığında 1.200 × g'da 5 dakika). Santrifüjlemeden sonra ortaya çıkan fibrin pıhtısı sıkılmalı ve atılmalıdır33.
  3. Kültür jeli: Jelin amacı, görüntüleme sırasında numuneleri hareketsiz hale getirmektir ve taze olarak hazırlanır.
    1. Bir mikrodalga kullanarak 200 mg düşük erime noktalı agarozu 10 mL DMEM/F12 içinde çözerek DMEM/F12'de% 2 jel yapın. %2'lik jeli 37 °C'de tutun.
    2. % 50 sıçan serumu, 1 x glutamin ikamesi, 1 x MEM Esansiyel Olmayan Amino Asitler,% 1 glikoz, 0.1 mg / mL L-askorbik asit ve% 0.5 penisilin-streptomisin karıştırarak 2x kültür ortamı (DMEM / F12 olmadan) yapın. 2x kültür ortamını (DMEM/F12 olmadan) 37 °C'ye ısıtın.
    3. Eşit hacimlerde% 2 jel ve 2x kültür ortamını (DMEM / F12 olmadan) karıştırarak% 1 kültür jeli yapın. Adım 5.1'de ihtiyaç duyulana kadar% 1 kültür jelini 37 ° C'de tutun.
      NOT: Jelleşmeyi önlemek için karıştırmadan önce tüm solüsyonların sıcak olduğundan emin olun. Yetişkin fare kesici dişlerini kültürlemek için %1 jelin uygun olduğunu gördük. Diğer dokular kültürlenecekse jel yüzdesi ampirik olarak belirlenmelidir.

2. Yetişkin fare mandibulalarının çıkarılması

  1. IACUC tarafından onaylanan standart prosedürleri kullanarak fareleri istenen yaşta ötenazi yapın.
    NOT: Burada CO2 boğulmasını takiben servikal çıkık kullanıyoruz. Hayvan ötenazisi için düzenlemeler farklı bölgelerde farklılık gösterebilir. Araştırmacılar, deneyleri gerçekleştirmeden önce gerekli kurumsal onayı almalı ve yerel hayvan bakımı yönetmeliklerine uygunluğu sağlamalıdır.
  2. Fareyi% 70 etanol kullanarak dezenfekte edin.
  3. Farenin başını kesin ve sol ve sağ mandibulaları çıkarın.
    1. Fareyi karnının üzerine yatırın, ardından boyun bölgesini kesmek ve fare kafasını vücudun geri kalanından ayırmak için #9 tek kenarlı endüstriyel tıraş bıçağı kullanın.
      NOT: Farenks veya boyun bölgesinden de dokular toplanacaksa, dekapitasyon yapılmamalıdır ve doğrudan adım 2.3.2'ye geçilebilir.
    2. Fareyi ventral tarafı yukarı bakacak ve mandibulalara kolayca erişilebilecek şekilde ters çevirin.
    3. Hayvanın başını başparmak ve işaret parmağı arasında nazikçe tutarak sabitleyin.
    4. Alt çenenin derisini alt dudaktan boyun çizgisine doğru kesen orta sagital bir kesi yapmak için tıraş bıçağını kullanın.
      NOT: İnsizyon ve sonraki diseksiyonları yapmak için #15 cerrahi bıçak da kullanılabilir (adım 2.3.6-2.3.9).
    5. Kesi yapılırken, altındaki kasları ve çene kemiğini ortaya çıkarmak için başparmak ve işaret parmağını kullanarak kesilen deriyi açın.
    6. Alt çenenin bukkal tarafındaki masseter kaslarını kesmek için tıraş bıçağını kullanın, böylece sol ve sağ yarımların dış kısmı artık kas eklerinden arınmış olur.
    7. Oradaki kas eklerini çıkarmak için mandibulanın iç tarafındaki mylohyoid kasları kesin.
    8. İki hemimandible'ı birbirine bağlayan mandibular simfizde başka bir kesi yapın. Kesildikten sonra mandibula sol ve sağ yarıya ayrılacaktır.
    9. Tıraş bıçağını mandibular kondil ile temporal mandibular eklem arasına sıkıştırın ve hemimandible'ı başın geri kalanından dikkatlice çıkarın.
      NOT: Keserken aynı anda kesici dişi nazikçe çekmeyi faydalı bulduk. Alt çenenin kırılmamasına ve içindeki yumuşak dokulara zarar vermemesine özen gösterilmelidir.
  4. Diseke edilmiş mandibulaları önceden ısıtılmış diseksiyon ortamı ile hemen bir Petri kabına aktarın (adım 1.1) ve kalan kas dokularını #15 cerrahi bıçak kullanarak çıkarın.
    NOT: Numunelerin soğuk ortamda tutulması, hücre aktivitelerini yavaşlatır, bu da canlı görüntüleme sırasında proliferasyon veya hücre hareketi gibi belirli hücre aktivitelerinin gecikmeli ve hatta başarısız bir şekilde geri kazanılmasına neden olur.

