Yazarlar yazının eleştirisi Lwigale laboratuvar üyelerine teşekkür ederim. SLG, Ruth L. Kirschstein NRSA, Ulusal Göz Enstitüsü (F32 EY02167301) Kardeşliği tarafından desteklenmektedir. PYL Ulusal Göz Enstitüsü (EY018050) tarafından desteklenmektedir.

1. Istenen aşamada, inkübe civciv ve bıldırcın yumurtası HH9 embriyo için, tipik inkübasyon sürelerinde 38 ° C 63 29-33 saat arasında değişmektedir <ol><li> Herhangi bir enkaz yumurta ılık su ile yıkayın. </li><li> Yatay tepside tavuk yumurtası düzenleyin. Kalem ile yukarı bakacak şekilde yan işaretleyin; bu embriyo lokalize edilecektir bölge karşılık gelecektir. Bıldırcın yumurtası künt sonuna kadar inkübe edin. </li><li> Yeri 38 ° C nemlendirilmiş inkübatör. Fonksiyonu sallanan açın. </li></ol> 2. Pencereleme ve diseksiyon için yumurta hazırlayın <ol><li> Inkübatör gelen yumurta çıkarın ve üstleri% 70 etanol ile sterilize edin. Bu etanol püskürtün ve bir kağıt havlu ya da Kimwipe kabuğu ile, etanol herhangi bir emilimini önlemek için hızlı bir şekilde silip en iyisidir. </li><li> Tek bir yumurta tutucusu (katlanmış kağıt havlu ile kaplı bir Petri, örneğin, &quot;Kimwipes&quot; kullanın) üzerine Yeri tavuk yumurtası. AA forcepsi, küçük bir hol dokunune kabuğunun yumurtanın sivri uç üst yüzeyi içine. </li><li> 1.5-3ml, 18 ½ G derialtı iğne ve 5 ml şırınga ile tavuk yumurtası albumin ışık çıkarın. Bu, yumurta (Şekil 2A) sivri ucuna bakacak şekilde konik, delik içine iğne dikey eklemek için en iyisidir. Bu şekilde, albumin geri çekildiğinde, yanlışlıkla emme yoluyla sarısı zarar verme riski vardır. Albümin atın. Bu adım, kabuğu açılacak bir pencere için izin vermek için yumurtanın içindeki yumurta sarısı ve embriyo düşürecektir. </li><li> Yukarıda açıklanan ve seloteyp ile yapıştırın% 70 etanol ile delik silin. Bu deliği çevreleyen kabuğu tamamen yoksun albümin ve kuru ya da yapışkan mühür önemlidir. </li><li> AA forseps ile değil, oldukça apekste, yatay yumurta belirgin üst yüzeyi başka bir delik dokunun. Sarısı ya da embriyo zarar görmesini önlemek için forseps kabuğu ile çok ileri gitmesine izin vermemeye özen gösterin. </li><li> Içindebir tarafı delik paralel yumurta kabuğu içine kavisli iris forseps Sert. Tavuk yumurta kabuğu çapı penceresinde ~ 2 cm kırmak için bir dairesel hareketlerle çalışan kabuk pinching. Kaldırılan kabuğu atın. Alternatif olarak, yumurta paketleme bandı ile üst yüzeyini kaplayan ve pencereden dışarı kesmek için bir makas kullanın. Bu kabuğu enkaz yumurtanın içine düşme olasılığını en aza indirir. Embriyonun yumurta sarısı üstüne opak bir disk olarak görünmesi gerekir. Herhangi bir döllenmemiş yumurta (blastoderm arasında küçük beyaz yumurta sarısının yüzeyinde leke, ya da yokluğu ile tanımlanır) atın. </li><li> Hindistan mürekkep, embriyo düzeylendirme ile yardımcı blastoderm altında: küçük bir miktarı (&quot;Pen / Strep nihai konsantrasyonu 100 mg / mL penisilin, 100 ug / ml streptomisin içeren steril Ringer çözeltisi içinde 1:10 oranında seyreltildi antibiyotik) enjekte ediniz Alternatif olarak, bir anne; 1 ml şırınga ve 26 ½ G derialtı iğne, iğne üssünde 45 derecelik açı içine eğildi, eğim yukarı bakacak şekilde kullanın.y çekti cam Pasteur pipeti ve ağız pipetleme cihazı (derialtı iğne bükme veya cam iğne kırılma esnasında koruyucu gözlük) kullanın. Dışından blastoderm yumurta sarısı membranı ve yüzey sarısı, iğne ucu altındaki embriyo kaydırarak Ponksiyona ancak embriyonik katmanların (Şekil 2B). Embriyonun ana hatlarıyla için yeterli mürekkep enjekte edilir, sonra dikkatli bir iğne (Şekil 2C) çekebilirsiniz. Çok fazla mürekkep enjekte embriyo ölüme yol açabilir. Bu kontaminasyon için bir kaynak olabileceği gibi, embriyo altında hava kabarcığı enjekte etmek için önemlidir. NOT: Bu prosedür içinde kullanılan tüm Ringer çözeltisi olarak sterilize edildi ve, Pen / Strep yukarıda tanımlandığı gibi içerir. Steril fosfat tamponlu salin (PBS) de bu protokolün tüm adımları Ringer çözümü için kabul edilebilir bir alternatif. </li><li> Stage göre embriyo Hamburger ve Hamilton 63 ve kalıcı mürekkep veya kalem kabuğu aşama kaydedebilirsiniz. Aşamaları iyi stere altında değerlendiriliromicroscopy, sınırlı bir ısı yükü olan fiber optik &quot;deveboynu&quot; ışık kaynakları. </li><li> Uygula 2-3 dehidratasyon ve kirlenmeyi önlemek için embriyo yüzeye sıcak steril Ringer çözeltisi düşer. Parafilm yumurta yüzey üzerine gerilmiş Geçici penceresini kapatın. </li><li> Tekrar nakli deneyleri başlayan önce tüm civciv yumurta ile 2,2-2,9 adımları yineleyin. </li><li> Bıldırcın embriyoları sadece donör doku için kullanılan bu yana, ovo adımları 2,2-2,9 atlanabilir. Donör embriyo ex ovo hazırlanması için, bıldırcın yumurtası, künt yan inkübe edilir ve embriyo ortaya çıkarmak için kavisli bir forseps ile bu bölgede açıldı. Diseksiyon makas kullanarak, embriyo dışında vitellin membran ve blastoderm (tüm kesimler karşıladığından emin olun) ile bir kare şeklinde dört kesim yapmak. Kavisli bir iris forseps kullanarak, hafifçe bir kesim kenarını kavramak ve yumurta embriyo kaldırın ve bir Petri kabındaki Ringers çözüm aktarmak. Alternatif olarak, bir eğri kullanabilird iris yumurta embriyo transfer etmek için kullanılır olabilir, altına veya bir embriyo kaşık veya silindir geniş kısmı kesip plastik transferi pipet eksize embriyo kaldırmak için forseps. Yavaşça vitellin membran # 5 forseps ile çıkarın. Yukarıdaki gibi kalan bıldırcın embriyolarının toplayın ve bunları mikroskop altında sahneleyecek. </li></ol> 3. Greft almak için ev sahibi embriyo hazırlayın <ol><li> Konak (civciv) embriyo parafilm çıkarın ve sivriltilmiş bir tungsten iğne veya # 5 forseps kullanarak, nöral tüp (Şekil 3A) istenilen bölgenin, vitellin zarında küçük bir delik gözyaşı. </li><li> Bir damla embriyoya Ringer çözeltisi ekleyin. Embriyo doku kaybını önlemek için tüm prosedürü sırasında Ringer çözeltisi tamamen sular altında tutmaya özen gösterin. Ringer çözeltisi ile embriyo transferi pipet gerekirse yüzeye damla eklenerek tutun. </li><li> Çekti cam iğne kullanılarak, dikkatle rostral ve yaklaşıkdorsal nöral tüp içinde faiz uzunluğu ve bölgeye karşılık devamlı iyeliğe dayalı mülkiyet hakkı transvers insizyon. (Çektiğine cam iğneler iğne aparatı çekerek ile ısı altında çektiği silikon cam kılcal tüpler üretilir.) Tek taraflı greft insizyon sadece dorsal nöral tüp lümenine genişletmek ve ikili greftler için, boydan boya kesiler yapmak tüm dorsal nöral tüp. Ardından dorsal nöral tüp ve paraxial mezoderm arasında bilateral kesti. </li><li> Nöral tüp eksize eksplant dikkatle ayırmak sonra bir cam mikropipet (Şekil 3B) aspire embriyo çıkarın. </li></ol> 4. Donör greft doku hazırlayın <ol><li> Bir sahne eşleşti-bıldırcın embriyo seçin. AA forseps ile embriyo basılı tutun, vitellin membran, kaldırmak ve tüketim nöral tüp yukarıda açıklandığı gibi benzer bir büyüklükte bölgesi (3,3-3,4) (Şekil 3A&#39;-B &#39;). Denemenizin ihtiyaçlarına bağlı olarak, bu bölge olabilirev sahibi (civciv) nöral tüp veya postero kaudal eksen boyunca farklı bir bölge tamamlayıcı bir bölge. (Not: tam nöral tüp greft de dahil olmak üzere daha büyük bir bölgesel greftler, için, araştırmacılar donör doku nakli için önce herhangi bir yapışık mezenkimal doku kaldırmak için bu adımı bir proteaz sindirim eklemek isteyebilirsiniz Ancak, erken evrede küçük dorsal nöral tüp greft. , sinirsel tüp kolayca, cerrahi teknikler tarafından kesin olarak, bitişik mezenşimin ayrılmıştır olarak, burada açıklanan, proteaz sindirimi gerekli değildir.) </li></ol> 5. Graft doku <ol><li> Ringer çözeltisi içeren bir cam mikropipet içine donör eksplant aspire edin. Pipet içine herhangi bir kabarcıklar tanıtmak için dikkatli olun. </li><li> Civciv ana eksize bölgeye bitişik eksplant aktarın. Orient, çekilmiş cam iğne, eksplant kullanma ve yavaşça ablasyon bölgesi (Şekil 3C) içine rehberlik. </li><li> Ringer çözeltisi dikkatlice birkaç damlasu kaybını önlemek için embriyoya. Bu greft çıkarmak olabilir greft üzerine doğrudan sıvı bırakarak önlemek için özen gösterin. </li><li> Pencere ambalaj bandı ile kapatılmalıdır. Bantları,, pencereli yumurta tüm bölge olduğundan emin olun. Bu, sonraki inkübasyon sırasında dehidrasyon ve embriyo kirlenmesini önler. </li><li> ,, Istenen sahne kadar inkübatöründe yumurta döndürür. Kuruntuları kuluçkaya ise &quot;rocking&quot; fonksiyonu kapalı olduğundan emin olun. Yumurta yavaşça elini iki kez bir gün sonraki gelişim aşamalarında hedef ise bu onların canlılığı artırabilir tarafından açılabilir. </li></ol> 6. Kesimi için kimerik embriyo hazırlayın <ol><li> Deneysel son noktada, ince makas kullanırken pencere kapsayan bandı kesti. </li><li> Eğri iris forseps (tırtıklı ipuçları ile yapılacak en kolay) blastoderm kenarına tutun, daha sonra 4 blastoderm sınırları dışında geniş kesimler ile sarısından uzak embriyo kesilir. </li&gt; <li> Ringer çözeltisi içeren Petri embriyo aktarın. Doku dehidratasyonu önlemek için, embriyonun havaya maruz kalmayı en aza indirmek için özen gösterin. </li><li> Stereomikroskobi altında hafifçe # 5 forcepsi blastoderm vitellin membran ayırın. </li><li> Yumurta olduğu gibi düz dışarı attı çevreleyen membran ile, embriyo, aynı yönde olması için çanak embriyo dikkatli bir şekilde düzenlemek. </li><li> Tungsten teller 64 yapılan iğneler, yemeğin altına tungsten telli paralel uzunluğu ile embriyo ve extraembryonic doku sınır iğne düzenleyerek embriyo temiz, çevredeki blastoderm kaldırmak için diseksiyon kullanın. Hafif bir kesme hareketi, dokuları kesmek için kullanın. </li><li> # 5 forseps ile amniyon dikkatlice çıkarın. Bu noktada, daha fazla ilgi bölge teşrih veya embriyo bütün bırakın ya da isteyebilirsiniz. </li><li> Buz gibi soğuk% 4 paraf embriyo transfer4 ° C&#39;de ve geceleme rock ormaldehyde </li><li> Örnekleri hazırlayın ve, cryo veya parafin bölümlendirilmeleri için embed. </li></ol> Ana embriyo içinde aşılı doku çiziniz. Hematoksilen boyama ile bıldırcın nukleoli algılama (bıldırcın çekirdeklerin, civciv çekirdekler daha çok büyük, koyu boyama kapanımlar), Feulgen-Rossenbeck reaksiyonu, akridin-turuncu ya da biz-benzamid leke de dahil olmak üzere bir civciv embriyo içinde bıldırcın doku tanımlamak için çeşitli teknikler vardır bıldırcın özgü antijenler 3,47,65,66 elektron mikroskop veya immün ile birlikte. İşte biz, bıldırcın civciv kimeralar (Şekil 4) bıldırcın nöral krest hücrelerinden tanımlamak için QCPN antijen ve standart tüm montaj veya bölüm immunofloresan teknikleri kullanın. Bu tekniğin ayrıca QCPN immunoşoresan, vericinin (Bıldırcın) dokudan türetilmiş farklılaşmış hücreler tanımlamak için diğer antikorları ile kombine edilebilir olarak, deney tasarımı en esneklik sağlar. Standa kullanınrd tüm montaj veya bölüm immunofloresan teknikleri kimeralar bıldırcın kökenli hücrelerin etiketlemek için. 7. Temsilcisi Sonuçlar Re-inkübasyon 6h sonra nöral tüp aşılı bölgenin temsili bir görüntü (HH11 için), ana bilgisayar (civciv) nöral tüp (Şekil 4A) içine aşılı donör (bıldırcın) doku beklenen birleşme gösterir. Reincubation sonra, greft eksik entegrasyon, veya, kranial bölge veya Somitlerin asimetrik gelişme gösteren Embriyolar atılmalıdır. , HNK-1 yanal nöral tüp geçiş ile etiketlenmiş HH11 gösterisi NCCS, aşılı bölge ile kesiti. Bıldırcın hücreleri KKK göçmen akışına katkı ve nöral tüp, açıkça QCPN (Şekil 4B) ile işaretlenmiş. Daha sonraki aşamalarda, bıldırcın KKK-türetilmiş hücreler nihai hedef dokuya izlenebilmektedir. , QCPN etiketli hücreleri civciv embriyo mezenşimin içinde serpiştirilmişE5 (Şekil 4C) maksiller süreci. QCPN antikor kolayca,, ana çevre bıldırcın-derived NCCS farklılaşma incelemek için diğer antikorları ile kombine edilebilir. Bıldırcın KKK-türetilmiş trigeminal duysal nöronlarda QCPN ve Tuj1 antikorlar (Şekil 4D) tarafından etiketlenir. <img alt="Şekil 1." src="/files/ftp_upload/3622/3622fig1.jpg" /> Şekil 1. Deneysel prosedür ve gerekli aletler genel bir bakış. A) Host (civciv) ve donör (bıldırcın) embriyo aşamasında uyumlu olması gerekir. Trigeminal ganglion ve Çene-mandibüler bölgedeki katkıda KKK akışı etiketlemek için HH9, idealdir. HH9, nöral tüp rostral bölgede kapatmak için başlıyor, ama henüz tamamen kapalı değil. Diyagramlarda gri çizgi kapanış nöral tüp orta hat temsil eder. Noktalı beyaz çizgiler, ev sahibi ve donör nöral tüp sağ tarafında bir Ortabeyin bölge eksize kesme hatları gösterir embryos. Ana embriyo eksize bölge atılır ve donör doku kimerik embriyo oluşturmak için nakledilen. B) Gerekli araçlar şunlardır: a) 5 ml&#39;lik 18 ile şırınga ½ G derialtı iğne, b) 26 ile 1 ml şırınga ½ 45 ° açılı, c) Hindistan mürekkep G derialtı iğne bükük, d) net ambalaj bandı, e) ağız pipetleme cam pipet AA forseps, aparatları, f) 60 mm-Petri, g) h) tırtıklı ipuçları, i eğri iris forseps) # 5 forseps, j) ince makas, k) l, tungsten tel bilenmiş) cam iğne, m) parafilm çekti kareler. <img alt="Şekil 2." src="/files/ftp_upload/3622/3622fig2.jpg" /> Şekil 2. 18 ideal ekleme noktası da dahil olmak üzere yumurta, yumurta ve embriyo hazırlanması. A) Kesitsel şeması, ½, albümin ışık çekilmesi için G derialtı iğne. B) ışık albümin ~ 3ml çekilmesi sonra, sarısı ve embriyo, araştırmacılar t bir &quot;pencere&quot; (oklar) kesmek için izin, yumurtanın içindeki düşürüro embriyo erişmek için kabuğu. Çini mürekkebi, steril Ringer çözeltisi seyreltilmiş 01:10, sonra embriyoların kolay evreleme için kontrast sağlamak için blastoderm altına enjekte edilebilir. C) Civciv embriyo mürekkep sonra. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/3622/3622fig3.jpg" /> Şekil 3. Şematik aşılama işlemi her aşamada ve HH aşamada 9 donör ve alıcı embriyo örnekleri A) Chick ana embriyo. , Vitellin membran greft kranial bölge erişmek için yırtılmış nereye şemada kesik çizgilerle gösterir. Vitellin membran yırtılmış sonra üçgen flep kaudal soyulmuş olmalıdır. Görüntünün Kutu (BC) içinde kullanılan inset gösterir. A &#39;) Bıldırcın donör embriyo. Görüntü donör embriyo yumurta çıkarıldı ve greft doku diseksiyonu için Petri yerleştirilir. (B &#39;) görüntü kutusunda kullanılan gömme gösterir. Vitelline ve sarısı membranlar t kaldırmak için nerede kesileceğini şematik diyagramı Kesikli çizgiler (A) gösteriryumurtadan çıkan embriyo. B), greft bekleyen eksize nöral tüp (beyaz oklar) tek taraflı Ortabeyin bölge ile Host embriyo. Kesimler Ortabeyin bölgede nöral tüp tüketim yapılmalıdır nerede şematik diyagramda noktalı çizgi gösterir. Dorsal nöral tüp greft dokusu ile B &#39;) Donör embriyo (greft dokusu siyah ok uçları ile gösterilir) çıkarıldı. Kesimler nöral tüp Ortabeyin bölgede aşılama tek taraflı donör doku tüketim bıldırcın embriyo nerede yapılmalıdır diyagramda noktalı çizgi gösterir. Bıldırcın dorsal nöral tüp implantını, civciv Ortabeyin bölgeye aşılamadan sonra C) Kimerik embriyo. <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/3622/3622fig4.jpg" /> Şekil 4. İmmünofloresan donör kaynaklı kimerik embriyo hücrelerinde bıldırcın özel nükleer antijen QCPN tespit chimera HH11 (de aşılı HH9), kırmızı QCPN boyama gösteren ve, HNK-1 boyanmasının (NCCS göç eden bir belirteç) A) Tüm montaj görüntü içindeyeşil. 10X büyütme dorsal görünüm. Embriyo ile nöral tüp ve göçmen KKK HNK-1 (yeşil) ile birlikte boyandı QCPN pozitif bıldırcın elde edilen hücreler gösteren (A) B) Kesit. 40X büyütme. C) chimera E5 maksiller sürecinde Çapraz bölümü (3 gün sonrası greft için inkübe), nöral tüp embriyo nihai konuma aşılı bölgeden göç etmiş QCPN-pozitif KKK kökenli hücrelerin (kırmızı) gösteren. 10X büyütmeli. D) Bölüm (yeşil) TuJ1-pozitif nöron içine trigeminal ganglion (kırmızı) ve farklılaşma KKK elde edilen bıldırcın E5 chimera gösteren katkısı ile. 40X büyütme. * NCCS; MP, maksiller süreci NT, nöral tüp; TG, trigeminal ganglion.

Yazarlar, ifşa etmek için bir şey var.

Postero-kaudal ekseni 21,67-69 boyunca farklı bölgelerden kaynaklanan NCCS göç belirli subpopülasyonunun izlemek için basit ve ucuz bir tekniktir host civciv embriyolarının içine bıldırcın nöral tüp grefti Burada anlatılan. Bu teknik deneysel olarak araştırmak, kuş embriyoları (memeli embriyo göre) erişim kolaylığı yararlanır ve elektroporasyon yoluyla ifade plazmidlerin doku ablasyonu, inhibitör moleküllerin enjeksiyon veya genetik manipülasyon gibi diğer teknikleri ile kombine e...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td></tr><tr><td> Civciv yumurta </td><td> Çeşitli - Texas A &amp; M Üniversitesi Kanatlı Bilimleri Bölümü, Teksas. </td><td></td></tr><tr><td> Bıldırcın yumurtası </td><td> Çeşitli - Ozarks Yumurta Şirket, MO kullanın. </td><td></td></tr><tr><td> Kuluçka (Dijital Saati 1502 Sporcu İnkübatör w / Nem 110-120 Volt AC) </td><td> <a href="http://www.poultrysupply.com" target="_blank">www.poultrysupply.com</a> </td><td> 1502 </td></tr><tr><td> , Dumont AA forseps, Inox Epoksi kaplı </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11210-10 </td></tr><tr><td> Seloteyp </td><td> Herhangi bir ofis malzemeleri satan bir mağazadan </td><td></td></tr><tr><td> Eğri İris forseps </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11065-07 </td></tr><tr><td> Benndia mürekkep </td><td> Herhangi bir sanat malzemeleri satan bir mağazadan </td><td></td></tr><tr><td> Pen / Strep (Penisilin, Streptomisin) Çözüm </td><td> VWR International </td><td> 101447-068 </td></tr><tr><td> Şeffaf Ambalaj bant </td><td> Herhangi bir ofis malzemeleri satan bir mağazadan </td><td></td></tr><tr><td> İğne çekme aparatı </td><td> Narashige, Japonya </td><td> PE-21 </td></tr><tr><td> Çekti cam iğne, 1.5-1.8 x 100mm borosilikat cam kılcal tüp yapılmış </td><td> Kimble kovalamaca </td><td> 34500 99 </td></tr><tr><td> 5 yapılmış cam pipet, ¾ &quot;Pasteur pipeti çekti </td><td> Fisher Scientific </td><td> : 13-678-6A </td></tr><tr><td> Ağız pipet aparatı (kalibre microcapillary pipet için aspiratör tüp montajı) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A5177-52A </td></tr><tr><td> Dumont # 5 forseps </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11251-30 </td></tr><tr><td> Tungsten tel, 0.1mm çap </td><td> VWR International </td><td> AA10404-H2 </td></tr><tr><td> Iğne tutucu (Nikel kaplama pin tutucu) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 26018-17 </td></tr><tr><td> QCPN antiserum </td><td> Gelişim Çalışmaları, Hibridoma Bankası, University of Iowa </td><td> QCPN </td></tr><tr><td> Alexa Fluor sekonder antikor (örneğin, Alexa Fluor 594 keçi anti-fare IgG1) </td><td> Invitrogen </td><td> A21125 </td></tr><tr><td> Ringer çözeltisi (2L): <ul><li> 14.4g NaCl </li><li> 0.34g CaCl 2 </li><li> 0.74g KCl </li><li> 0.230g Na 2 HPO 4 </li><li> : 0.04g KH 2 PO 4 </li><li> GKD 2 O 2L için </li><li> Filter ve otoklav </li></ul></td><td> Fisher Scientific Tüm reaktifler </td><td><ul><li> 7647-14-5 </li><li> 10043-52-4 </li><li> 7447-40-7 </li><li> 7558-79-4 </li><li> 7778-77-0 </li></ul></td></tr></tbody></table>

analysis of neural crest migration and differentiation by cross-species transplantation

Kuş embriyo yumurta içinde embriyo kolay erişim nedeniyle birçok omurgalı gelişimsel süreçleri, çalışmak için benzersiz bir platform sağlar. Bıldırcın donör doku, ovo içinde bir civciv embriyo nakli olduğu kimerik kuş embriyo, hücre popülasyonlarının, silinmez genetik etiketleme güç kuş embriyosunun tarafından sunulan manipülasyon kolaylığı ile birleştirir. Bıldırcın civciv kimeralar, 1-3 göç eden nöral krest hücrelerinden (NCCS) izlemek için klasik bir araçtır. NCCS embriyo hücreleri gelişmekte olan nöral tüp 4 dorsal bölgede kaynaklanan geçici bir göçmen nüfus vardır. Onlar, mezenkimal geçiş için bir epitel geçmesi ve daha sonra onlar, kıkırdak 5-13, melanositlere 11,14-20, nöronlar ve glia 21-32 dahil olmak üzere çeşitli hücre tipleri ayırt embriyonun diğer bölgelerine göç. NCCS multipotent, ve kendi nihai kaderini etkiler.1) bunlar, 11,33-37 embriyo, 2-kaudal postero ekseni boyunca kaynaklı olduğu sinirsel tüp bölge), bunlar 38-44 geçirmek olarak komşu hücreler sinyalleri, ve 3) nihai microenvironment tarafından çalışmalar la 45,46 embriyo içinde hedef. Embriyo içinde nihai pozisyon ve kaderine, nöral tüp kökenli bu hücreler izleme, modelleme ve organogenez düzenleyen gelişim süreçlerine önemli ipuçları sunuyor. , Donör nöral tüp (aşılama Homotopik) veya donör nöral tüp (heterotopik aşılama) farklı bölgelerinde tamamlayıcı bölgelerinde Nakli, 2,47 postero-kaudal eksen boyunca ön özellikli NCCS farklılıklar ortaya çıkarabilir. Bu teknik, daha fazla nöral tüp tek taraflı donör doku elde edilir bu tür tek taraflı bir bölmesi, nakli için uyarlanmış ve taraf kalıntıları ana embriyo yi soğukkanlı edilebilir2,47 içinde aynı örnek bir iç kontrol Elding. Bu, ayrıca ön sinirsel tüp 47 kapatıldı, HH10 sonra daha sonraki embriyolarda, beyin segmentlerinin transplantasyonu için adapte edilmiş olabilir. Burada nöral tüpün ayrı bir segment türetilen göçmen NCCS izlemek için izin nöral tüp nakli yoluyla bıldırcın-chick kimeralar üretme teknikleri sunduk. ,, Bıldırcın özel QCPN antikor 48-56 donör kaynaklı hücre türlerinin özel etiketleme araştırmacı deneysel uç noktasında donör ve alıcı hücreleri ayırt etmek için izin verir. Bu teknik, ucuz, kolay, ve kader haritalama, izleme hücre soyu, ve postero-kaudal ekseni 45 boyunca desenlendirme öncesi olayların saptanmasını da dahil olmak üzere birçok uygulama vardır. , Kolaylığı, avyan embriyo için erişim,-chick bıldırcın graft teknikle dahil olmak üzere diğer manipülasyonlar ile kombine edilebilir fakat, lens Ablasyon 4 sınırlı değildir0, embriyonun gelişim programı salınımları ile NCCS özellikle göç akımlarının yanıt belirlemek için inhibitör molekülleri 57,58, veya ifade plazmidler 59-61 elektroporasyon yoluyla genetik manipülasyon, enjeksiyon. Ayrıca, bu aşılama tekniği fare genetik kuş embriyo manipülasyonu kolaylığı ile gücünü birleştirmek için, kraniyofasiyal morfonogenezi, ya da fare civciv kimeralar KKK katkısını incelemek için bıldırcın-ördek kimeralar gibi diğer arası kimerik embriyo oluşturmak için kullanılan olabilir . 62

Watch this Scientific Journal Video about Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation at JoVE.com

Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation

Bıldırcın-chick kimerik embriyo kuş nöral krest hücrelerinin göç ve nihai kaderi analiz etmek için bir yaklaşım tarif edilmiştir. Bu yöntem, aksi ayarlanmamış bir civciv embriyo içinde ayırt etmek zor göç ve farklılaşma sırasında nöral krest hücrelerinden izlemek için basit ve kolay bir tekniktir.

Çapraz türler Nakli Sinir Crest Göç ve Farklılaşma Analiz

Avian embryos provide a unique platform for studying many vertebrate developmental processes, due to the easy access of the embryos within the egg. ...

analysis-neural-crest-migration-differentiation-cross-species

Research

JoVE Journal

Neuroscience

22.7K Görüntüleme.  Rice University. Bıldırcın-chick kimerik embriyo kuş nöral krest hücrelerinin göç ve nihai kaderi analiz etmek için bir yaklaşım tarif edilmiştir. Bu yöntem, aksi ayarlanmamış bir civciv embriyo içinde ayırt etmek zor göç ve farklılaşma sırasında nöral krest hücrelerinden izlemek için basit ve kolay bir tekniktir.

Video: Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation

Production of Chick Embryo Extract for the Cultivation of Murine Neural Crest Stem Cells

The neural crest arises from the neuro-ectoderm during embryogenesis and persists only temporarily. Early experiments already proofed pluripotent progenitor cells to be an integral part of the neural crest1. Phenotypically, neural crest stem cells (NCSC) are defined by simultaneously expressing p75 (low-affine nerve growth factor receptor, LNGFR) and SOX10 during their migration from the neural crest2,3,4,5. These progenitor cells can differentiate into smooth muscle cells, chromaffin cells, neurons and glial cells, as well as melanocytes, cartilage and bone6,7,8,9. To cultivate NCSC in vitro, a special neural crest stem cell medium (NCSCM) is required10. The most complex part of the NCSCM is the preparation of chick embryo extract (CEE) representing an essential source of growth factors for the NCSC as well as for other types of neural explants. Other NCSCM ingredients beside CEE are commercially available. Producing CCE using laboratory standard equipment it is of high importance to know about the challenging details as the isolation, maceration, centrifugation, and filtration processes. In this protocol we describe accurate techniques to produce a maximized amount of pure and high quality CEE.

To cultivate neural crest stem cells (NCSC) in vitro, a special medium (NCSCM) is required. Essential part of NCSCM is chick embryo extract (CEE). We here describe accurate techniques to produce a maximized amount of pure and high quality CEE, including details as the isolation, maceration, centrifugation, and filtration processes.

Civciv Embriyo Özü murin Sinir Crest Kök Hücre Yetiştiriciliği Üretimi

The neural crest arises from the neuro-ectoderm during embryogenesis and persists only temporarily. Early experiments already proofed pluripotent ...

Nörobilim

Physiological, Morphological and Neurochemical Characterization of Neurons Modulated by Movement

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor functions. Most investigations of sensorimotor mechanisms rely on either examination of neurons while an animal is static1,2 or record extracellular neuronal activity during a movement.3,4 While these studies have provided the fundamental background for sensorimotor function, they either do not evaluate functional information which occurs during a movement or are limited in their ability to fully characterize the anatomy, physiology and neurochemical phenotype of the neuron. A technique is shown here which allows extensive characterization of individual neurons during an in vivo movement. This technique can be used not only to study primary afferent neurons but also to characterize motoneurons and sensorimotor interneurons. Initially the response of a single neuron is recorded using electrophysiological methods during various movements of the mandible followed by determination of the receptive field for the neuron. A neuronal tracer is then intracellularly injected into the neuron and the brain is processed so that the neuron can be visualized with light, electron or confocal microscopy (Fig. 1). The detailed morphology of the characterized neuron is then reconstructed so that neuronal morphology can be correlated with the physiological response of the neuron (Figs. 2,3). In this communication important key details and tips for successful implementation of this technique are provided. Valuable additional information can be determined for the neuron under study by combining this method with other techniques. Retrograde neuronal labeling can be used to determine neurons with which the labeled neuron synapses; thus allowing detailed determination of neuronal circuitry. Immunocytochemistry can be combined with this method to examine neurotransmitters within the labeled neuron and to determine the chemical phenotypes of neurons with which the labeled neuron synapses. The labeled neuron can also be processed for electron microscopy to determine the ultrastructural features and microcircuitry of the labeled neuron. Overall this technique is a powerful method to thoroughly characterize neurons during in vivo movement thus allowing substantial insight into the role of the neuron in sensorimotor function.

A technique is described to quantify the in vivo physiological response of mammalian neurons during movement and correlate the physiology of the neuron with neuronal morphology, neurochemical phenotype and synaptic microcircuitry.

Hareketi tarafından Modülasyonlu Nöronlar Fizyolojik, Morfolojik ve nörokimyasal Karakterizasyonu

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor ...

Isolation and Culture of Neural Crest Stem Cells from Human Hair Follicles

Hair follicles undergo lifelong growth and hair cycle is a well-controlled process involving stem cell proliferation and quiescence. Hair bulge is a well-characterized niche for adult stem cells1. This segment of the outer root sheath contains a number of different types of stem cells, including epithelial stem cells2, melanocyte stem cells3 and neural crest like stem cells4-7. Hair follicles represent an accessible and rich source for different types of human stem cells. We and others have isolated neural crest stem cells (NCSCs) from human fetal and adult hair follicles4,5. These human stem cells are label-retaining cells and are capable of self-renewal through asymmetric cell division in vitro. They express immature neural crest cell markers but not differentiation markers. Our expression profiling study showed that they share a similar gene expression pattern with murine skin immature neural crest cells. They exhibit clonal multipotency that can give rise to myogenic, melanocytic, and neuronal cell lineages after in vitro clonal single cell culture. Differentiated cells not only acquire lineage-specific markers but also demonstrate appropriate functions in ex vivo conditions. In addition, these NCSCs show differentiation potential toward mesenchymal lineages. Differentiated neuronal cells can persist in mouse brain and retain neuronal differentiation markers. It has been shown that hair follicle derived NCSCs can help nerve regrowth, and they improve motor function in mice transplanted with these stem cells following transecting spinal cord injury8. Furthermore, peripheral nerves have been repaired with stem cell grafts9, and implantation of skin-derived precursor cells adjacent to crushed sciatic nerves has resulted in remyelination10. Therefore, the hair follicle/skin derived NCSCs have already shown promising results for regenerative therapy in preclinical models.
Somatic cell reprogramming to induced pluripotent stem (iPS) cells has shown enormous potential for regenerative medicine. However, there are still many issues with iPS cells, particularly the long term effect of oncogene/virus integration and potential tumorigenicity of pluripotent stem cells have not been adequately addressed. There are still many hurdles to be overcome before iPS cells can be used for regenerative medicine. Whereas the adult stem cells are known to be safe and they have been used clinically for many years, such as bone marrow transplant. Many patients have already benefited from the treatment. Autologous adult stem cells are still preferred cells for transplantation. Therefore, the readily accessible and expandable adult stem cells in human skin/hair follicles are a valuable source for regenerative medicine.

This article presents a robust protocol for isolation and culture of neural crest stem cells from human hair follicles.

İnsan Saç köklerinin arasından Sinir Crest Kök Hücre İzolasyonu ve Kültür

Hair follicles undergo lifelong growth and hair cycle is a well-controlled process involving stem cell proliferation and quiescence. Hair bulge is a ...

T-maze Forced Alternation and Left-right Discrimination Tasks for Assessing Working and Reference Memory in Mice

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in rodents. In our laboratory, we evaluated the two types of memory in more than 30 strains of genetically engineered mice using the automated version of this apparatus. Here, we present the modified T-maze apparatus operated by a computer with a video-tracking system and our protocols in a movie format. The T-maze apparatus consists of runways partitioned off by sliding doors that can automatically open downward, each with a start box, a T-shaped alley, two boxes with automatic pellet dispensers at one side of the box, and two L-shaped alleys. Each L-shaped alley is connected to the start box so that mice can return to the start box, which excludes the effects of experimenter handling on mouse behavior. This apparatus also has an advantage that in vivo microdialysis, in vivo electrophysiology, and optogenetics techniques can be performed during T-maze performance because the doors are designed to go down into the floor. In this movie article, we describe T-maze tasks using the automated apparatus and the T-maze performance of &alpha;-CaMKII+/- mice, which are reported to show working memory deficits in the eight-arm radial maze task. Our data indicated that &alpha;-CaMKII+/- mice showed a working memory deficit, but no impairment of reference memory, and are consistent with previous findings using the eight-arm radial maze task, which supports the validity of our protocol. In addition, our data indicate that mutants tended to exhibit reversal learning deficits, suggesting that &alpha;-CaMKII deficiency causes reduced behavioral flexibility. Thus, the T-maze test using the modified automatic apparatus is useful for assessing working and reference memory and behavioral flexibility in mice.

This article presents the protocol of T-maze tests using a modified automated apparatus for assessing the learning and memory functions in mice.

T-labirent Zorla Değişim ve Çalışma ve Fareler Referans Bellek değerlendirilmesi için sağ-sol Ayrımcılık Görevler

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in ...

Analysis of Trunk Neural Crest Cell Migration using a Modified Zigmond Chamber Assay

Neural crest cells (NCCs) are a transient population of cells present in vertebrate development that emigrate from the dorsal neural tube (NT) after undergoing an epithelial-mesenchymal transition 1,2. Following EMT, NCCs migrate large distances along stereotypic pathways until they reach their targets. NCCs differentiate into a vast array of cell types including neurons, glia, melanocytes, and chromaffin cells 1-3. The ability of NCCs to reach and recognize their proper target locations is foundational for the appropriate formation of all structures containing trunk NCC-derived components 3. Elucidating the mechanisms of guidance for trunk NCC migration has therefore been a matter of great significance. Numerous molecules have been demonstrated to guide NCC migration 4. For instance, trunk NCCs are known to be repelled by negative guidance cues such as Semaphorin, Ephrin, and Slit ligands 5-8. However, not until recently have any chemoattractants of trunk NCCs been identified 9. 
Conventional in vitro approaches to studying the chemotactic behavior of adherent cells work best with immortalized, homogenously distributed cells, but are more challenging to apply to certain primary stem cell cultures that initially lack a homogenous distribution and rapidly differentiate (such as NCCs). One approach to homogenize the distribution of trunk NCCs for chemotaxis studies is to isolate trunk NCCs from primary NT explant cultures, then lift and replate them to be almost 100% confluent. However, this plating approach requires substantial amounts of time and effort to explant enough cells, is harsh, and distributes trunk NCCs in a dissimilar manner to that found in in vivo conditions. 
Here, we report an in vitro approach that is able to evaluate chemotaxis and other migratory responses of trunk NCCs without requiring a homogenous cell distribution. This technique utilizes time-lapse imaging of primary, unperturbed trunk NCCs inside a modified Zigmond chamber (a standard Zigmond chamber is described elsewhere10). By exposing trunk NCCs at the periphery of the culture to a chemotactant gradient that is perpendicular to their predicted natural directionality, alterations in migratory polarity induced by the applied chemotactant gradient can be detected. This technique is inexpensive, requires the culturing of only two NT explants per replicate treatment, avoids harsh cell lifting (such as trypsinization), leaves trunk NCCs in a more similar distribution to in vivo conditions, cuts down the amount of time between explantation and experimentation (which likely reduces the risk of differentiation), and allows time-lapse evaluation of numerous migratory characteristics.

An approach to analyze the migration of explanted cells (trunk neural crest cells) is described. This method is inexpensive, gentle, and capable of distinguishing chemotaxis from both chemokinesis and other influences on migratory polarity such as those derived from cell-cell interactions within the primary trunk neural crest cell culture.

Bir Modifiye Zigmond Odası Testi kullanılarak Trunk Sinir Crest Hücre Göç Analizi

Neural crest cells (NCCs) are a transient population of cells present in vertebrate development that emigrate from the dorsal neural tube (NT) after ...

Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. Here we present a visualized experimental and methodological protocol to directly visualize microregional tissue hypoxia and to infer perivascular oxygen gradients in the mouse cortex. It is based on the non-linear relationship between nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) endogenous fluorescence intensity and oxygen partial pressure in the tissue, where observed tissue NADH fluorescence abruptly increases at tissue oxygen levels below 10 mmHg1. We use two-photon excitation at 740 nm which allows for concurrent excitation of intrinsic NADH tissue fluorescence and blood plasma contrasted with Texas-Red dextran. The advantages of this method over existing approaches include the following: it takes advantage of an intrinsic tissue signal and can be performed using standard two-photon in vivo imaging equipment; it permits continuous monitoring in the whole field of view with a depth resolution of ~50 &mu;m. We demonstrate that brain tissue areas furthest from cerebral blood vessels correspond to vulnerable watershed areas which are the first to become functionally hypoxic following a decline in vascular oxygen supply. This method allows one to image microregional cortical oxygenation and is therefore useful for examining the role of inadequate or restricted tissue oxygen supply in neurovascular diseases and stroke.

Here we describe a method to directly visualize microregional tissue hypoxia in the mouse cortex in vivo. It is based on concurrent two-photon imaging of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and the cortical microcirculation. This method is useful for high resolution analysis of tissue oxygen supply.

Endojen NADH Floresans iki-foton Imaging tarafından Fare Serebral Korteks olarak Microregional Hipoksi Algılama

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Tüm Dağı Muscle Analizi ile tekrarlanabilir Fare Siyatik Sinir Ezilme ve Rejenerasyon daha sonraki Değerlendirme

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

Embriyonik Mürin Nöral Tüp çıkan sinirsel Crest Hücre İzolasyonu ve Kültür

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

A Galvanotaxis Assay for Analysis of Neural Precursor Cell Migration Kinetics in an Externally Applied Direct Current Electric Field

The discovery of neural stem and progenitor cells (collectively termed neural precursor cells) (NPCs) in the adult mammalian brain has led to a body of research aimed at utilizing the multipotent and proliferative properties of these cells for the development of neuroregenerative strategies. A critical step for the success of such strategies is the mobilization of NPCs toward a lesion site following exogenous transplantation or to enhance the response of the endogenous precursors that are found in the periventricular region of the CNS. Accordingly, it is essential to understand the mechanisms that promote, guide, and enhance NPC migration. Our work focuses on the utilization of direct current electric fields (dcEFs) to promote and direct NPC migration - a phenomenon known as galvanotaxis. Endogenous physiological electric fields function as critical cues for cell migration during normal development and wound repair. Pharmacological disruption of the trans-neural tube potential in axolotl embryos causes severe developmental malformations1. In the context of wound healing, the rate of repair of wounded cornea is directly correlated with the magnitude of the epithelial wound potential that arises after injury, as shown by pharmacological enhancement or disruption of this dcEF2-3. We have demonstrated that adult subependymal NPCs undergo rapid and directed cathodal migration in vitro when exposed to an externally applied dcEF. In this protocol we describe our lab's techniques for creating a simple and effective galvanotaxis assay for high-resolution, long-term observation of directed cell body translocation (migration) on a single-cell level. This assay would be suitable for investigating the mechanisms that regulate dcEF transduction into cellular motility through the use of transgenic or knockout mice, short interfering RNA, or specific receptor agonists/antagonists.

In this protocol we demonstrate how to construct custom chambers that permit the application of a direct current electric field to enable time-lapse imaging of adult brain derived neural precursor cell translocation during galvanotaxis.

Dıştan Uygulanan Doğru Akım Elektrik Alanında Nöral Prekürsör Hücre Göç Kinetik Analizi için galvanotaksis Assay

The discovery of neural stem and progenitor  cells (collectively termed neural precursor cells) (NPCs) in the adult  mammalian brain has led to a body of ...

A Quantitative Cell Migration Assay for Murine Enteric Neural Progenitors

Neural crest cells (NCC) are a transient and multipotent cell population that originates from the dorsal neural tube and migrates extensively throughout the developing vertebrate embryo. In addition to providing peripheral glia and neurons, NCC generate melanocytes as well as most of the cranio-facial skeleton. NCC migration and differentiation is controlled by a combination of their axial origin along the neural tube and their exposure to regionally distinct extracellular cues. Such contribution of extracellular ligands is especially evident during the formation of the enteric nervous system (ENS), a complex interconnected network of neural ganglia that locally controls (among other things) gut muscle movement and intestinal motility. Most of the ENS is derived from a small initial pool of NCC that undertake a long journey in order to colonize - in a rostral to caudal fashion - the entire length of the prospective gut. Among several signaling pathways known to influence enteric NCC colonization, GDNF/RET signaling is recognized as the most important. Indeed, spatiotemporally controlled secretion of the RET ligand GDNF by the gut mesenchyme is chiefly responsible for the attraction and guidance of RET-expressing enteric NCC to and within the embryonic gut. Here, we describe an ex vivo cell migration assay, making use of a transgenic mouse line possessing fluorescently labeled NCC, which allows precise quantification of enteric NCC migration potential in the presence of various growth factors, including GDNF.

We present an ex vivo cell migration assay that allows precise quantification of enteric neural crest cell migration potential in the presence of various growth factors.

Kemirgen Enterik Sinir progenitörlerin için Kantitatif Hücre Göç Tahlili

Neural crest cells (NCC) are a transient and multipotent cell population that originates from the dorsal neural tube and migrates extensively throughout ...