Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Temsili Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Hemorajik şok her yıl dünya çapında 1,9 milyon insanı öldürüyor. Küçük hayvanlar sıklıkla hemorajik şok modelleri olarak kullanılır, ancak standardizasyon, tekrarlanabilirlik ve klinik önem konularıyla ilişkilidir, bu nedenle alaka düzeylerini sınırlar. Bu makalede, sıçanlarda klinik olarak anlamlı yeni bir hemorajik şok modelinin geliştirilmesi anlatılmaktadır.

Özet

Son yıllarda, hayvan modellerinin geliştirilmesi, çeşitli patolojileri daha iyi anlamamıza ve yeni tedavileri tanımlamamıza izin verdi. Hemorajik şok, yani büyük miktarda kanın hızlı kaybına bağlı organ yetmezliği, çeşitli yolakları içeren oldukça karmaşık bir patofizyoloji ile ilişkilidir. Çok sayıda mevcut hemorajik şok hayvan modeli, insanlarda olanları kopyalamaya çalışır, ancak bu modellerin klinik uygunluk, tekrarlanabilirlik veya standardizasyon açısından sınırları vardır. Bu çalışmanın amacı, yeni bir hemorajik şok modeli geliştirmek için bu modelleri rafine etmektir. Kısaca, hemorajik şok, erkek Wistar Han sıçanlarında (11-13 haftalık) ortalama arter basıncında bir düşüşten sorumlu kontrollü bir kan kaybı ile indüklenmiştir. 75 dakikalık bir sonraki aşama, hemorajik şokun patofizyolojik yollarını tetiklemek için 32 mmHg ile 38 mmHg arasında düşük bir ortalama arteriyel kan basıncını korumaktı. Protokolün son aşaması, kan basıncını yükseltmek için intravenöz sıvılar, Ringer Laktat çözeltisi ile hasta bakımını taklit etti. Protokol başladıktan 16 saat sonra laktat ve davranış skorları değerlendirilirken, hemodinamik parametreler ve plazmatik belirteçler yaralanmadan 24 saat sonra değerlendirildi. Hemorajik şok indüksiyonundan yirmi dört saat sonra, hemorajik şok grubunda ortalama arteriyel ve diyastolik kan basıncı azaldı (p < 0.05). Kalp atış hızı ve sistolik kan basıncı değişmeden kaldı. Hemorajik şok ile tüm organ hasar belirteçleri arttı (p < 0.05). Laktatemi ve davranış skorları sahte gruba göre artmıştı (p < 0.05). Sonuç olarak, burada tarif edilen protokolün, özellikle yeni moleküllerin terapötik potansiyelini değerlendirmek için sonraki çalışmalarda kullanılabilecek ilgili bir hemorajik şok modeli olduğunu gösterdik.

Giriş

Hemorajik şok (HS), doku disoksisi ile sonuçlanan önemli kan hacmi kaybı ile karakterize bir şok halidir. HS, hemodinamik ve metabolik değişikliklerin yanı sıra pro- ve anti-inflamatuar yanıtlarla ilişkili karmaşık bir patolojidir. Dünya çapında her yıl yaklaşık 1,9 milyon ölüm kanama ve sonuçlarına bağlanmaktadır1. Bakım için mevcut kılavuzlar öncelikle intravenöz sıvı uygulamasını (vazoaktif moleküllerle desteklenmiş veya desteklenmemiş) ve oksijen tedavisini içerir. Bununla birlikte, bu tedaviler semptomatiktir ve etkisiz olabilir, bu da HS ile ilişkili mortalitenin neden yüksek kaldığını açıklar2. Bu, yeni moleküler ve hücresel mekanizmaların tanımlanmasının ve dolayısıyla mortaliteyi azaltmaya yönelik tedavilerin önemini haklı çıkarmaktadır.

Hayvan modelleri, hastalıklarda yer alan patofizyolojik mekanizmaların deşifre edilmesine ve yeni terapötik stratejilerin test edilmesine izin verir. Literatürde hemorajik şokun çok sayıda hayvan modeli bulunmaktadır. Bu modeller sadece kullanılan türlerde değil, aynı zamanda HS'yi indükleme araçlarında da farklılık gösterir (örneğin, sabit basınç ve sabit hacim) (Tablo 1, Tablo 2)3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 . Ayrıca, protokoller aynı model tipi içinde farklılık gösterir (ör., kanama zamanı, hedeflenen ortalama arter basıncı) (Tablo 3)14,15,16,17,18,19,20. Mevcut hemorajik şok modellerinin çok çeşitli olması ve klinik durumun tekrarlanmasının karmaşıklığı göz önüne alındığında, bu patolojinin klinik öncesi çalışması sınırlı kalmaktadır. Tekrarlanabilir, standardize edilebilir ve uygulaması kolay bir hemorajik şok modelinin geliştirilmesi herkesin yararınadır. Bu, çeşitli çalışmalar arasında karşılaştırma yapmayı kolaylaştıracak ve böylece hemorajik şokun karmaşık patofizyolojisini çözecektir. Bu protokolün amacı, sabit hacimli iki ardışık kanama fazı ve ardından sabit bir düşük tansiyon fazı kullanarak sıçanlarda klinik olarak anlamlı yeni bir hemorajik şok modeli geliştirmekti.

Tablo 1: Hemorajik şok için model olarak kullanılan türler 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tablo 2: Farklı hemorajik şok türleri13. Bu tabloyu indirmek için lütfen tıklayınız.