3. Tüm fare kesici dişlerinin izolasyonu

NOT: Kesici dişin daha fazla izolasyonu, parlak alan diseksiyon mikroskobu altında yapılır.

  1. Kesici diş yuvasını kaplayan ve kesici dişin apikal kısmını barındıran mandibulanın oval bölgesini görsel olarak tanımlayın.
  2. Mandibulayı iç (lingual) yüzey yukarı bakacak şekilde konumlandırın.
  3. Mandibulayı bir çift tırtıklı forseps ile yerinde tutarken, kondilden azı dişlerine doğru bir yönde #15 cerrahi bıçak kullanarak üstteki zar kemiğini tıraş ederek oval bölgede bir pencere oluşturun. Bu, apikal kesici dişin yumuşak dokusunu iç yüzeyde ortaya çıkarır.
  4. Mandibulayı, dış (bukkal) yüzey yukarı bakacak şekilde ters çevirin.
  5. Adım 3.3'te açıklandığı gibi dış mandibuladaki oval bölgede bir pencere oluşturun ve kenarda kalan kemik parçalarını almak için neşterin ucunu kullanın. Dişin apikal ucunun her iki taraftan da görünür olduğundan emin olun.
    NOT: Alttaki yumuşak dokuya zarar vermemek için kemikleri tıraş ederken aşırı basınçtan kaçının.
  6. Tüm dişi izole etmek için kesici dişi çevreleyen kemikleri sistematik olarak kesin.
    1. Önce kondiler işlemi çıkarmak için apikal kesici dişin hemen bitişiğindeki bir düzlemde temiz bir kesim yapın.
      NOT: Kesici dişi kesmemeye dikkat edin.
    2. 3. azı dişinin hemen arkasında, ancak dişe zarar vermeden kesici dişin dorsalinde ikinci bir kesi yapın. Bu, koronoid süreci içeren kemiği çıkarır.
    3. Ventral mandibulayı kademeli olarak kademeli olarak çıkarmak için açısal işlemin ucundan kesici kısma doğru seri olarak kesin.
      NOT: Diş epiteli ve ilişkili periodontal dokular genellikle kemiğe yapışır ve ventral kemiğin büyük bir kısmı bir kerede kesilirse kolayca kopar. Kemiği kesici yumuşak dokudan ayırmak için, neşter (veya bir çift keskin tırtıklı olmayan forseps) kesici dişin apikal ucundaki iki doku arasına yerleştirilebilir ve alet hassas bir şekilde ileri kaydırılabilir.
    4. Alveolar kemiği azı dişleri ve hala kesici dişlere bağlı kalan kemiklerle kesin.
    5. Tüm kesici diş şimdi izole edilmiştir. Tamamen diseke edilmiş kesici dişi temiz, sıcak diseksiyon ortamı olan bir kaba aktarın (adım 1.1).
  7. Gerektiğinde ek kesici dişleri izole etmek için 3.2-3.6 adımlarını tekrarlayın.
    NOT: Farenin maksiller/üst kesici dişleri de yetişkin kök hücreleri korur ve diş rejenerasyonunu incelemek için kullanılabilir34. Diş araştırmacıları tipik olarak alt kesici dişlere odaklanır çünkü bunlar daha erişilebilirdir ve üst kesici dişlerden daha kolay diseke edilebilir. Mandibular ve maksiller kesici progenitör hücreler arasındaki farklar henüz belirlenmemiştir.

4. Kesici epitelyal servikal halkayı ortaya çıkarmak için periodontal dokuların çıkarılması

  1. Tüm kesici diş lingual tarafında yatarken ve dişi bir çift tırtıklı forseps ile yerinde tutarken, apikal kesici dişi ve servikal halka bölgesini kaplayan periodontal dokuları sıkıştırmaya başlamak için bir çift #5 ince forseps kullanın.
  2. Periodontal dokuyu apikal tomurcuktan dikkatlice soyun, böylece servikal döngünün (veya diğer ilgi bölgelerinin) lateral tarafı kapsam altında görünür hale gelir.
    NOT: Diş epiteline zarar vermemek veya mezenşimden ayrılmamak için özen gösterilmelidir. Kesici dişin ilgilenilen bölgede floresan sinyalleri varsa ve bir floresan diseksiyon mikroskobu mevcutsa, doku tiplerini ayırt etmeye yardımcı olmak ve diseksiyonlara yardımcı olmak için floresan sinyalleri kullanılabilir. Numunelerin hızlı bir şekilde kültür ortamına aktarılabilmesi ve eksplant kültürü yoluyla yeterince korunabilmesi için bölüm 2-4'ün verimli bir şekilde yürütülmesi önemlidir (aşağıya bakınız).

5. Eksplant kültürü için doku gömme

  1. 24 oyuklu bir plakadaki bir kuyucuğa 500 μL ılık, katılaşmamış kültür jeli ekleyin ve diseke edilen bütün kesici dişleri hızlı bir şekilde kuyuya aktarın. Kesici dişleri durulamak için plakayı birkaç kez döndürün.
  2. Bir kültür kabına 400 μL ılık, katılaşmamış kültür jeli ekleyin ve durulanmış kesici dişleri tabağa aktarın.
    NOT: Perfüzyon kurulumuyla uyumlu, piyasada bulunan bir kültür kabı kullanıyoruz. Alternatif seçenekler için adım 6.4'e bakın.
  3. Servikal halka bölgesini (veya ilgilenilen diğer bölgeleri) çanağın ortasına yerleştirmek için kesici dişi yönlendirin (Şekil 2A,B) ve apikal kesici dişin eğimini istenen görüntüleme düzlemi için ayarlayın.
    NOT: Doku oryantasyonu, tam jelleşmeden önce hızlı bir şekilde yapılmalıdır.
  4. Jel sertleştikten sonra, jel ile kaplanmaması için ilgilenilen bölgenin üstündeki herhangi bir jeli çıkarmak için bir çift ince forseps kullanın.
  5. Numuneyi (~150 μL) kaplayacak şekilde tabağın kenarına yavaşça pipetleyerek yeterli hacimde ılık kültür ortamı ekleyin.
  6. Doku çökelmesine ve 1 saat boyunca kültür durumuna uyum sağlamasına izin vermek için eksplant kültürünü 37 °C'lik bir hücre kültürü inkübatörüne taşıyın.

6. Kesici diş eksplantlarının timelapse mikroskobu

NOT: Bu deneyde, sayısal açıklığı 1 olan 25x suya daldırma objektifi ile donatılmış dik bir mikroskop kullandık. Genel olarak, yüksek sayısal açıklığa sahip bir su daldırma merceği, derin doku görüntüleme için en uygunudur.

  1. Mikroskobu ve iki fotonlu lazeri açın.
  2. Kültür çanağını s'ye sabitleyintage adaptör ve perfüzyon adaptör halkasını üstüne monte edin (Şekil 2C).
  3. Kültürü 37 °C'de tutmak için s'yi bir sıcaklık kontrol cihazına bağlayın.
  4. Adaptör halkasının giriş ve çıkışını bir mikro perfüzyon pompasına bağlayın ve pompada perfüzyon hızı 20'ye ayarlanmış olarak kültür ortamının perfüzyonuna başlayın. Bu, numunelerin üst kısmında kültür ortamının yavaş bir akışını (~5 mL/h) oluşturur (Şekil 2C).
    NOT: Dokuyu stabil bir şekilde kontrol edilen bir ortamda tutmak için sistemle ilgili ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın. Diğer sistemler de kullanılabilir. 37 °C'lik bir ısıtma plakası ve şırınga pompalarına bağlı bir giriş ve çıkışa sahip ev yapımı bir perfüzyon kültürü kabının (Ek Şekil S1) bir kombinasyonu da kullanılabilir.
  5. Adaptör halkasının üzerine bir Atmosferik Kontrol Bariyeri Halkası (ACBR) yerleştirin ve sadece kültür ortamıyla temas etmek için hedefi ACBR'den indirin (Şekil 2D).
  6. Hem GFP hem de kırmızı floresan (örn. tdTomato) sinyallerini görselleştirmek için lazer dalga boyunu 920 nm'ye ayarlayın.
  7. Örnekleri göz merceklerinden ve ardından mikroskobun yazılımından bulun.
  8. Yazılımı kullanarak Z yığınlarını, çok konumlu görüntülemeyi ve zaman aralıklarını ayarlayın. Bu protokolü takip etmek için, 4 μm'lik bir z adımı boyutu ve 14 saat boyunca 5 dakikalık bir zaman aralığı kullanın.
    NOT: 5 dakikadan daha uzun bir zaman aralığının, düzgün hücre hareketlerini ve bölünmelerini yakalamak için genellikle yetersiz olduğunu bulduk.
  9. Timelapse görüntülemeyi başlatın.
    NOT: Numune konumu ilk bir saat içinde değişebilir ve daha fazla ayarlama gerekebilir.
  10. Aşağı akış veri işleme ve analizleri için dosyaları kaydedin.

Sonuçlar

Yetişkin fare kesici dişinin apikal bölgesi mandibula içinde yer alır (Şekil 1) ve bu nedenle, büyüme bölgesinde bulunan progenitör hücreleri görselleştirmek ve canlı izlemek için doğrudan erişilebilir değildir. Bu nedenle, tüm kesici dişin çene kemiğinden çıkarılması ve iki fotonlu timelapse mikroskobu için bir eksplant kültür sisteminde tutulması için bir yöntem geliştirdik (Şekil 2). Burada, diş epitelinin labial servikal d?...

Tartışmalar

Canlı doku görüntüleme, hücrelerin niş ortamlarında tutulduklarında dinamik süreçlerini ve davranışlarını incelememizi sağlayan önemli bir tekniktir41. İdeal olarak, canlı görüntüleme yüksek uzay-zamansal çözünürlükle in vivo olarak gerçekleştirilir. Bununla birlikte, memeli organları için in vivo görüntüleme, doku erişilemezliği, optik opaklık ve hayvanı veya organı uzun süre hareketsiz hale getirme zorluğu nedeniyle zor olabilir

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

UCLA Gelişmiş Işık Mikroskobu/Spektroskopi Laboratuvarı'na ve California NanoSystems Enstitüsü'ndeki (RRID:SCR_022789) Leica Microsystems Mükemmeliyet Merkezi'ne iki foton mikroskobu sağladıkları için teşekkür ederiz. AS, İsrail Bilim Vakfı'ndan ISF 604-21 tarafından desteklenmiştir. JH, NIH/NIDCR'den R03DE030205 ve R01DE030471 tarafından desteklendi. AS ve JH, Amerika Birleşik Devletleri-İsrail İki Uluslu Bilim Vakfı'ndan (BSF) hibe 2021007 de desteklendi.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
24 well, flat bottom tissue culture plateOlympus plastics25-107
25x HC IRAPO motCORR water dipping objectiveLeica11507704
Ascorbic acid (Vitamin C)Acros Organics352685000
D-(+)-Glucose bioxtra Sigma AldrichG7528
Delta T system Bioptechs0420-4Including temperature control, culture dishes, and perfusion setup
Dissection microscope- LEICA S9ELeicaLED300 SLI
DMEM/F12Thermo Scientific11039047Basal media without phenol red
Feather surgical blade (#15)Feather72044-15
Fine forcepsF.S.T11252-23
Glutamax Thermo Scientific35050-061Glutamine substitute
Leica SP8-DIVE equipped with a 25X HC IRAPO motCORR water dipping objective Leican/a
low-melting agaroseNuSieve50080
non-essential amino acids (100x)Thermo Scientific11140-050
penicillin–streptomycinThermo Scientific1514012210,000 U/mL 
Petri dishGen Clone32-107G90 mm 
Rat serumValley BiomedicalAS3061SCProcessed for live imaging
Razor blade #9VWR55411-050
Scalpel handleF.S.T10003-12
ScissorsF.S.T37133
serrated forcepsF.S.T11000-13
spring scissorsF.S.T91500-09

Referanslar

  1. Yu, T., Volponi, A. A., Babb, R., An, Z., Sharpe, P. T. Stem cells in tooth development, growth, repair, and regeneration. Current Topics in Developmental Biology. 115, 187-212 (2015).
  2. Jing, J., et al. Rodent incisor as a model to study mesenchymal stem cells in tissue homeostasis and repair. Frontiers in Dental Medicine. 3, 1068494 (2022).
  3. Harada, H., et al. Localization of putative stem cells in dental epithelium and their association with Notch and Fgf signaling. Journal of Cell Biology. 147 (1), 105-120 (1999).
  4. Warshawsky, H., Smith, C. E. Morphological classification of rat incisor ameloblasts. The Anatomical Record. 179 (4), 423-445 (1974).
  5. Lekic, P., McCulloch, C. A. Periodontal ligament cell population: the central role of fibroblasts in creating a unique tissue. The Anatomical Record. 245 (2), 327-341 (1996).
  6. Takahashi, A., et al. Autocrine regulation of mesenchymal progenitor cell fates orchestrates tooth eruption. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (2), 575-580 (2019).
  7. Ness, A. R. Eruption rates of impeded and unimpeded mandibular incisors of the adult laboratory mouse. Archives of Oral Biology. 10 (3), 439-451 (1965).
  8. Smith, C. E., Warshawsky, H. Cellular renewal in the enamel organ and the odontoblast layer of the rat incisor as followed by radioautography using 3H-thymidine. The Anatomical Record. 183 (4), 523-561 (1975).
  9. Seidel, K., et al. Hedgehog signaling regulates the generation of ameloblast progenitors in the continuously growing mouse incisor. Development. 137 (22), 3753-3761 (2010).
  10. Juuri, E., et al. Sox2+ stem cells contribute to all epithelial lineages of the tooth via Sfrp5+ progenitors. Developmental Cell. 23 (2), 317-328 (2012).
  11. Biehs, B., et al. BMI1 represses Ink4a/Arf and Hox genes to regulate stem cells in the rodent incisor. Nature Cell Biology. 15, 846-852 (2013).
  12. Feng, J., Mantesso, A., De Bari, C., Nishiyama, A., Sharpe, P. T. Dual origin of mesenchymal stem cells contributing to organ growth and repair. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (16), 6503-6508 (2011).
  13. Zhao, H., et al. Secretion of shh by a neurovascular bundle niche supports mesenchymal stem cell homeostasis in the adult mouse incisor. Cell Stem Cell. 14 (2), 160-173 (2014).
  14. Li, L., Clevers, H. Coexistence of quiescent and active adult stem cells in mammals. Science. 327 (5965), 542-545 (2010).
  15. Sharir, A., et al. A large pool of actively cycling progenitors orchestrates self-renewal and injury repair of an ectodermal appendage. Nature Cell Biology. 21 (9), 1102-1112 (2019).
  16. Hu, J. K. -. H., et al. An FAK-YAP-mTOR signaling axis regulates stem cell-based tissue renewal in mice. Cell Stem Cell. 21 (1), 91-106 (2017).
  17. Yu, F., Li, F., Zheng, L., Ye, L. Epigenetic controls of Sonic hedgehog guarantee fidelity of epithelial adult stem cells trajectory in regeneration. Science Advances. 8 (29), (2022).
  18. An, Z., et al. A quiescent cell population replenishes mesenchymal stem cells to drive accelerated growth in mouse incisors. Nature Communications. 9 (1), 378 (2018).
  19. Balic, A., Thesleff, I. Tissue interactions regulating tooth development and renewal. Current Topics in Developmental Biology. 115, 157-186 (2015).
  20. Yu, T., Klein, O. D. Molecular and cellular mechanisms of tooth development, homeostasis and repair. Development. 147 (2), (2020).
  21. Krivanek, J., Buchtova, M., Fried, K., Adameyko, I. Plasticity of dental cell types in development, regeneration, and evolution. Journal of Dental Research. 102 (6), 589-598 (2023).
  22. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  23. Cetera, M., Leybova, L., Joyce, B., Devenport, D. Counter-rotational cell flows drive morphological and cell fate asymmetries in mammalian hair follicles. Nature Cell Biology. 20 (5), 541-552 (2018).
  24. Held, M., Santeramo, I., Wilm, B., Murray, P., Lévy, R. Ex vivo live cell tracking in kidney organoids using light sheet fluorescence microscopy. PLoS ONE. 13 (7), 0199918 (2018).
  25. Mesa, K. R., et al. Homeostatic epidermal stem cell self-renewal is driven by local differentiation. Cell Stem Cell. 23 (5), 677-686 (2018).
  26. Mogollón, I., Ahtiainen, L. Live tissue imaging sheds light on cell level events during ectodermal organ development. Frontiers in Physiology. 11, 818 (2020).
  27. Prochazka, J., et al. Migration of founder epithelial cells drives proper molar tooth positioning and morphogenesis. Developmental Cell. 35 (6), 713-724 (2015).
  28. Morita, R., et al. Coordination of cellular dynamics contributes to tooth epithelium deformations. PLOS ONE. 11 (9), 0161336 (2016).
  29. Ahtiainen, L., Uski, I., Thesleff, I., Mikkola, M. L. Early epithelial signaling center governs tooth budding morphogenesis. The Journal of Cell Biology. 214 (6), 753-767 (2016).
  30. Panousopoulou, E., Green, J. B. A. Invagination of ectodermal placodes is driven by cell intercalation-mediated contraction of the suprabasal tissue canopy. PLoS biology. 14 (3), 1002405 (2016).
  31. Mogollón, I., Moustakas-Verho, J. E., Niittykoski, M., Ahtiainen, L. The initiation knot is a signaling center required for molar tooth development. Development. 148 (9), (2021).
  32. Kim, R., et al. Early perturbation of Wnt signaling reveals patterning and invagination-evagination control points in molar tooth development. Development. 148 (14), 199685 (2021).
  33. Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments JoVE. (90), e51969 (2014).
  34. Katsuragi, Y., et al. Bcl11b transcription factor plays a role in the maintenance of the ameloblast-progenitors in mouse adult maxillary incisors. Mechanisms of Development. 130 (9-10), 482-492 (2013).
  35. Dassule, H. R., Lewis, P., Bei, M., Maas, R., McMahon, A. P. Sonic hedgehog regulates growth and morphogenesis of the tooth. Development. 127 (22), 4775-4785 (2000).
  36. Belteki, G., et al. Conditional and inducible transgene expression in mice through the combinatorial use of Cre-mediated recombination and tetracycline induction. Nucleic Acids Research. 33 (5), 51 (2005).
  37. Tumbar, T., et al. Defining the epithelial stem cell niche in skin. Science. 303 (5656), 359-363 (2004).
  38. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45 (9), 593-605 (2007).
  39. Kimura, H., Cook, P. R. Kinetics of core histones in living human cells. The Journal of Cell Biology. 153 (7), 1341-1354 (2001).
  40. Kanda, T., Sullivan, K. F., Wahl, G. M. Histone-GFP fusion protein enables sensitive analysis of chromosome dynamics in living mammalian cells. Current Biology: CB. 8 (7), 377-385 (1998).
  41. Huang, Q., et al. The frontier of live tissue imaging across space and time. Cell Stem Cell. 28 (4), 603-622 (2021).
  42. Skylaki, S., Hilsenbeck, O., Schroeder, T. Challenges in long-term imaging and quantification of single-cell dynamics. Nature Biotechnology. 34 (11), 1137-1144 (2016).
  43. Knoblich, J. A. Mechanisms of asymmetric stem cell division. Cell. 132 (4), 583-597 (2008).
  44. Li, S., et al. Overview of the reporter genes and reporter mouse models. Animal Models and Experimental. 1 (1), 29-35 (2018).
  45. Mort, R. L., et al. Fucci2a: a bicistronic cell cycle reporter that allows Cre mediated tissue specific expression in mice. Cell Cycle. 13 (17), 2681-2696 (2014).
  46. Krivanek, J., et al. Dental cell type atlas reveals stem and differentiated cell types in mouse and human teeth. Nature Communications. 11 (1), 4816 (2020).
  47. Dailey, M. E., Marrs, G. S., Kurpius, D. Maintaining live cells and tissue slices in the imaging setup. Cold Spring Harbor protocols. 2011 (4), (2011).
  48. Gorczyca, W., Bruno, S., Darzynkiewicz, R., Gong, J., Darzynkiewicz, Z. DNA strand breaks occurring during apoptosis - their early insitu detection by the terminal deoxynucleotidyl transferase and nick translation assays and prevention by serine protease inhibitors. International Journal of Oncology. 1 (6), 639-648 (1992).
  49. Aguilera-Castrejon, A., et al. Ex utero mouse embryogenesis from pre-gastrulation to late organogenesis. Nature. 593 (7857), 119-124 (2021).
  50. Wale, P. L., Gardner, D. K. Time-lapse analysis of mouse embryo development in oxygen gradients. Reproductive Biomedicine Online. 21 (3), 402-410 (2010).
  51. Tse, H. M., Gardner, G., Dominguez-Bendala, J., Fraker, C. A. The importance of proper oxygenation in 3D culture. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, 634403 (2021).
  52. Spinelli, J. B., et al. Fumarate is a terminal electron acceptor in the mammalian electron transport chain. Science. 374 (6572), 1227-1237 (2021).
  53. Johnson, S., Rabinovitch, P. Ex-vivo imaging of excised tissue using vital dyes and confocal microscopy. Current Protocols in Cytometry. , (2012).
  54. Combs, C. A., Shroff, H. Fluorescence microscopy: a concise guide to current imaging methods. Current Protocols in Neuroscience. 79, 1-25 (2017).
  55. McCoy, R. J., O'Brien, F. J. Influence of shear stress in perfusion bioreactor cultures for the development of three-dimensional bone tissue constructs: a review. Tissue Engineering. Part B, Reviews. 16 (6), 587-601 (2010).
  56. Chen, K. D., et al. Mechanotransduction in response to shear stress. Roles of receptor tyrosine kinases, integrins, and Shc. The Journal of Biological Chemistry. 274 (26), 18393-18400 (1999).
  57. Seddiqi, H., et al. Inlet flow rate of perfusion bioreactors affects fluid flow dynamics, but not oxygen concentration in 3D-printed scaffolds for bone tissue engineering: Computational analysis and experimental validation. Computers in Biology and Medicine. 124, 103826 (2020).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Geli im BiyolojisiSay 200H cre HareketleriFare Di YenilemeFare Kesici Di iEpitelyal K k H crelerMezenkimal K k H crelerDi RejenerasyonuDoku HomeostazH cresel Etkile imlerEksplant K lt r SistemiMultifoton Timelapse MikroskobuUzay zamansal BilgiH cre Davran larCanl DokuDi Ara t rmalarDinamik H cresel S re ler

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır