Mezenkimal Kök Hücreler ve Retinal Pigment Epiteli Arasında İn Vitro Tünelleme Nanotüpleri Yoluyla Mitokondriyal Transfer

Özet

Burada, mitokondriyal izleme, mezenkimal kök hücrelerin (MSC'ler) ve retinal pigment epitel hücrelerinin (ARPE19) doğrudan ko-kültür prosedürlerinin yanı sıra, MSC'ler ve ARPE19 hücreleri arasındaki TNT'ler yoluyla mitokondriyal alışverişi karakterize etmek için tünelleme nanotüpleri (TNT) oluşumunu ve mitokondriyal transferi gözlemleme ve istatistiksel olarak analiz etme yöntemlerini içeren bir protokol sunuyoruz.

Özet

Mitokondriyal transfer, çeşitli hücre türleri arasında yaygın olarak meydana gelen normal bir fizyolojik olgudur. Bugüne kadar yapılan çalışmada, mitokondriyal taşıma için en önemli yol, tünelleme nanotüplerinden (TNT'ler) geçmektedir. Mezenkimal kök hücrelerin (MSC'ler) mitokondriyi TNT'ler aracılığıyla diğer hücrelere aktarabildiğini bildiren birçok çalışma yapılmıştır. Bununla birlikte, az sayıda çalışma çift yönlü mitokondriyal transfer olgusunu göstermiştir. Burada, protokolümüz, MSC'ler ve retinal pigment epitel hücreleri arasındaki mitokondriyal transfer fenomenini in vitro olarak iki mitokondriyal izleme yöntemiyle incelemek için deneysel bir yaklaşımı açıklamaktadır.

Mito-GFP ile transfekte edilmiş MSC'leri mito-RFP ile transfekte edilmiş ARPE19 hücreleri (bir retinal pigment epitel hücre hattı) ile 24 saat boyunca birlikte kültürledik. Daha sonra tüm hücreler falloidin ile boyandı ve konfokal mikroskopi ile görüntülendi. ARPE19 hücrelerinde yeşil floresanslı mitokondri ve MSC'lerde kırmızı floresanslı mitokondri gözlemledik, bu da MSC'ler ve ARPE19 hücreleri arasında çift yönlü mitokondriyal transferin gerçekleştiğini gösteriyor. Bu fenomen, mitokondriyal taşınmanın, MSC'ler ve ARPE19 hücreleri arasında da meydana gelen normal bir fizyolojik fenomen olduğunu ve MSC'lerden ARPE19 hücrelerine mitokondriyal transferin, tersinden çok daha sık meydana geldiğini göstermektedir. Sonuçlarımız, MSC'lerin mitokondriyi retina pigment epiteline aktarabildiğini ve benzer şekilde MSC'lerin gelecekte retina pigment epitelinde mitokondriyal taşıma yoluyla terapötik potansiyellerini yerine getirebileceğini tahmin ettiğini göstermektedir. Ek olarak, ARPE19 hücrelerinden MSC'lere mitokondriyal transfer daha fazla araştırılmayı beklemektedir.

Giriş

Mitokondri, çoğu hücre tipi için birincil enerji kaynağı olarak hizmet eder ve mitokondriyal disfonksiyon özellikle retina¹ gibi yüksek enerji gerektiren dokuları etkiler. Retinadaki metabolik değişiklikler biyoenerjetik bir krizi tetikleyebilir ve sonuçta fotoreseptörlerin ve / veya RPE hücrelerinin^ölümüyle sonuçlanabilir 2. Mezenkimal kök hücre (MSC) bazlı tedaviler, oküler dejenerasyonun tedavisinde etkinlik göstermiştir ve MSC'lerin retina dokuları üzerindeki yararlı etkilerinin altında yatan kesin mekanizmalardan biri, fonksiyonel mitokondriyal transfere bağlanabilir 3,4,5,6. 2004 yılında, Rustom ve ark. ilk olarak, tünelleme nanotüpleri (TNT'ler) tarafından kolaylaştırılan yeni bir hücreden hücreye etkileşim yoluyla mitokondriyal transfer fenomenini ^bildirdi7.

2D kültürde, tünelleme nanotüpleri (TNT'ler), substrat üzerinde asılı kalan ve iki veya daha fazla homotipik ve heterotipik hücre arasında doğrudan bağlantı kurabilen, onlarca ila yüzlerce nanometre uzunluğunda değişen ince (20-700 nm) membran çıkıntıları ile tanımlanır. Bu yapılar özellikle F-aktin açısından zenginleştirilmiştir ve mitokondri gibi kargoların hücreler arasında taşınmasını kolaylaştırır. Ek olarak, TNT'lerin her iki ucunda açıklıklar bulunur ve bu da birbirine bağlı hücreler arasındaki sitoplazmik içeriğin sürekliliğini sağlar⁸.

TNT aracılı mitokondriyal transferi tespit etmek zordur in vivo yoğun hücresel düzenleme ve mitokondrinin izlenmesindeki zorluklar nedeniyle. Hücre ko-kültürü ve mitokondriyal izleme tekniklerini kullanan in vitro deneyler, TNT oluşumunun ve mitokondriyal transferin^{gözlemlenmesine} olanak tanır ^8,9. Ayrıca, MSC'leri ve retinal pigment epitel hücrelerini in vitro^10'da birlikte kültürleyerek TNT aracılı mitokondriyal transfer fenomenini de gözlemledik.

Önceki birçok çalışma, MSC'lerden diğer hücrelere^sadece tek yönlü mitokondriyal transfer gözlemlemiştir 3,4,5,6. Daha önce, sırasıyla mito-tracker yeşil ve mito-tracker kırmızı ile etiketlenmiş iki tür hücre kullanarak çift yönlü mitokondriyal transferi analiz etmeye çalıştık, ancak boyaların karışması deneysel sonuçlara müdahale etti. Mitokondriyal çift yönlü transferi daha kesin bir şekilde incelemek için, burada, lentiviral transfeksiyon tekniğini kullanarak farklı mitokondriyal floresansa sahip iki hücre hattı oluşturduk ve daha sonra, in vitro olarak doğrudan ko-kültür ile TNT oluşumu ve mitokondriyal çift yönlü transfer fenomenlerini gözlemledik ve analiz ettik.

Kısacası, burada mitokondrinin nasıl izleneceği, MSC'lerin ARPE19 hücreleri ile nasıl birlikte kültürleneceği ve TNT oluşumu ve mitokondriyal transferin nasıl analiz edileceği ile ilgili adım adım ve eyleme geçirilebilir bir protokol açıklanmaktadır. Bu deneyin sonuçları, TNT aracılı çift yönlü mitokondriyal transferi gösterdi, bu sadece mitokondriyal taşınmanın yaygın bir fizyolojik fenomen olduğunu kanıtlamakla kalmadı, aynı zamanda MSC'lerin retina hücreleri üzerindeki potansiyel terapötik yeteneğini de gösterdi.

Protokol

1. MSC-mito-GFP ve ARPE19-mito-RFP hücre hatlarının oluşturulması

1. Hücre kültürü
   NOT: Burada örnek olarak yalnızca MSC'ler kullanılmıştır.
   1. Hücre yoğunluğu% 80 -% 90'a ulaşana kadar% 1 penisilin ve streptomisin (Malzeme Tablosuna bakınız) ile hMSC ortamında 6 oyuklu bir plakada insan MSC'lerini kültürleyin. Hücre büyümesinin yoğunluğuna bağlı olarak, ortamı her 2-3 günde bir değiştirin.
      1. Orijinal ortamı çıkarın ve hücreleri bir kez fosfat tamponlu tuzlu su (DPBS) ile yıkayın (bkz. Malzeme Tablosu). 1 mL tripsin-EDTA-DPBS karışımı ekleyin (% 0.05 Tripsin-EDTA:% 0.25 Tripsin-EDTA 1: 5 oranında DPBS ile seyreltilmiş; Malzeme Tablosuna bakınız) ve 37 ° C'lik bir inkübatörde 3-4 dakika (hücrelere bağlı olarak) inkübe edin.
         NOT: Mikroskop altında hücre sindirimini gözlemleyin ve hücrelerin çoğu yuvarlatılmış ve ayrılmışsa sindirimi durdurun.
      2. Yüzeye yapışan hücreleri ayırmak için 6 oyuklu plakaya hafifçe vurun ve ardından sindirimi sonlandırmak için 1 mL taze tam ortam ekleyin.
      3. Tüm hücreleri bir pipet tabancasıyla nazikçe yeniden süspanse edin ve ardından toplanan tüm hücreleri 15 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktarın.
      4. Hücreleri 200 × g'da 5 dakika santrifüjleyin.
      5. Süpernatanı aspire edin ve 1 mL taze ortam ekleyerek hücreleri yeniden süspanse edin. Hücre sayımı için 10 μL hücre süspansiyonu alın.
      6. Lentiviral transfeksiyondan on sekiz ila 24 saat önce, MSC hücrelerini 6 oyuklu plakalarda oyuk başına 1 × 10⁵ hücre yoğunluğunda tohumlayın ve transfeksiyon sırasındaki hücre yoğunluğunun yaklaşık% 50 olmasını sağlayın.
2. Lentivirüsün transfeksiyonu
   NOT: Lentiviral transfeksiyon ile ilgili tüm işlemlerin bir biyogüvenlik kabininde yapılması gerekir.
   1. İlk ortamı ertesi gün 2 mL taze ortamla değiştirin ve adjuvanlarla 25 μL lentivirüs süspansiyonu (5.00E + 08 TU / mL) ekleyin, ardından 37 ° C'de inkübasyon yapın.
      NOT: Lentivirus paketlemesi, bir şirket tarafından Mito-GFP (pCT-Mito-copGFP) plazmidi (bkz. Malzeme Tablosu ve Ek Şekil S1) kullanılarak gerçekleştirilmiştir.
   2. 6 saatlik inkübasyondan sonra, virüs içeren ortamı 2 mL taze ortamla değiştirin. Günde bir kez inkübe etmeye ve ortamı değiştirmeye devam edin.
      NOT: Transfeksiyondan 48 saat sonra MSC'lerde önemli mitokondriyal floresan ekspresyonu gözlenir ve 72 saatlik zaman noktasında daha fazla gelişme belirgindir.
   3. Transfeksiyondan 2 gün sonra kültür ortamını puromisin (1 μg/mL) ile takviye ederek başarılı bir şekilde transfekte edilmiş hücreleri tarayın. Aynı zamanda, kontrol olarak viral transfeksiyonu olmayan mezenkimal kök hücrelere eşdeğer bir puromisin konsantrasyonu ekleyin.
      NOT: Mito-GFP viral vektörü, puromisin direnç genini içerecek şekilde tasarlanmıştır.
   4. Puromisin (1 μg / mL) ilavesiyle ortamı günlük olarak değiştirin. Kontrol grubunda neredeyse tam hücre ölümü üzerine puromisin ilavesini durdurun.
      NOT: Ortam bu puromisin konsantrasyonunu içermez. Puromisin ilavesi, yalnızca ortam 6 oyuklu bir plakaya eklendiğinde gereklidir.
   5. Hücreler geçene ve donana kadar puromisin olmadan kültüre devam edin. Bu hücre türünü MSC-mito-GFP olarak adlandırın.
      NOT: ARPE19 hücreleri, ATCC Hücre Bankasından türetilmiş ve %10 FBS ve %1 penisilin ve streptomisin içeren DMEM/F12'de kültürlenmiştir (Malzeme Tablosuna bakınız) ve bunların sindirim ve geçiş yöntemleri MSC'lerinkiyle aynıdır. Plazmid Mito-RFP, bir şirket tarafından Mito-GFP'den modifiye edildi. Son olarak, başarılı bir şekilde transfekte edilen hücreleri ARPE19-mito-RFP olarak adlandırdık.

2. MSC ve ARPE19 hücrelerinin doğrudan ko-kültürü

NOT: Bu ko-kültür sisteminde, MSC-mito-GFP hücreleri donör hücreler olarak görev yaparken, ARPE19-mito-RFP hücreleri alıcı hücreler olarak işlev görecektir. Donör ve alıcı hücreleri ayırt etmek için alıcı hücreleri izledik.

1. Sitoplazmik membranda ARPE19-mito-RFP hücrelerini CellTrace Violet ile etiketleyin ( Malzeme Tablosuna bakınız).
   NOT: CellTrace violet boyasının uyarılması ve emisyonu sırasıyla 405 nm ve 450 nm'dir.
   1. Bir CellTrace Violet Reagent şişesine 20 μL dimetil sülfoksit (DMSO) ekleyerek ve kullanımdan hemen önce iyice karıştırarak bir CellTrace Violet ( Malzeme Tablosuna bakın) stok çözeltisi hazırlayın.
   2. ARPE19-mito-RFP hücrelerini istenen %80-90 yoğunluğa kadar büyütün.
   3. CellTrace Violet stok çözeltisini önceden ısıtılmış (37 °C) DPBS'de istenen çalışma konsantrasyonuna (1:1.000) seyreltin. Bu yükleme çözümüdür.
      NOT: CellTrace Violet'in seyreltilmesi DPBS ile yapılmalıdır ve çok kötü boyama sonuçlarına yol açacağından kültür ortamı ile değiştirilemez.
   4. Kültür ortamını çıkarın ve 1 mL yükleme çözeltisi ile değiştirin. Hücreleri 37 ° C'de 10 dakika inkübe edin.
      NOT: Koşullar izin verirse, lekelenme 5 dakika sonra floresan mikroskobu altında gözlemlenebilir. İstenen sonuçlar elde edilir edilmez boyama sonlandırılabilir, çünkü bazı hücreler DPBS'ye uzun süre maruz kalmayı tolere edemeyebilir.
   5. Yükleme solüsyonunu çıkarın, hücreleri 2 kez DPBS ile yıkayın ve 2 mL taze tam ortam ile değiştirin. CellTrace Violet'in asetat hidrolizine uğramasına izin vermek için boyamadan sonra hücreleri en az 10 dakika inkübe edin.
      NOT: Bu adım, hücrelerin optimal durumlarına dönmeleri ve sonraki deneylere müdahale etmekten kaçınmaları için gereklidir.
2. Her oyuğa 50 μL DPBS ekleyerek 24 oyuklu bir plaka hazırlayın. Ardından, kapak camını (belirtilen çapı 15 mm) ( Malzeme Tablosuna bakın) plakaya yerleştirin ve 1 dakika dinlenmesine izin verin. Kapak sürgüsünün tabağın dibine yakın olduğundan emin olmak için negatif basınç kullanarak DPBS'yi kuyulardan çıkarın.
3. Donör MSC'leri ve alıcı ARPE19 hücrelerini adım 1.1.1'de açıklandığı gibi tripnize edin.
4. Hücre sayımı
   1. Sayım için bir sayma plakasına 10 μL hücre süspansiyonu yerleştirin.
      NOT: Hücrelerin yoğunluğu çok yüksekse, orta ile 10 kat seyreltilebilir ve daha sonra yukarıdaki gibi devam edilebilir.
   2. 10.000 MSC ve 10.000 ARPE19 hücresini, 24 oyuklu bir plakanın oyuğu başına 500 μL ortamda tohumlayın. Hücreleri 24 oyuklu plakaya eklemeden önce iyice karıştırın. A/mL'lik bir MSC sayısı ve B/mL'lik bir ARPE19 hücre sayısı verilen aşağıda gösterilen hesaplamalara bakın.
      NOT: 4 kuyu için, 2 mL ortamda 40.000 MSC ve 40.000 ARPE19 hücresi gereklidir.
      40.000 MSC içeren MSC süspansiyonunun hacmi (C) = 40.000/A μL
      40.000 MSC içeren ARPE19 süspansiyonunun (D) hacmi = 40.000/B μL
      Hacmi 2 - (C + D) mL ortam ile 2 mL'ye yükseltin.
5. Hücreleri mikroskop altında gözlemleyin, hücreler eşit olarak dağılana kadar plakayı sallayın ve ardından 24 saat boyunca kültürde inkübe edin.

3. Bir transwell sisteminde MSC ve ARPE19 hücrelerinin dolaylı ko-kültürü

1. Hücre kültürü, etiketleme, sindirim ve sayım işlemlerini 2.1 ila 2.4.1 arasındaki adımlarda açıklandığı gibi gerçekleştirin.
2. 24 oyuklu bir plakanın oyuğu başına 1 mL ortamda 20.000 ARPE19 hücresi tohumlayın.
   NOT: Bu deneyde, etiketli mitokondri içermeyen ARPE19 hücreleri kullandık.
3. Eki hücrenin ekildiği kuyuya yerleştirin.
4. Oyuk başına üst hücre odasında 100 μL ortamda 10.000 MSC tohumlayın.
5. Adım 2.5'i tekrarlayın.

4. Hücre iskeleti boyama

NOT: Deney boyunca ışıktan koruyunuz.

1. Ortamı 24 oyuklu plakalardan çıkarın. Tüm hücreleri 500 μL/kuyucuk %4 poliformaldehit (PFA) ile bir kez yıkayın, 500 μL taze %4 PFA ekleyin ve numuneleri 20 dakika sabitleyin.
   NOT: Transwell sisteminin iç kısımları atılır.
   NOT: Nanotüpler çok kırılgan olduğundan, sağlam nanotüplerin tutulmasını en üst düzeye çıkarmak için hücreleri DPBS yerine doğrudan% 4 PFA ile yıkadık.
2. Sabitleyiciyi çıkarın ve numuneleri DPBS ile 3 x 10 dakika yıkayın.
3. % 0.5 Triton X-100 (Malzeme Tablosuna bakınız) ve% 4 sığır serum albümininden (BSA) (Malzeme Tablosuna bakınız) oluşan 500 μL / kuyu bloke edici çözelti ekleyin ve oda sıcaklığında 1 saat inkübe edin.
4. Bloke edici solüsyonu çıkarın ve numuneleri DPBS ile 3 x 10 dakika yıkayın.
5. Phalloidin boyama solüsyonunun hazırlanması (Malzeme Tablosuna bakınız)
   NOT: Phalloidinin uyarılması ve emisyonu sırasıyla 650 nm ve 668 nm'dir.
   1. 400x stok çözeltisi elde etmek için flakon içeriğini 150 μL susuz DMSO'da çözerek stok çözeltileri hazırlayın.
   2. 400x depolama solüsyonunu DPBS ile 1x'e seyrelterek boyama solüsyonu hazırlayın. Bu phalloidin boyama çözeltisidir.
6. Her oyuğa 200 μL phalloidin boyama solüsyonu ekleyin ve oda sıcaklığında 1 saat inkübe edin.
7. Boyama solüsyonunu geri kazanın ve numuneyi DPBS ile 3 x 10 dakika yıkayın.
   NOT: Hücreleri DPBS ile yıkarken, plakayı bir çalkalayıcı üzerinde bırakmak daha iyi olacaktır.
8. Kapak camını bir şırınga iğnesi ile çıkarın ve kurumaya bırakın.
   NOT: En uygun durum, kapak camında görünür bir sıvının görülmediği ancak aynı zamanda kuru olmadığı durumdur.
9. Sürgünün üzerine az miktarda montaj ortamı uygulayın ( Malzeme Tablosuna bakın) ve ortamın tüm yüzeyi eşit şekilde kapladığından emin olmak için sürgü üzerindeki kapak camını dikkatlice çevirin. Kenarları oje ile kapatın.
   NOT: Ojenin kuruması için birkaç dakika bekleyin.
10. Hemen eş odaklı bir görüntü yakalayın veya bir dilim kutusuna aktarın ve kısa bir süre için 4 °C'de saklayın.
    NOT: İdeal saklama süresi 2 haftadır. Bu süre aşılırsa görüntüleme etkisi bozulabilir.

5. Konfokal görüntüleme

NOT: Konfokal görüntüleme kullanım kılavuzuna göre yapılır ve mikroskoplar arasında farklılık gösterebilir. Burada sadece bazı önemli adımları veriyoruz.

1. Konfokal mikroskobu başlatın ve kullanım kılavuzuna göre dört lazer kanalı (405, 488, 561, 640) açın.
2. Bilgisayardaki yazılıma erişin ve yazılımın ön parametrelendirmelerini gerçekleştirin.
   1. Proses Yönetimi paneline CF-405, CF-488, CF-561 ve CF-640 floresan kanallarını ekleyin.
   2. Her floresan kanalının pozlama süresini 200 ms'ye ayarlayın ve Kamera Kontrol panelinde kazanç yoğunluğunu 2'ye ayarlayın.
   3. Lazer/LED birleştiriciyi 80 değerine ayarlayın.
3. Objektif merceği 20x büyütmeye ayarlamak için mikroskobun harici kontrol panelini manipüle edin ve merceğin en düşük ayarda konumlandırıldığından emin olun.
4. Slaytı, taşıyıcı tabla üzerinde ters yönde konumlandırın.
5. 405 nm lazeri etkinleştirin ve kaba ve ince odaklama spirallerini kullanarak odağı değiştirin. Mavi floresan hücreler görünene kadar numuneyi göz merceğinin altında gözlemleyin.
6. Bilgisayardaki yazılım arayüzünde Canlı Görüntüleme'yi seçin, CF-405 kanalına geçin ve bilgisayar ekranında mavi floresan sergileyen hücrelerin belirgin bir görüntüsü görünene kadar ince odak sarmalını yeniden ayarlayın.
7. Objektif lensi 40x büyütmeye ayarlayın ve CF-640 kanalına geçiş yapın, ardından belirgin bir hücresel mikrofilament yapısı görünene kadar odağı dikkatlice ayarlayın.
8. Sabit bir odak uzaklığını koruyarak, CF-405, CF-488 ve CF-561 kanallarına sırayla geçiş yapın ve her kanalda görüntüleme için optimum pozlama süresi, kazanç yoğunluğu ve lazer/LED birleştirici parametrelerini gerektiği gibi değiştirin.
9. Z Görüntü Yığını işlevini etkinleştirin ve Z eksenini kullanarak derinliğe sahip bir görüntü yakalamak için odak uzaklığını manipüle ederek Z ekseninin başlangıç ve bitiş noktalarını tanımlayın.
10. Fotoğraf çekmek için Süreç Yönetimi panelindeki Başlat düğmesine tıklayın.
11. Her dilim için rastgele 10 görünüm alanı seçin.
    NOT: İki görüş alanı arasında çakışma olmamalıdır.
12. İstenen görüş alanının tanımlanmasının ardından toplam 24 saatlik bir görüntüleme süresi ve 5 dakikalık bir fotoğraf aralığı belirleyerek hızlandırılmış çekim işlevini etkinleştirin.
    NOT: Hızlandırılmış bir diziyi yakalamak için, hücreleri cam tabanlı bir tabakta aşılamak ve bunları %5 CO₂ gazı içeren havalandırmalı bir kutu içine yerleştirmek gerekir.
13. Tüm görüntüleri kaydedin ve dışa aktarın.
    NOT: TNT ve mitokondriyal transferin incelemesini geliştirmek için süper çözünürlüklü görüntüleme kullanıldı. Süper çözünürlüklü görüntüleme, bir şirket tarafından sağlanan HIS-SIM (Yüksek Akıllı ve Hassas SIM) olarak adlandırılan ticarileştirilmiş HIS-SIM kullanılarak gerçekleştirildi. Görüntüler, 100x/1.5 NA yağa daldırma objektifi kullanılarak elde edildi.

6. Veri analizi

1. Her görüntünün istatistiksel analizi için, toplam hücre sayısını, nanotüp sayısını, Menekşe pozitif ARPE19-mito-RFE hücrelerinin sayısını, yeşil floresan sergileyen Menekşe pozitif hücrelerin sayısını (MSC'lerden mitokondriyal transferli ARPE19 hücrelerinin sayısını temsil eder) ve kırmızı floresan sergileyen Menekşe negatif hücrelerin sayısını (ARPE19 hücrelerinden mitokondriyal transferli MSC hücrelerinin sayısını temsil eder) ölçün.
   1. TNT oluşumunu ölçmek için, hücreler arası nanotüplerin sayısının toplam hücre sayısına oranını hesaplayın.
   2. Mitokondriyal transfer hızını, yeşil floresan sergileyen Menekşe pozitif hücrelerin sayısının toplam Mor pozitif hücre sayısına (MSC'lerden ARPE19 hücrelerine mitokondriyal transferi temsil eder) oranı veya kırmızı floresan sergileyen Menekşe negatif hücrelerin sayısının toplam Mor negatif hücre sayısına oranı (ARPE19 hücrelerinden MSC'lere mitokondriyal transferi temsil eder) olarak hesaplayın.

Sonuçlar

Mezenkimal kök hücrelerin (MSC) ve ARPE19 hücrelerinin doğrudan ko-kültürünü gösteren şematik diyagram Şekil 1'de gösterilmiştir. Donör hücreler olarak mito-GFP'yi eksprese etmek üzere tasarlanmış MSC'ler ve alıcı hücreler olarak menekşe işaretli sitoplazmik membranlara sahip ARPE19-mito-RFP hücreleri 1: 1 oranında birlikte kültürlendi. 24 saatlik bir ko-kültür periyodundan sonra, hücreler falloidin için boyandı ve konfokal mi...

Tartışmalar

Çok sayıda çalışma, TNT aracılı mitokondriyal transfer olgusunun, çeşitli doku hücrelerinde yaygın bir fizyolojik süreç olduğunu göstermiştir 10,11,12,13. MSC'lerden mitokondriyal disfonksiyonu olan hücrelere fonksiyonel mitokondriyal bağış, güçlü terapötik potansiyel sergiler 3,...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.25% Trypsin-EDTA	Gibco	25200-056
4% paraformaldehyde	Solarbio	P1110
6-well plate	NEST	703001
15 mL centrifuge tube	BD Falcon	352097
24-well plate	NEST	702001
ARPE19 cells	ATCC	CRL-2302	Cell lines
Bovine serum albumin (BSA)	Beyotime	ST025
CellTrace violet	Invitrogen	C34557
Cover slide	NEST	801007
DMSO	sigma	D2650
DPBS	Gibco	C141905005BT
DMEM/F-12-GlutaMAX	Gibco	10565-042
Fetal Bovine Serum (FBS)	VivaCell	C04002-500
FluorSave Reagent	Millipore	345789
MSCs	Nuwacell	RC02003	Cell lines
ncMission	Shownin	RP02010
Pen Strep	Gibco	15140-122
pCT-Mito-GFP	SBI	CYTO102-PA-1	Plasmid; From  https://www.systembio.com/mitochondria-cyto-tracer-pct-mito-gfp-cmv
Puromycin	MCE	HY-B1743A
Pipette	Axygen	TF-1000-R-S
Phalloidin	Invitrogen	A22287
Triton X-100	Solarbio	T8200
Transwell plate	Corning	3470