Tablo 3: Sabit bir basınç protokolü tarafından indüklenen sıçanlarda deneysel hemorajik şok modellerinin çeşitliliğine örnek. Hemorajik şokun farklı deneysel modelleri için parametrelerin özeti. Kırmızı ile gösterilen damarlar arterlerdir ve mavi ile gösterilenler damarlardır. Resüsitasyon için, örneklenen kanın hacmi referans olarak kullanılır (kan: şok sırasında örneklenen kanınkiyle aynı hacimde resüsitasyon; x2: şok sırasında örneklenen kanın iki katı hacimde resüsitasyon; x4: şok sırasında örneklenen kanın dört katı hacimde resüsitasyon). MAP: Ortalama arteriyel basınç; RL: Zil Laktat 14,15,16,17,18,19,20. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Protokol

Tüm prosedürler, Avrupa Birliği'nin 2010/63/EU sayılı Direktifine göre bölgesel etik kurula (protokol (#17858 ve #32499, CEEA-Pays de la Loire, Fransa) uygun olarak onaylanmış ve gerçekleştirilmiştir. Raporlama, mevcut ARRIVE yönergelerine ve Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'na (NIH Pub. No. 85-23, revize edilmiş 2011) uygundur.

1. Sıçanlar hakkında etik durum ve genel bilgiler

  1. Erkek Wistar Han fareleri (Charles River, Saint-Germain-Nuelles, Fransa) 10 haftalıkken Unité Thérapeutique Expérimentale'ye teslim edildi. Fareleri standart sıcaklık (21-24 °C), nem (%40-60) ve saat 07:30'da başlayan bir ışık periyodu ile 12 saatlik aydınlık / karanlık döngüsü altında en az 1 hafta boyunca barındırın.
  2. Yiyecek ve su ad libitum sağlayın. Protokol için 300-400 g ağırlığında 11-13 haftalık sıçanlar kullanın.

2. Oda kurulumu ve hazırlık adımları

  1. Anestezi istasyonunu açın, ısıtma matını 37,5 °C'ye ayarlayın ve steril olmayan bir örtü ile örtün.
  2. Protokol için gerekli cerrahi aletleri sterilize edin: DeBakey atravmatik forseps (1), ince ve keskin makas veya neşter (1), standart model forseps (2), iğne tutucular (1), Vannas mikro diseksiyon makası (1), kelepçe (1).
  3. Juguler ven ve femoral arter için kateterler hazırlayın.
    1. Juguler ven kateteri için, Polietilen (PE) boruyu (PE50) 23 G'lik bir iğneye, ucu uçtan kesilmiş şekilde monte edin.
    2. Femoral arter kateteri için, adım 2.3.1'de tarif edileni hazırlayın ve PE50 tüpünün ucuna bir PE10 tüpü takın.
  4. Femoral arter ve juguler ven için basınç dönüştürücü ve kateterleri, 100 UI/mL'de heparinize edilmiş laktasyonlu Ringer solüsyonu ile doldurarak hazırlayın. Kateterlerin ve basınç dönüştürücüsünün ucuna 100 UI/mL'de heparinize edilmiş laktasyonlu Ringer solüsyonu içeren 2 mL'lik bir şırınga yerleştirin. Sinyal kusurlarına neden olduğu için baloncuk almamaya dikkat edin.
  5. Basınç dönüştürücüsüyle ilişkili yazılımı açın ve tedarikçinin talimatlarına göre kalibre edin.

3. Farenin ameliyat için hazırlanması

  1. Sıçanı bir indüksiyon kutusu ile uyuşturun (parametreler: sevofluran% 8, hava akış hızı: 1 L / dak). Anestezi derinliğini pedal refleksi ile kontrol ettikten sonra, anesteziyi 0.6 L / dak hava akış hızı ile sevofluran% 4'te tutun. Bu moleküllerin hemodinamik etkileri nedeniyle preoperatif analjezik kullanımından kaçınıldı.
    NOT: Bu adımdan itibaren anestezi derinliği her 20 dakikada bir pedal refleksi ile değerlendirilir.
  2. Fareyi tartın, bir ısıtma matı üzerine dorsal dekübit pozisyonuna getirin ve kasık ve boyun bölgelerinde epilasyon yapın.
  3. Steril olmayan gazlı bez pedleri kullanarak epilasyondan arındırılmış alanları alternatif% 10 ve% 4 povidon-iyot solüsyonları (her biri 3 kez) ile dezenfekte edin.
  4. Kurumayı önlemek için hayvanın gözlerine bir damla oftalmik merhem sürün.
  5. Fareyi ameliyat masasının (dorsal dekübit) üzerindeki bir ısıtma matına yerleştirin. Sıçanın sıcaklığını kontrol etmek için yağlanmış rektal probu yerleştirin. Anesteziyi 0,6 L / dak hava akış hızı ile sevofluran% 4'te tutun.
  6. Eldivenleri steril olanlarla değiştirin, steril örtüyü farenin üzerine yerleştirin ve kasık ve boyun bölgelerinden kesin.

4. Juguler ven kanülasyonu

  1. Görünür nabız atışı ile sağ alt boyun bölgesinde, klavikula üzerinde juguler bölgeyi bulun. DeBakey atravmatik forsepsleri kullanarak cildi nazikçe kavrayın, ardından ince, keskin bir makas veya neşter kullanarak hassas bir kesi yapın.
  2. Kesilen bölgeye bir damla lokal anestezik (% 2) uygulayın. Standart desen forseps ile dokuyu nazikçe kesin.
  3. Şah damarını bulun ve standart desen forseps ile kas bölmesinden nazikçe serbest bırakın. 4/0 ipek dikiş ipliği yerleştirin ve distal tarafı (başa doğru) güvenli bir şekilde bağlayın. Şah damarını germek için dikişi iğne tutucularla birlikte kullanın.
  4. Proksimal tarafa (kalbe doğru) 4/0 dikiş yerleştirin ve sıkmadan bir cerrah düğümü hazırlayın. Vannas mikro diseksiyon makası kullanarak şah damarında küçük bir kesi yapın.
  5. Damar duvarını küçük forsepslerle dikkatlice kavradıktan sonra, PE50 kateterini juguler ven içine elle veya standart bir model forseps ile yerleştirin. Bu aşamada, damardan sızabilecek nihai kan damlalarını silmek için steril bir gazlı bez kullanın.
  6. Kateteri hafifçe ilerletin (0,5 cm) ve az miktarda kan çekerek ve ardından yeniden enjekte ederek damar içindeki doğru yerleşimini doğrulayın (kanüldeki kan, damarda olduğunu gösterir). Kateteri sabitlemek için önceden hazırlanmış düğümü sıkın.
  7. Kateteri yerinde bırakın, emzirilmiş Ringer solüsyonu ile önceden doldurulmuş bir şırıngaya bağlı bırakın ve kesilen alanı nemli steril bir gazlı bezle örtün.

5. Femoral arter kanülasyonu

  1. Sol bacağın Scarpa üçgeninin derisini kavramak için DeBakey atravmatik forseps kullanın ve ince ve keskin bir makas veya neşter ile bir kesi yapın. Kesilen bölgeye bir damla lokal anestezik (% 2) uygulayın. Standart desen forseps ile dokuyu nazikçe genişletin.
  2. Femoral triadı (arter, ven ve sinir) bulun. Üçlünün altından bir forseps geçirin ve ikinci standart desen forsepslerini kullanarak, arteri sinir ve femoral venden çok nazikçe ayırın.
    NOT: Arter daha küçük, pembe ve titreşimlidir. Bu kritik bir adımdır; Damar ve arter kırılgandır ve kolayca yırtılabilir.
  3. 4/0 dikiş yerleştirin ve femoral arteri distal olarak (bacak tarafı) bağlayın. Femoral arteri germek için iğne tutucularla dikişi alın. Proksimal tarafa (kalp tarafı) 4/0'lık bir dikiş yerleştirin ve kapatmadan bir düğüm hazırlayın. Arteri klempleyin (klempi proksimal yan sütürün yukarısına yerleştirin).
  4. Femoral arteri Vannas mikro diseksiyon makası ile enine kesin (arterden küçük bir hacimde kan akmalıdır). Standart model forseps kullanarak, arter duvarını nazikçe kavrayın ve femoral arteri kateter (PE10 uçlu) ile forseps ile tutarak kanüle edin.
  5. Sızıntı olup olmadığını kontrol etmek için kelepçeyi nazikçe açın ve ardından basınç sinyalini kontrol edin (kateterin femoral arterde olduğunu doğrular) ve kanın katetere geri akmadığını kontrol edin (valflerden/basınç dönüştürücüsünden sızıntı belirtisi).
  6. Sinyal iyiyse (beklenen değerler: sistolik kan basıncı: 120 mmHg, diyastolik kan basıncı: 80 mmHg) ve sızıntı belirtisi yoksa, kateteri hafifçe (0,5 cm) ilerletin ve önceden hazırlanmış cerrah düğümünü sıkın.
  7. Hayvanı 100 UI / kg'da heparine edin ve kesilen alanın üzerine nemli bir steril gazlı bez uygulayın. Ameliyattan sonra, anesteziyi 0.6 L / dak hava akış hızında% 3 sevofluran'da tutun.

6. Hemorajik şok protokolü (Şekil 1)

  1. Aşama 1: Stabilizasyon (5 dk).
    1. Heparinizasyondan sonra basınç değerlerinin stabilize olması için 10 dakika bekleyin. Bazal hemodinamik değerler için 5 dakikalık bir kayıt yapın.
  2. Aşama 2: Kan kaybı (5 dk):
    NOT: Bu aşama, modelin sabit hacimli aşamasına karşılık gelir.
    1. 1 mL'lik bir şırınga kullanarak femoral arterden 5 dakika (500 μL / 30 s) boyunca 5 mL kan alın (beklenen değerler: sistolik kan basıncı: 45 mmHg, diyastolik kan basıncı: 30 mmHg).
    2. Oda sıcaklığında% 50 emzirilmiş Ringer çözeltisi ile% 50 toplanan kandan oluşan bir karışım hazırlayın. Karışımı 2 mL'lik bir şırıngaya koyun ve juguler ven kanülünün ucuna yerleştirin.
  3. Faz 3: Hemorajik şok (75 dk)
    NOT: Bu faz, modelin sabit basınçlı fazıdır.
    1. Ortalama arter basıncını ortalama 35 mmHg'de tutun. Ortalama arteriyel basınç 38 mmHg'ye eşit veya daha yüksek olduğunda, femoral arter yoluyla 200 μL kan çekin (n = 12 sıçanda ortalama: 10.2 mL).
    2. Ortalama arteriyel basınç 32 mmHg'nin altına düşerse, juguler ven yoluyla 200 μL% 50 kan -% 50 laktasyonlu Ringer çözeltisi karışımı enjekte edin (n = 12 sıçanda ortalama: 0.90 mL).
    3. Hemorajik şok fazının sonunda kuyruğun bir gazlı bez ile steril bir şekilde hazırlanmasından sonra bir iğnenin ucunu (26 G) kullanarak kuyruğun ucundan bir kan damlası üzerindeki periferik kan laktatını ölçün.
  4. Faz 4: İntravenöz sıvı resüsitasyonu (20 dk)
    1. 20 mL'lik bir şırınga ile juguler kateterden 20 mL'lik bir şırınga ile 20 dakika boyunca (350 g'lık bir sıçan için 10.5 mL / s'lik akış hızı) oda sıcaklığında (RT) emzirilmiş bir Ringer solüsyonu ile resüsitasyon yapın.

7. Ameliyatın sona ermesi ve iyileşme ve ameliyat sonrası takip

  1. Şah damarını ve femoral arteri klempleyin ve kateteri çıkarın. Ligate gemileri. Kan sızmadığını dikkatlice kontrol edin.
  2. Kesilen bölgelere bir damla lokal anestezik ekleyin. 5-0 steril sütür kullanılarak cilt altı ve cilt dikişleri ile kesilen bölgelere dikilmelidir. % 10 povidon-iyot çözeltisi ile dezenfekte edin.
  3. 26 G iğne ile 1 mL'lik bir şırınga kullanarak deri altına buprenorfin (0.05 mg / kg, 0.3 mL / kg) enjekte edin.
  4. Sıcaklığı izlerken farenin anesteziden vazgeçmesini bekleyin. Uyanma belirtileri gösterdiğinde (vibrissae hareketi, pençe hareketleri), rektal probu çıkarın ve fareyi kafesine bir ısıtma matı üzerine yerleştirin. 10 dakika sonra, fareyi konaklama odasına geri koyun.
  5. Buprenorfini her 8 saatte bir deri altına (0.05 mg / kg, 0.3 mL / kg) uygulayın.
  6. Adım 6.3'te açıklandığı gibi hemorajik şok indüksiyonundan 16 saat sonra solunum hızını, davranışı, sıcaklığı ve kan laktatını değerlendirin.

figure-protocol-10009
Şekil 1: Karışık sıçan hemorajik şokunun modeli. Şununla oluşturuldu BioRender.com Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

8. Hemorajik şok indüksiyonundan 24 saat sonra

  1. Hayvanı adım 3.1'de tarif edildiği gibi uyuşturun. Hayvanı ameliyat masasına yerleştirin ve rektal probu adım 3.5'te anlatıldığı gibi yerleştirin. Kateteri karotis arter kanülasyonu için adım 2.3 ve 2.4'te juguler ven için tarif edildiği gibi hazırlayın.
  2. Cildi kavramak için DeBakey atravmatik forseps kullanın ve ince ve keskin bir makas veya neşter ile boynun ortasında bir kesi yapın. Bir damla lokal anestezik uygulayın (lidokain% 2).
  3. Standart desen forseps ile dokuyu nazikçe genişletin. Tükürük bezlerini ayırın, ardından trakeal halkaları ortaya çıkarmak için trakeal kası açın.
  4. Sol karotis arteri alın ve standart patern forseps ile sinirden ayırın (hayvanın solunumunun hızlanması muhtemeldir). Karotis arteri distal olarak (baş tarafı) 4/0 ipek iplik ile bağlayın.
  5. Proksimal tarafa (kalp tarafı) bir dikiş ipliği yerleştirin ve kapatmadan bir cerrah düğümü hazırlayın. Arteri klempleyin (klempi proksimal yan sütürün yukarısına yerleştirin).
  6. Karotis arteri Vannas mikro diseksiyon makası ile kesin (arterden küçük bir hacimde kan akmalıdır). Standart model forseps kullanarak, açıklığı genişletmek için arter duvarını hafifçe kavrayın ve karotis arteri sağlanan kateter ile forseps ile tutarak kanüle edin.
  7. Kateter yerleşimini doğrulamak için basınç sinyalini açın ve kontrol edin ve kanın katetere geri akmadığını kontrol edin (valflerden/basınç dönüştürücüsünden sızıntı belirtisi).
  8. Sinyal iyiyse ve sızıntı yoksa, kateteri hafifçe (0,5 cm) ilerletin ve önceden hazırlanmış cerrah düğümünü sıkın ve sabitleyin.
  9. Hayvanı 100 UI / kg'da heparine edin ve insizyon üzerine nemli steril bir kompres uygulayın.
  10. Ameliyattan sonra, 0.6 L / dak hava akış hızında% 3 sevofluran kullanarak anesteziyi koruyun.
  11. 24 saatlik hemodinamik değerleri kaydetmek için 10 dakika bekleyin (beklenen değerler: sistolik kan basıncı: 120 mmHg, diyastolik kan basıncı: 60 mmHg).
  12. Organ hasarının plazmatik belirteçlerini değerlendirmek için, karotis arterden 1 mL kan alın ve 10 dakika boyunca 1600 x g'da santrifüjleyin. Aliquot ve daha fazla analiz için plazma kaydedin.
  13. 24 saat sonra hemodinamik değerleri ölçtükten hemen sonra sıçan sakrifiye edin ve kan toplayın.
    NOT: Ötenazi yöntemi, daha sonra toplanacak olan belirli parametrelere veya örneklere uyarlanmalıdır. Sahte gruba hemorajik şok prosedürü (bölüm 6) olmadan sadece cerrahi (bölüm 1-5, 7 ve 8) uygulanır. Hayvanlar, deneyci tarafından sahte ve hemorajik şok grupları arasında rastgele atandı. Sadece deneyci, deneyin farklı aşamalarında grup tahsisinin farkındaydı.

Temsili Sonuçlar

Yukarıda tarif edilen protokolü takiben, hemorajik şokun indüksiyonundan 24 saat sonra çeşitli hemodinamik parametreleri değerlendirdik. Bazal ortalama arteriyel basınç (hemorajik şok protokolünün başlamasından önce) sahte ve hemorajik şok grupları arasında benzerdir (Şekil 2A). Beklendiği gibi, hemorajik şok protokolü ile ortalama arter basıncı önemli ölçüde azalır, bu da diyastolik kan basıncındaki düşüşle açıklanabilir (Ortalama arter basıncı: Sham: 92 mmHg ± 3 mmHg; HS: 82 mmHg ± 2 mmHg; Diyastolik kan basıncı: 73 mmHg ± 3 mmHg; HS: 61 mmHg ± 2 mmHg) (Şekil 2B, C). Hemorajik şok sistolik kan basıncını, nabız basıncını ve kalp atış hızını etkilemez (Şekil 2D-F). Şok indeksi (kalp atış hızı/sistolik kan basıncı oranı) ve modifiye şok indeksi (MSI) (kalp atış hızı/ortalama kan basıncı oranı) ağır hastalarda mortalitenin iki belirleyicisidir 14,15. Değerler ne kadar yüksek olursa, ölüm riski de o kadar yüksek olur. Bu modelde, şok indeksi iki grup arasında modifiye edilmezken, hemorajik şokta modifiye şok indeksi artma eğilimindedir (MSI: Sham: 4.24 ± 0.11; HS: 4.70 ± 0.15) (Şekil 2G,H).

figure-representative results-1448
Şekil 2: Hemorajik şokun hemodinamik parametreler üzerindeki etkisi. (A) Bazal ortalama arter basıncı, (B) ortalama arter basıncı, (C) diyastolik kan basıncı, (D) sistolik kan basıncı, (E) nabız basıncı, (F) kalp hızı, (G) şok indeksi ve (H) Sham ve hemorajik şok hayvanları arasında modifiye şok indeksi. Sonuçlar ortalama ± SEM olarak temsil edilir. İstatistiksel anlamlılık eşleşmemiş t-testi ile değerlendirildi. *: p < 0.05; : p < 0.001. n = 6-12 olur. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Hemorajik şok sırasında global metabolik bozukluk laktatemi ile değerlendirilebilir. Beklendiği gibi, hemorajik şok protokolünden sonra ve 16 saat sonra laktatemi arttı (Protokol sonu: Sham: 1.13 mmol/L ± 0.14 mmol/L; HS: 5,98 mmol/L ± 0,39 mmol/L; H+16: Sahte: 1,95 mmol/L ± 0,23 mmol/L; HS: 2,95 mmol/L ± 0,19 mmol/L) (Şekil 3A,B). Sıcaklık ve solunum hızı, şok durumunun bir pro-inflamatuar yanıt özelliği olan Sistemik İnflamatuar Yanıt Sendromunun (SIRS) iki bileşenidir. Hemorajik şok indüksiyonundan 16 saat sonra iki grup arasında ne sıcaklık ne de solunum hızı modifiye edilmez (Şekil 3C,D). Hemorajik şokun duruş, aktivite vb. gibi birkaç davranış parametresi üzerindeki etkisini değerlendirdik (Ek Dosya 1). Protokolden 16 saat sonra hemorajik şok grubunda davranışsal skor artar (Sham: 0.33 ± 0.21; HS: 2.27 ± 0.69) (Şekil 3E).

figure-representative results-3434
Şekil 3: Hemorajik şokun laktatemi, sıcaklık, solunum hızı ve davranış skoru üzerindeki etkisi. (A) Hemorajik şok protokolünün sonunda laktatemi, (B) laktatemi, (C) sıcaklık, (D) solunum hızı ve (E) Sham ve hemorajik şok hayvanları arasında hemorajik şok indüksiyonundan 16 saat sonra davranışsal skor. Sonuçlar ortalama ± SEM olarak temsil edilir. İstatistiksel anlamlılık eşleşmemiş t-testi ile değerlendirildi. *: p < 0.05; **: p < 0.01; : p < 0.001. n = 6-12 olur. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Hemorajik şok, bir organ disfonksiyonu ile ilişkilidir. Modelin klinik olarak anlamlı olup olmadığını değerlendirmek için, protokolden 24 saat sonra organ hasarının plazmatik belirteçlerini değerlendirdik. Kreatinemi (Sham: 19.13 μmol / L ± 0.33 μmol / L; HS: 28.88 μmol/L ± 2.69 μmol/L), kardiyak troponin T (Sham: 9.38 ng/L ± 1.87 ng/L; HS: 35.62 ng/L ± 2.28 ng/L) ve aspartat ve alanin amino transferaz (ASAT: Sham: 221 UI/L ± 48 UI/L; HS: 963 UI/L ± 144 UI/L; ALAT: Sahte: 36 UI/L ± 4 UI/L; HS: 323 UI/L ± 13 UI/L) sırasıyla böbrek, kalp ve karaciğerdeki hasarları yansıtan hemorajik şokla birlikte önemli ölçüde artar (Şekil 4).

figure-representative results-5054
Şekil 4: Hemorajik şok modeli organ disfonksiyonu ile ilişkilidir. (A) Kreatineminemi, (B) kardiyak troponin T, (C) aspartat aminotransferaz ve (D) alanin aminotransferaz seviyeleri, Sham ve hemorajik şok hayvanları arasında hemorajik şok indüksiyonundan 24 saat sonra. Sonuçlar ortalama ± SEM olarak temsil edilir. İstatistiksel anlamlılık eşleşmemiş t-testi ile değerlendirildi. *: p < 0.05; **: p < 0.01; : p < 0.001. n = 4 Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Ek dosya 1: Davranışsal puan ayrıntıları Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışmalar

Bu yazıda, ilk kez, sabit basınç ve sabit hacim modelleri arasındaki bir karışıma dayanan temsili bir hemorajik şok modelini tanımladık. Şok indüksiyonundan 24 saat sonra, modelimizin hemodinamik parametrelerde ve metabolizmada bir değişiklik ile ilişkili olduğunu gösterdik.

Karmaşık patofizyolojisi nedeniyle, hemorajik şokun incelenmesi, entegre hayvan modellerinin kullanılmasını gerektirir. Gerçekten de, in vitro yaklaşımlar bu hastalıkta yer alan tüm yolları taklit edemez. Hemorajik şok protokolünden sonra hayvanların uyandırılması, klinik durumun daha iyi tekrarlanmasını sağlayan bir adımdır. Hayvanları uyandırmanın zorluğu nedeniyle, çok az çalışma bu aşamayı dahil etmiştir. Hayvanları uyandıran nadir çalışmalar, onları kısa sürelerde (2 saat veya 6 saat) feda eder, bu da hastalar için neler olduğunu tam olarak yansıtmaz 16,18,23,24. Hemorajik şok modellerinin geliştirilmesine rağmen, sadece birkaç çalışma şok indüksiyonundan 24 saat sonra parametreleri (inflamasyon, apoptoz, organ disfonksiyonu) değerlendirmiştir, bu nedenle bu tür bir protokolün zorluğunu vurgulamaktadır 25,26,27. Bilgisayar ve matematiksel modellerin geliştirilmesi araştırmada devrim yarattı. Hemorajik şokun çok sayıda matematiksel modeli geliştirilmiştir, ancak bu modellerin çoğu hemorajik şok sırasında vücut sıvısı değişimlerinin tamamını hesaba katmamaktadır ve potansiyel klinik uygulanabilirlikten önce iyileştirme gerektirmektedir28. Bugüne kadar, ana zorluklardan biri, insanlarda patolojiyi mümkün olduğunca yakından taklit eden bir hayvan modelinin geliştirilmesidir.

Literatürde çok sayıda hemorajik şok modeli tanımlanmıştır ve vasküler yaklaşımlar, alınan kan hacimleri veya hedeflenen basınç ile farklılık göstermektedir13. Daha genel olarak, hemorajik şok modelleri 3 gruba ayrılabilir: sabit hacimli kanama, sabit basınçlı kanama ve kontrolsüz kanama. Sabit hacimli kanama ile standardizasyon ve tekrarlanabilirlik zordur ve sıçanın ağırlığı ile doğrusal olarak azalan kan hacmi / vücut ağırlığı oranı ile açıklanır. Sabit basınçlı kanama yaygın olarak kullanılmaktadır, bu nedenle ayarların (hedeflenen basınç, şok süresi) bir çalışmadan diğerine çok değişken olduğunu ve sonuçların bir modelden diğerine aktarılmasını zorlaştırdığını açıklar. Hemorajik şokun patofizyolojisinde çok önemli bir rol oynayan hemodinamik bozukluğun sistematik olarak değerlendirilmediğini ve bunun da çalışmalar arasındaki sonuçlardaki tutarsızlığı artırabileceğini belirtmek de önemlidir. Son olarak, kontrolsüz kanama modeli, klinik olarak anlamlı olmasına rağmen, tekrarlanabilirlik ve etik soruları gündeme getirmektedir. Klinik alaka düzeyini, standardizasyonu ve tekrarlanabilirliği mümkün olduğunca uzlaştırmak için, hem sabit hacimli hem de sabit basınçlı fazlara sahip karma bir model geliştirdik.

Burada açıklanan modelde, sıcaklık ve solunum hızı ameliyattan 24 saat sonra değiştirilmez. Bu, ameliyatın steril koşullar altında yapılması ve böylece proinflamatuar yanıtı sınırlaması ile açıklanabilir. Hemorajik şok, kan basıncındaki düşüşle ilişkili kan kaybına bağlı akut dolaşım yetmezliği olarak tanımlanır. İnsanlarda olduğu gibi, bu hemorajik şok modeli, özellikle diyastolik kan basıncındaki bir azalmaya bağlı olarak, ortalama arter basıncında bir azalmaya neden olur. İlginç bir şekilde ve daha önce açıklandığı gibi, bu hemorajik şokmodelinde resüsitasyon aşamasından sonra kalp atış hızı değişmez 29,30,31. Ortalama arteriyel basınçtaki düşüş muhtemelen azalmış organ perfüzyonu ile ilişkilidir ve bu da modelimizdeki çeşitli plazmatik belirteçlerdeki (kreatinemi, kardiyak troponin T, ASAT ve ALAT) artışla gösterilebilen multiviseral disfonksiyona yol açar. Oksijen kaynağındaki bozulma anaerobik metabolizmaya yol açar ve bu da laktatemi32'de bir artışa neden olur. Daha önce tarif edildiği gibi, bu hemorajik şok modeli kan laktat seviyelerinde30 bir artışa yol açar. Bu artış, femoral arter seviyesinde oluşan iskemi ile ilişkili olabilir. Bununla birlikte, sahte gruptaki hayvanların fizyolojik laktatemiye sahip olduğu ve hemorajik şok grubu ile aynı cerrahi prosedüre tabi tutulduğu göz önüne alındığında, bu artışın hemorajik şok protokolü ile bağlantılı olduğu görülmektedir. Birlikte ele alındığında, tüm bu veriler, bu çalışmada açıklanan protokolün, sıçanlarda yeni bir ilgili hemorajik şok modelinin geliştirilmesine izin verdiğini doğrulamaktadır.

Bu modelin sınırlaması, kanüller gibi plastik malzemelerle temas ettiğinde kanın doğal pıhtılaşmasını azaltmak için gerekli olan heparin kullanımıdır. Bununla birlikte, heparin kullanımı travmatik hemorajik şok ile ilişkili koagülopatiyi etkileyebilir33. Bu çalışma 11-13 haftalık sağlıklı erkek hayvanları içermektedir. Cinsiyet, yaş ve komorbiditelerin (hipertansiyon, diyabet vb.) sonuçları etkileyebileceği göz önüne alındığında, bunların etkisini modelimizde değerlendirmek uygun olacaktır. Protokolde, resüsitasyon adımı, koagülopatiyi ve doku ödemini teşvik edebilen bir kristaloid olan Ringer Laktatenjeksiyonu yoluyla gerçekleştirilir 34. Kan ürünlerinin kullanımı optimal olmasına rağmen, bunlar kıt ve bozulabilir ve tüm protokol için yeterli bir sıçan kanı stoğuna sahip olmak zor olabilir. Kan ürünü ve kristaloidler/kolloidler bazlı resüsitasyon hemorajik şok modelleri birbirini tamamlayan iki yaklaşımdır.

Bu modelin güçlü yönleri şunlardır: 1) yüksek tekrarlanabilirliği (sonuçlardaki düşük değişkenlik ile gösterilmiştir), 2) uygulama kolaylığı (aletlerin çoğu klasik ve vasküler yaklaşımlar bilinmektedir) ve 3) klinik önemi, özellikle hayvan uyanışı ve çoklu viseral disfonksiyon nedeniyle. Ek Dosya 1'de açıklanan davranışsal puana dayalı olarak, sınır noktaları belirlenmiştir. Ekteki tabloya göre 9'un üzerinde bir puana ulaşılırsa fedakarlık tartışılacaktır. 11 puana ulaşılırsa, hayvana sistematik olarak ötenazi uygulanacaktır. Bu çalışmada, hayvanların hiçbiri 8'den daha yüksek bir puana ulaşmadı ve bu nedenle hiçbiri çalışmadan çıkarılmadı. Bu, burada açıklanan modelin neden diğer 24 saatlik çalışmadan 3 kat daha düşük bir ölüm oranıyla ilişkili olduğunu açıklayabilir (%16'ya karşı %47)25.

Modelin kritik adımı hemorajik şok aşamasıdır. 32-38 mmHg basınç aralığına uymak önemlidir. Aslında, ortalama arter basınçlarının 32 mmHg'nin altında tutulmasının basınçta hızlı ve ani bir düşüşe neden olduğunu gözlemledik. Tersine, 38 mmHg'nin üzerinde bir basıncın korunması, klinik gerçekliğe yeterince yakın bir model sağlamaz. Bu gözlemler, diğer modellerde hedeflenen ortalama arteriyel basınç aralığınauygundur 13.

Sonuç olarak, bu çalışmada ayrıntıları verilen sıçan hemorajik şok modelinin klinik olarak anlamlı olduğunu ve hem yeni biyolojik aktörleri/yolakları tanımlayarak patofizyolojik mekanizmaları anlamada hem de farklı aday molekülleri test ederek yeni terapötik stratejiler belirlemede yararlı olabileceğini gösterdik.

Açıklamalar

Yazarlar, bu yazıda rapor edilen çalışmayı etkilemiş olabilecek bilinen hiçbir rekabet eden mali çıkarları veya kişisel ilişkileri olmadığını beyan ederler. Bu çalışmanın bulgularını destekleyen veriler, makul talep üzerine ilgili yazarlardan temin edilebilir.

Teşekkürler

Bu çalışma "Société Française d'Anesthésie et de Réanimation" (Paris, Fransa), "Fondation d'entreprises Genavie" (Nantes, Fransa), "Fédération française de cardiologie" (Fransa), "Agence nationale de la recherche" (20-ASTC-0032-01-hErOiSmE) (Paris, Fransa) ve "Direction Générale de l'Armement" (Paris, Fransa) tarafından desteklenmiştir. Thomas Dupas, doktorası sırasında Fransa'daki Direction Générale de l'Armement (DGA) ve Région des Pays de la Loire'den alınan hibelerle desteklendi. Antoine Persello, doktorası sırasında Fransa'daki InFlectis BioScience'tan alınan hibelerle desteklendi. Bu çalışmayı destekleyen "Agence Nationale de la Recherche" (Paris, Fransa), "Direction Générale de l'Armement" (Paris, Fransa) ve "Sauve ton coeur" derneğine (Fransa) teşekkür ederiz. UTE IRS-UN çekirdek tesisine (SFR Bonamy, Nantes Université, Nantes, Fransa) ve IBISA çekirdek tesisi Therassay'a (Nantes, Fransa) yardımları ve teknik destekleri için teşekkür ederiz.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL syringeTERUMOMDSS01SE
2.5 mL syringeTERUMOSS*02SE1
20 mL syringeTERUMOMDSS20ESE
Anesthesia induction chamberTEMSEGAHUBBIV4
BD Microlance 3 23 G needleBecton Dickinson300800
BD Microlance 3 26 G needleBecton Dickinson304300
Blood pressure transduceremka TECHNOLOGIESBP_T
BuprecareAxienceN/A1 mL vial, buprenorphine 0.3 mg/mL
DE BAKEY, Atraumatic Vascular ForcepsALLGAIER instrumente medical09-543-150
Dermal Betadine 10%MylanN/A125 mL bottle
Fine Forceps - Curved / SerratedFine Science Tools11065-07
GraphPad Prism 8GraphPad by Dotmatics-
Heating matsTEMSEGAOPT/THERM_MATELASSTEREORATS
Heparin sodiumPANPHARMA N/A5 mL bottle, 5,000 UI/mL
IOX2 softwareemka TECHNOLOGIESIOX_BASE_4c + IOX_FULLCARDIO_4a
Iris Scissors - ToughCutFine Science Tools14058-11
LidocaineFreseniusN/A10 mL bootle, 8.11 mg, lidocaine hydrochloride
MiniHub-V3.2TEMSEGAPF006
Moria 201/A Vessel Clamp - StraightFine Science Tools18320-11
Non sterile compressesRaffin70189
Non sterile drapeDutscher 30786
Olsen-Hegar Needle Holder with Scissors Fine Science Tools12002-12
Polyethylene tubing PE10PHYMEPBTPE-10
Polyethylene tubing PE50PHYMEPBTPE-50
RatsCharles Rivers-Male WISTAR HAN (10 weeks)
Rectal probeTEMSEGASONDE_TEMP_RATS
Ringer LactatesFresenius Kabi964175
Scrub Betadine 4%MylanN/A125 mL bottle
SevofluraneAbbottN/A250 mL bottle, gas 100%
Sevoflurane VaporizerTEMSEGASEVOTEC3NSELEC
StatStrip lactate test stripsNova Biomedical47486
StatStrip Xpress lactate MeterNova Biomedical47486
Sterile compressesLaboratoire SYLAMED211S05-50
Sterile drapeMölnlycke800330
Steriles glovesMEDLINEMSG7275
SutureOptilene3097141
Suture for vesselsSMI8150046
Syringe pumpVial médical16010
usbAMPemka TECHNOLOGIES-
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-00
VaselineCooperN/A10 mL vial
Vitamin A Dulcis (ALLERGAN)AllerganN/A10 g tube, Retinol

Referanslar

  1. Cannon, J. W. Hemorrhagic Shock. New Eng J Med. 378 (4), 370-379 (2018).
  2. Fox, E. E., Holcomb, J. B., Wade, C. E., Bulger, E. M., Tilley, B. C. Earlier endpoints are required for hemorrhagic shock trials among severely injured patients. Shock. 47 (5), 567-573 (2017).
  3. Frink, M., Andruszkow, H., Zeckey, C., Krettek, C., Hildebrand, F. Experimental trauma models: an update. J Biomed Biotechnol. 2011, 797383 (2011).
  4. Hauser, C. J. Preclinical models of traumatic, hemorrhagic shock. Shock. 24, 24-32 (2005).
  5. Kemming, G., et al. Can we continue research in splenectomized dogs? Mycoplasma haemocanis: Old problem - new insight. Eur Sur Res. 36 (4), 198-205 (2004).
  6. Carroll, R. G., Iamsa, S. G., Pryor, W. H., Allison, E. J. Single hemorrhage: A clinically relevant canine model of hemorrhagic shock. Resuscitation. 16 (2), 119-126 (1988).
  7. Cheung, A. T., Duong, P. L., Driessen, B., Chen, P. C., Jahr, J. S., Gunther, R. A. Systemic function, oxygenation and microvascular correlation during treatment of hemorrhagic shock with blood substitutes. Clin Hemorheol Microcirc. 34 (1-2), 325-334 (2006).
  8. . Hemorrhage and hemorrhagic shock in swine: A review Available from: https://apps.dtic.mil/sti/citations/ADA221297 (1990)
  9. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -. S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, 33-39 (2005).
  10. Redl, H., Bahrami, S. Large animal models: baboons for trauma, shock, and sepsis studies. Shock. 24, 88-93 (2005).
  11. Marques-Bonet, T., Cheng, Z., She, X., Eichler, E. E., Navarro, A. The genomic distribution of intraspecific and interspecific sequence divergence of human segmental duplications relative to human/chimpanzee chromosomal rearrangements. BMC Genom. 9, 384 (2008).
  12. Schlag, G., Redl, H. R., Till, G. O., Davies, J., Martin, U., Dumont, L. Anti-L-selectin antibody treatment of hemorrhagic-traumatic shock in baboons. Crit Care Med. 27 (9), 1900 (1999).
  13. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: A review. Eur Surg Res. 50 (2), 57-70 (2013).
  14. Zingarelli, B., Ischiropoulos, H., Salzman, A. L., Szabó, C. Amelioration by mercaptoethylguanidine of the vascular and energetic failure in haemorrhagic shock in the anesthetised rat. Eur J Pharmacol. 338 (1), 55-65 (1997).
  15. Gonzalez, R. J., Moore, E. E., Ciesla, D. J., Nieto, J. R., Johnson, J. L., Silliman, C. C. Post-hemorrhagic shock mesenteric lymph activates human pulmonary microvascular endothelium for in vitro neutrophil-mediated injury: the role of intercellular adhesion molecule-1. J Trauma. 54 (2), 219-223 (2003).
  16. Hoppen, R. A., Corso, C. O., Grezzana, T. J. M., Severino, A., Dal-Pizzol, F., Ritter, C. Hypertonic saline and hemorrhagic shock: hepatocellular function and integrity after six hours of treatment. Acta Cir Bras. 20 (6), 414-417 (2005).
  17. Rupani, B., et al. Relationship between disruption of the unstirred mucus layer and intestinal restitution in loss of gut barrier function after trauma hemorrhagic shock. Surgery. 141 (4), 481-489 (2007).
  18. Cai, B., Dong, W., Sharpe, S., Deitch, E. A., Ulloa, L. Survival and inflammatory responses in experimental models of hemorrhage. J Surg Res. 169 (2), 257-266 (2011).
  19. Esiobu, P., Childs, E. W. A rat model of hemorrhagic shock for studying vascular hyperpermeability. Methods Mol Biol. 1717, 53-60 (2018).
  20. Sordi, R., Chiazza, F., Patel, N. S. A., Doyle, R. A., Collino, M., Thiemermann, C. Preconditioning' with low dose lipopolysaccharide aggravates the organ injury / dysfunction caused by hemorrhagic shock in rats. PLoS One. 10 (4), 0122096 (2015).
  21. Liu, Y., et al. Modified shock index and mortality rate of emergency patients. World J Emerg Med. 3 (2), 114-117 (2012).
  22. Sahu, N., et al. Shock index as a marker for mortality rates in those admitted to the medical intensive care unit from the emergency department. Cureus. 12 (4), e7903 (2020).
  23. Zou, L., et al. Glucosamine improves cardiac function following trauma-hemorrhage by increased protein O-GlcNAcylation and attenuation of NF-κB signaling. Am J Physiol Heart Circ Phy. 296 (2), H515-H523 (2009).
  24. Nöt, L. G., Marchase, R. B., Fülöp, N., Brocks, C. A., Chatham, J. C. Glucosamine administration improves survival rate after severe hemorrhagic shock combined with trauma in rats. Shock. 28 (3), 345 (2007).
  25. Nöt, L. G., Brocks, C. A., Vámhidy, L., Marchase, R. B., Chatham, J. C. Increased O-linked β-N-acetylglucosamine levels on proteins improves survival, reduces inflammation and organ damage 24 hours after trauma-hemorrhage in rats. Crit Care Med. 38 (2), 562-571 (2010).
  26. Patel, N. M., et al. Inhibition of macrophage migration inhibitory factor activity attenuates haemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Front Immunol. 13, 886421 (2022).
  27. Patel, N. M., et al. Inhibition of Bruton's tyrosine kinase activity attenuates hemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Ann Surg. 277 (3), e624-e633 (2023).
  28. Curcio, L., D'Orsi, L., De Gaetano, A. Seven mathematical models of hemorrhagic shock. Comput Math Methods Med. 2021, e6640638 (2021).
  29. Rönn, T., Lendemans, S., de Groot, H., Petrat, F. A new model of severe hemorrhagic shock in rats. Comp Med. 61 (5), 419-426 (2011).
  30. Hussmann, B., Lendemans, S., de Groot, H., Rohrig, R. Volume replacement with Ringer-lactate is detrimental in severe hemorrhagic shock but protective in moderate hemorrhagic shock: studies in a rat model. Crit Care. 18 (1), 5 (2014).
  31. Mihara, R., Takasu, A., Maemura, K., Minami, T. Prolonged severe hemorrhagic shock at a mean arterial pressure of 40 mmHg does not lead to brain damage in rats. Acute Med Surg. 5 (4), 350-357 (2018).
  32. Vincent, J. -. L., De Backer, D. Circulatory shock. N Engl J Med. 369 (18), 1726-1734 (2013).
  33. Halbgebauer, R., et al. Hemorrhagic shock drives glycocalyx, barrier and organ dysfunction early after polytrauma. J Crit Care. 44, 229-237 (2018).
  34. Chipman, A. M., Jenne, C., Wu, F., Kozar, R. A. Contemporary resuscitation of hemorrhagic shock: What will the future hold. Am J Surg. 220, 580-588 (2020).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Anahtar Kelimeler Hemorajik okhayvan modelis anlarortalama arter bas ncorgan yetmezli ipatofizyolojilaktathemodinamikorgan hasar belirte leridavran sal skorlar

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır