Name: epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples
Uploaded: 2015-03-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 48 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples at JoVE.com

Yazarlar olan katkıları ICR ve sırasında yapılan izleme yapılan sayısız EPA personeline teşekkür mümkün UCMR3, bildirilen diğer EPA çalışmaların aşağıdaki kurşun araştırmacılar: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, Tim Wade; eleştirel bu yazının gözden Shannon Griffin ve Michael Ware ve. Yazarlar örnek toplama göstermek için kendi pompa evlerden birinin kullanımı için Indian Hill Su İşleri teşekkür ederim. Bu çalışma USEPA tarafından gözden ve yayına kabul olmasına rağmen, ille resmi Ajansı politikasını yansıtmayabilir. Ticari adları veya ticari ürünlerin Mansiyon kullanımı için onay ya da tavsiye niteliğinde değildir.

1. Ön Prosedürler <ol><li> Ek malzemeler de tarif edildiği gibi bir giriş modülü, bir kartuş yuva modülü ve bir boşaltma modülden oluşan, Şekil 1 &#39;de gösterildiği gibi, bir standart filtre düzeneği bir araya getirin. </li><li> İlk kullanımdan önce numune almak için kullanılan akış hızlarında debimetre / Toplayýcýyý kalibre. İlk kullanımdan sonra kalibrasyon kontrol ve kullanım ardından bir ay sonra. Akış hızı kalibrasyonu ya ilk kullanımdan sonra veya kullanım ilk aydan sonra değiştiyse Ek Malzemeler açıklandığı gibi, kalibrasyon kontrolleri için sıklığının belirlenmesi. <ol><li> Bir giriş modülüne bir deşarj modülü bağlayın ve daha sonra bir musluğa emme modülünü bağlayın. Akış hızı okumak için debimetre / Toplayýcýyý ayarlayın. Tamamen dokunun açın ve daha sonra bronz küresel vana kullanılarak 10 L / dk akış hızını ayarlamak. Akış hızı 10 L / dk stabil sonra, toplam hacim okumak için debimetre / Toplayýcýyý sıfırlayın. </li><li> Çıkış yerleştirin4 L içine deşarj modülü izin ya da daha büyük dereceli silindir ve aynı anda sıfıra Toplayýcýyý sıfırlayın. 4 L işaretine de toplayıcı okuma ve silindir 4 L işaretine ulaşmak için gereken süreyi ölçün. Debi ayarını tekrar debimetre / Toplayýcýyý değiştirin. NOT: akış hızı aşağıdaki 9.95 L düştü veya Adım 1.2.2 tamamladıktan sonra fazla 10.05 L yükseldi olsaydı akış hızı istikrarlı ve tekrar Adım 1.2.2 kadar bekleyin. Bir doğru kalibre metre 4.0 ± 0.04 L. bir toplayıcı okuma ile 24 ± 1 sn mezun silindir üzerinde 4 L işareti ulaşacak </li><li> Toplayıcı okuma az 3,96 veya daha fazla 4.04 L ise, gözlenen farkın ayarlamak için gerekli bir düzeltme faktörü hesaplamak. Debimetre / toplayıcı mezun silindir üzerinde 4 L işareti 3.9 L okur Örneğin, düzeltme faktörü 1.026 (4 ÷ 3.9) olacaktır. Bir alan numunenin istenen hacmi 300 L idi Dolayısıyla eğer, hacim r göre toplanandebimetre / toplayıcı üzerindeki ider olmalıdır 300 ÷ 1.026 = 292,4 L. </li></ol></li><li> Standart filtre cihazı sterilize ve numune toplama için hazırlayın. <ol><li> Ya tamamen Çözeltilerin modülleri daldırılmasıyla veya modüllerin bir pompa kullanılarak da sodyum hipoklorit dolaştırarak, her kullanım öncesi en az 30 dakika boyunca 0.525% sodyum hipoklorit ile emme ve kartuş yuvası modülleri sterilize edin. Steril dH 2 O modülleri yıkayın ve daha sonra 5 dakika süre ile, steril reaktif dereceli bir litre su için, 1 M sodyum tiyosülfat ve 50 ml ihtiva eden bir çözelti içinde Klorsuzlaşmaz. Filtre örnekleme cihazı modülü steril alüminyum folyo ile örtün biter. </li><li> Kartuş konut modülü aseptik bir elektropozitif kartuş filtre ekleyin. NOT: Bu kartuş filtre düzgün yuvaları oturduğundan emin olmak için özen gösterin. Düzgün oturmuş filtreler sızıntı olmaz ve sarsılmış zaman filtre muhafazası içinde hareket etmeyecektir. ap üzerindeki contalarroperly oturmuş filtre nerede filtre temas onları gösteren görünür girintileri olacaktır. contalar, her zaman filtre gövdesinden kaldırılır hemen sonra çentikler için kontrol edilmelidir. </li><li> Bir örnek Data Sheet benzersiz bir örnek numarasını kaydedin (bir örnek için Ek Malzemeler bakınız) ve daha sonra almak veya numune ile ilgili gerekli talimatları ile birlikte, filtre örnekleme cihazı ve saha örneği toplama olacak bireye örnek Data Sheet gemi toplama (örneğin, örnek hacmi, numune alma yeri). </li></ol></li></ol> Örnekleme Sitesinde Örnek Toplama 2. Hazırlık <ol><li> Toplama yerinde girişte ellerinizi yıkayın ve örnek kontaminasyon olasılığını en aza indirmek için ameliyat eldivenleri yok. Bağırsak veya solunum semptomları yaşıyorsanız eğer örnekleri toplamak etmeyin. Değişim eldiven sık sık, özellikle su muslukları ve diğer öğeleri dokunduktan sonra devam olabiliraminated. </li><li> Bir örnek Bilgi Formuna izleme bilgilerini Tutanak, ilgili örnek. İlgili bilgi sitesi ve örnek tanımlama, örnekleyici adını ve ekipman modelleri ve seri numaralarını içerir. </li><li> Doğrultusunda yerleşmiş kirleri temizlemek için 2-3 dakika su musluğu açın. Gerekirse, bu adımı sırasında bir drenaj ulaşmak için bir bahçe hortumu veya boru kullanın. </li><li> Örnekleme cihazı modülleri bağlıysa, bunları kesmek ve steril folyo ile kartuş konut modülünün açık uçlarını korumak. Emme modülüne deşarj modülü bağlayın ve sonra su musluğuna hem bağlayın. Deşarj modülün sonunda bir bahçe hortumu bağlayın ve 1 L polipropilen kapta serbest ucunu yerleştirin. </li><li> Musluğu açın ve su en az 75 L aparatı sayesinde numune alınacak geçmek. <ol><li> Tedbir ve polipropilen kap-klor artığı akan su yıkayın döneminde su kalite parametreleri kaydetmekual, pH, sıcaklık, ve bulanıklık. </li><li> Musluktan suyu kapattıktan sonra, emme modülden deşarj modülü çıkarın, sonra emme modülünün çıkışında ve kartuş konut modülünün çıkışına deşarj modülü kartuş konut modülünü bağlayın. Sıfıra okuma Toplayýcýyý sıfırlayın. </li></ol></li></ol> 3. Alan Numune Toplama <ol><li> Tarih ve saat ile ilk toplayıcı okuma boyunca kaydedebilir ve daha sonra yavaş yavaş su musluğunu açın. <ol><li> Kartuş yuvası dik bir pozisyonda olduğu ve tamamen su ile dolar ve emin olun. Bazı muhafazalar dolum işlemi sırasında konut havayı çıkarmak için basılabilir bir havalandırma düğmesi var. </li><li> Tamamen musluğu açın. Bronz küresel vana kullanılarak 10 L / dk akış hızını ayarlayın ve ardından başlangıç ​​akış hızını kaydedin. </li></ol></li><li> Yüzey suyu 300 L veya aparat yoluyla yeraltı 1.500 1.800 L kullanarak geçmektoplayıcı okumaları (gerekirse gibi, düzeltilmiş). Gerekli hacim önce filtre takunya ulaşıldığında ve yarısından fazlası hacmi tahsil edilmişse, bir varsa, geri kalan örnek toplamak için ikinci bir filtre konut modülünü kullanabilirsiniz. </li><li> Örnek hacmi örnekleme döneminin sonuna yaklaştıkça akış hızı dikkate alınmalıdır ve sonra örnek musluktan su akışını kapatın. Nihai akış hızı, tarih, günün saati, son toplayıcı okuma ve toplam örnek hacmi kaydedin. </li><li> Musluktan filtre örnekleme cihazı ayırın. Diğer modüllerden kartuş konut modülünü ayırın. <ol><li> Baş aşağı filtre muhafazasını (ler) çevirin ve aşırı su hem giriş ve çıkış portları akacak daha fazla su kadar dışarı akmasına izin verin. </li><li> Dik konut çevirin ve steril alüminyum folyo ile her ucunda hızlı bağlantılarını kapsamaktadır. Bir veya daha fazla kapatılabilen plastik torbalar içine konut yerleştirin. </li><li> Alımı ve d suyu boşaltındağılması modüller. Bir veya daha fazla sızdırmaz plastik torbalar içine modülleri yerleştirin. </li></ol></li></ol> Saha Örneklerinin 4. sevkiyatı <ol><li> Yalıtımlı bir depolama ve taşıma soğutucu içine filtre örnekleme cihazı modülleri yerleştirin. </li><li> Depolama donmuş buz paketleri veya çift-Torbalı buz küpleri ekleyin ve örnek sevkiyat sırasında 1-10 ° C arasında kalmasını sağlamak için soğutucu taşıma. Büyük İki veya 6-8 küçük buz paketleri yeterli olmalıdır. </li><li> Buz paketleri veya buz torbaları temas etmeden bir yerde yalıtılmış depolama ve taşıma göğüs sıcaklık kayıt cihazı yerleştirin. NOT: Analitik laboratuvar hemen girişte kartuş yuvasının ve kabın açılması sıcaklığını ölçmek için bir görsel kızılötesi termometre kullanarak edilecektir sıcaklık kayıt cihazı isteğe bağlıdır. </li><li> Ambalaj malzemesi ile herhangi bir boşluk alanı doldurun ve sonra t, bir yapışmalı plastik torba içinde korunan Örnek Data Sheet, koyunop. Suyun herhangi bir sızıntıyı önlemek için izole depolama ve taşıma göğüs ve bant kapatın. </li><li> Taşıma veya analitik laboratuvara numune gemi. Örnek bir alan örnek toplama başladıktan sonra en geç 24 saat daha analitik laboratuvar geldiğinde emin olun (yani, adım 3.1 kaydedildi zamanı). </li></ol>

<ol>
	<li>Katayama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One-year+monthly+quantitative+survey+of+noroviruses,+enteroviruses,+and+adenoviruses+in+wastewater+collected+from+six+plants+in+Japan.">One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan.</a> Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).</li><li>La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+real-time+PCR+of+enteric+viruses+in+influent+and+effluent+samples+from+wastewater+treatment+plants+in+Italy.">Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy.</a> Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).</li><li>Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+an+enterovirus+sewage+surveillance+system+by+comparison+of+clinical+isolates+with+sewage+isolates+from+milwaukee,+wisconsin,+collected+august+1994+to+december+2002.">Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).</li><li>Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+diversity+of+noroviruses+in+raw+and+treated+sewage+water.">Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water.</a> Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).</li><li>Haramoto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+profiles+of+human+noroviruses+and+indicator+bacteria+in+a+wastewater+treatment+plant+in+Tokyo,+Japan.">Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan.</a> Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).</li><li>Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+enteric+viruses+in+stream+water+with+RT-PCR+and+cell+culture.">Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture.</a> J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).</li><li>Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+viruses+in+rivers+of+a+densly-populated+area+in+Germany+using+a+virus+adsorption+elution+method+optimized+for+PCR+analyses.">Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses.</a> Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).</li><li>Lieberman, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).</li><li>Parshionikar, S. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waterborne+outbreak+of+gastroenteritis+associated+with+a+norovirus.">Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).</li><li>Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gastroenteritis+outbreak+caused+by+waterborne+norovirus+at+a+New+Zealand+ski+resort.">Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort.</a> Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).</li><li>Shaw, S., Regli, S., Chen, J., Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+occurrence+and+health+risks+in+drinking+water.">Virus occurrence and health risks in drinking water.</a> Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).</li><li>Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+Enteroviruses+from+Large+Volumes+of+Water.">Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water.</a> Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).</li><li>Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+in+water.+II.+Evaluation+of+membrane+cartridge+filters+for+recovering+low+multiplicities+of+poliovirus+from+water.">Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water.</a> Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=40+CFR+Part+141+National+Primary+Drinking+Water+Regulations:+Monitoring+Requirements+for+Public+Drinking+Water+Supplies;+Final+Rule.">40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule.</a> Federal Register. 61 (94), 141 (1996).</li><li>Pang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbial+removal+rates+in+subsurface+media+estimated+from+published+studies+of+field+experiments+and+large+intact+soil+cores.">Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores.</a> J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).</li><li>Johnson, T. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+and+Bacteria+in+Karst+and+Fractured+Rock+Aquifers+in+East.">Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East.</a> Ground Water. 49 (1), 98-110 (2011).</li><li>Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).</li><li>Fout, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , 1-91 (2012).</li><li>Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+in+nondisinfected+drinking+water+from+municipal+wells+and+community+incidence+of+acute+gastrointestinal+illness.">Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness.</a> Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).</li><li>Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scientific+Investigations+Report+2004-5219,+U.S.+Geological+Survey.">Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey.</a> Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).</li><li>Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+the+Risk+from+Giardia+and+Viruses+in+Drinking-Water.">Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water.</a> Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parts+141+and+142+Revisions+to+the+Unregulated+Contaminant+Monitoring+Regulation+(UCMR3)+for+Public+Water+Systems;+Final+Rule.">Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule.</a> Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).</li><li>Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+enteroviruses,+adenoviruses,+and+noroviruses+from+drinking+water+by+use+of+glass+wool+filters.">Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).</li><li>Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+various+real-time+RT-PCR+assays+for+the+detection+and+quantitation+of+human+norovirus.">Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus.</a> J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).</li><li>Cashdollar, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+Evaluation+of+EPA+Method+1615+for+Detection+of+Enterovirus+and+Norovirus+in+Water.">Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).</li><li>Cashdollar, J. L., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+primary+concentration+of+viruses+from+water+samples:+a+review+and+meta-analysis+of+recent+studies.">Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies.</a> J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).</li><li>Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+hollow-fiber+ultrafiltration+primary+concentration+of+pathogens+and+secondary+concentration+of+viruses+from+water.">Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water.</a> J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).</li><li>Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+virus+concentration+method+and+its+application+to+detection+of+enterovirus+and+norwalk+virus+from+coastal+seawater.">Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater.</a> Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).</li><li>Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+of+human+norovirus+from+water+by+virus+concentration+methods.">Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods.</a> J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).</li><li>Sobsey, M. D., Jones, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+poliovirus+from+tap+water+using+positively+charged+microporous+filters.">Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).</li><li>Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+electropositive+filter+for+concentrating+enteroviruses+and+noroviruses+from+large+volumes+of+water.">New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).</li><li>Ko, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+electropositive+filtration+for+recovering+norovirus+in+water.">Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water.</a> J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).</li><li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+Evidence+of+Norwalk+Virus+Contamination+Levels+on+the+Hands+of+Infected+Individuals.">Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Çevre sularından virüsleri konsantre edilmesi için farklı filtre tipleri yıllar üzerinde 26 kullanılmıştır. Güncel yöntemler süzgeçleri 27, elektronegatif filtreler 13,28,29, cam yünü filtreleri 23 ve elektropozitif filtreler 30 istihdam. Elektronegatif filtreler yaygın olarak uzun yıllar kullanıldı, ancak tuz ilavesi ve önce veya örnekleme sırasında alanda su pH ayarlanması için bir gereklilik kendi yararını 13 sınırlar. alan örneklemesi için en pratik filtre seçimi elektropozitif filtreler olduğunu. Bu filtreler, yüksek akış hızlarında ve su herhangi bir klima olmaksızın suyun büyük hacimli örnekleme sağlar. Cam yünü filtreler en ucuz seçenek olmakla birlikte, elektropozitif filtrelerin daha yavaş akış oranları ve ticari olarak mevcut değildir. Ultrasüzgeçler su kalitesinin geniş bir ürün yelpazesi üzerinde en yüksek virüs kurtarma sağlar, ancak ekipman sampli için gerekling kolayca alan taşınabilir değildir ve örnekleri toplamak için gerekli süre 27 daha uzundur. Yöntem son zamanlarda kullanım alanına ayarlama ihtiyacını önlemek için elektronegatif filtreleri şartlandırılarak geliştirilmiştir, ancak bu büyük örnek hacimleri 28,29 toplamak için geçerli olmayabilir. EPA Method 1615 alüminyum oksit nanolifler veya dörtlü aminler ya kendi pozitif yük almak elektropozitif kartuş filtreler kullanır. ikincisi üzerine eski avantajları, daha az pahalı olduğu ve etkili bir şekilde 30,31 değerleri doğal pH&#39;ı geniş bir aralık üzerinde sularından virüsü toplar; Ancak, her kartuş, yanı sıra Borchardt ve arkadaşları tarafından kullanılan cam yünü filtreleri su 23,31,32 (Cashdollar, yayınlanmamış veriler) den Enterovirüs ve norovirusa benzer kurtarma verir. Kartuş filtreler örneklerin toplanması kolaylaştırmak için tasarlanmış basit bir örnekleme cihazı içine yerleştirilirve örnekleme sırasında kirlenmeyi azaltmak. Büyük çalışmalar birden analitik laboratuvarları kullanarak yapılan zaman standart yöntemler paha biçilmezdir. EPA Method 1615 standart prosedürler ve bu toplanan verileri etkileyebilir iki büyük örnek toplama sorunları en aza indirmek için rehberlik sağlar çalışmalar-yanlış kirlenme örnek toplama sırasında veya yetersiz dezenfekte cihaz bileşenleri ve bileşenleri tarafından filtre gözeneklerin tıkanması kaynaklanan olumlu sonuçlar Su örneklenmiş olan. Enterik virüsler nedeniyle yetersiz hijyen kişiden kişiye yayılabilir gibi, virüsler kontamine eldiven 33 ile kötü yıkanmış elleri veya elinden örneklerin içine sokulabilir. Bu numune potansiyel kirlenme yolları anlamak ve örnekleme sırasında aseptik tekniği kullanmak esastır. Nümune eldivenler öncelikle p maruz örnekleyicinin korumak için kullanılan ve olmadığını anlamak gerekirkirden cihazı rotect. Örnekleme ve bakım başlangıç ​​kirlenmesini eldivenin el önlemek için eldiven giyilmesini sırasında alınmalıdır önce eller yıkanmalıdır. Onlar yüksek seviyelerde enterovirüsleri veya Noroviruses dökülme olabilir gibi gastroenterit veya solunum semptomları olan numune, numune toplamak olmamalıdır. İkincisi, bakım, önceki örnekleme olaylardan virüsün taşınmasını önlemek için alınmalıdır. Kontaminasyon bu potansiyel kaynağını en aza indirmek için, yöntem 1615 yılında örnekleme cihazı giriş ve kartuş yuvası modülü arasında bir basınç regülatörü ve basınç ölçer içermemesiyle ICR, de modifiye edilmiştir. Örnekleme olaylar sırasında gözlenen basınçlar maksimum konut değerlendirmesi altında her zaman çünkü bu bileşenler çıkarıldı (örneğin, 125 5-inç kartuş muhafazaları için psi) ve dezenfekte etmek zor çünkü. İkinci sorun st ekipmanları boş kontrollerin kullanımı ile gösterildiUST 6,20 sonra udies. derecesi hangi ICR veri bilinmeyen etkilenen, ama büyük olasılıkla küçük oldu; Sadece iki yanlış pozitif negatif performans değerlendirme örnekleri çalışma sırasında vardı (veriler gösterilmemiştir). Ayrıca taşınmasını bulaşma olasılığını azaltmak için, aynı zamanda giriş modülü boru, her örnekleme olaydan sonra değiştirilmesi önerilir. Bu cihaz virüsü ile tohumlandı, kalite ya da performans kontrol için kullanılmıştır, eğer yeterli bir dezenfeksiyon sağlamak için özellikle önemlidir. Dezenfeksiyon uygulamadan önce, serbest klor konsantrasyonu depolama esnasında herhangi bir kayıp ölçülmelidir. Yukarıda tarif edilen düzeneğin konfigürasyonda ilgili değişimlere ek olarak, düzenli olarak ekipman boşlukları dezenfeksiyonun etkili olduğunu göstermek için çalıştırılabilir esastır. Yöntem 1615 ekipman boşlukları virüs tohumlu kontroller için kullanıldıktan sonra dezenfekte edilmiştir cihazları kullanılarak gerçekleştirilebilir görev, bu şekilde basitleştirilmesiihtiyacını ortadan kaldırarak prosedür dezenfeksiyon önce aygıt içinden bir virüs aşılanmış solüsyonun geçmek için. bu konsantrasyon, ekipman, herhangi uygun bir virüs deaktive etmek ve nükleik asitleri indirgeme her ikisi de gerekli olduğu gibi dezenfektan konsantrasyonu, Yöntem 1615 için 0.525% hipoklorit yükseltildi. Bu nedenle, ekipman boşlukları hücre kültürü ve qPCR deneyleri hem kullanılarak analiz edilmelidir. Elektropozitif filtrelerin Her iki tür Tablo 1&#39;de rapor çalışmaları sırasında tıkanma tabi tutulmuştur. Azaltılmış hacimli numune bilinmeyen sayısı, toplayıcı bir yanlış okuma veya başka karşılamak için örnekleme kasıtlı erken durağı olarak, bağlı örnekleme hataları olabilir Özellikle 20 NTU daha az bulanıklık okumaları ile sular için son tarih. tıkanma derecesi filtre tipi ve su kalite parametreleri üzerine hem bağlıdır. Önfiltreler bazı gelişmeler ölçüsünü sağlar, fakat kullanıldığında, işlenmiş ve analiz edilmelidirayrı elektropozitif filtreden. UCMR3 için geçerli tavsiye örnek en az yarım hacmi ilk filtre kullanılarak toplanan olabilir eğer iki alüminyum oksit nano-tabanlı filtreler kullanarak ön filtre olmadan tahsil edilmesi olduğunu.

İnsan enterik virüsler gastrointestinal içinde çoğaltmak ve fekal-oral yoldan yayılır. Bu virüsler genellikle yüksek konsantrasyonlarda 1-3 kanalizasyon bulunurlar. Onlar kanalizasyon atıkları 4,5 inat, ve yüzey 6,7, zemin 8-10 ve 11 içme sularında tedavi edilebilir. Mevcut olduğunda, ABD&#39;deki çevre sularından virüsün konsantrasyonu tipik olarak doğrudan ölçüm 12,13 için çok düşüktür. Bu, virüs büyük hacimlerde su gelen konsantre edildi gerektirir. Bilgi Toplama Kuralı (ICR), ABD Çevre Koruma Ajansı (USEPA) 14 tarafından yürütülen izleme sırasında, bulaşıcı birimlerinin 19.7 en muhtemel sayı ülke çapında 0.009 arasında değişmektedir büyük yarar kaynak suyu pozitif örneklerin virüs konsantrasyonları (EMS) / L. Pozitif örneklerin Medyan ve ortalama konsantrasyonları 0.03 ve akan kaynak suları için 0.17 EMS / L, 0.01 idigöl ve rezervuarlarda gelenler için 0.07 EMS / L, ve yeraltı sularını 11 (2000/04/25 tarihli ICR Aux1 18 ay erişim veritabanından veri) kullananlar için 0,04-0,74 EMS / L. Ulusal yeraltı Bir USEPA çalışmanın olumlu örneklerin Virüs konsantrasyonları 0.009 2.12 bulaşıcı birimler / ortanca ve 0.13 ve 0.29 bulaşıcı birimler / L 8 ortalama konsantrasyonları ile L arasında değişmektedir. Pozitif yeraltı örneklerinde virüs konsantrasyonu akan akarsularda daha yüksek oldu. Bu çalışmalarda yeraltı kullanarak tesislerin çoğu karstik bölgelerde bulunan akiferlerinden su aldı. Bunlar, kireçtaşı ve kristalin bulunan olanlarla birlikte (kırık kaya) ayarlarınız diğer ayarlardan 8,15,16 daha yüksek virüs konsantrasyonlarını olması muhtemeldir. USEPA virüs yöntemleri yüzey suyunun 200 L 300 L (ICR) (1615 Yöntemi) ve yeraltı 17,18 1,000 L 1.500 L (ICR) (1615 Yöntem) örnekleme hacimleri belirtin. Ancak, daha kullanımı ilebüyük örnek hacimleri, çoğu yüzey ve yeraltı suyu numuneleri virüs 8,11,19,20 için negatiftir. Yüzey sularında bulunan Virüsler içme suyu tüketicilere potansiyel sağlık riski oluşturmaktadır. Yüzey Suyu Arıtma Kural en az 4-log virüs konsantrasyonlarını azaltmak için yüzey suyu kullanan tüm arıtma tesisleri gerektirir. Hatta bir 4 log azalma, 0.0044 EMS / L kadar az kaynağı, su içinde enfekte edici virüs konsantrasyonunun, ortalama kalma ve tedavi koşullarına ve rotavirüs 11,21 için doz tepki parametrelerinin varsayarak günde bir enfeksiyona neden olabilir. Tedavi edilmeyen Sularda bulunan virüs riski nedeniyle tedavi ve viral oluşum eksikliği daha büyük olabilir. Borchardt ve arkadaşları erişkinlerde akut gastroenterit% 22 ve% 63 kadar çocuklarda daha az beş yıl işlenmemiş yeraltı sularını kullanarak 19 topluluklarda içme suyu virüs nedeniyle olabileceğini tahmin ediyoruz. USEPA Mbu yöntemde, 1615 Borchardt bulgularına ve meslektaşları 19,23 takibi ulusal olarak düzensiz Kirletici İzleme Yönetmelik üçüncü izleme döngüsü (UCMR3) 22 sırasında enterovirüs ve Norovirus algılamak için geliştirilmiştir. USEPA yöntem öncelikle işlenmemiş yeraltı sularını kullanarak sistemlerde virüs ölçmek için tasarlanmış, ancak diğer su matris türlerini içerecek şekilde daha genel yazılmıştır. Yeni yöntem ICR 17 sırasında kullanılan önceki virüs yöntemiyle birçok bileşenleri koruyarak bir melez, moleküler prosedürlerin eklenmesi norovirusa 24 Borchardt ve ark. 19,23 ve ek primer setleri yöntemine dayalı. Bu yazının amacı örnekleme prosedürü ve toplama ve sevkiyat sırasında numunenin bütünlüğünü korumak için gerekli adımları tanımlamaktır. Genel yöntemin bir değerlendirme Cashdollar ve ark. 25 tarif edilmiştir. Bu protokol, basit alan collectio kapaklarıBir pompa ve ön filtre gerekli değildir ve ayarlamalar pH veya suyun içinde bir dezenfektan varlığı için gerekli değildir nerede yüzey ve yeraltı sularının n numune alınacak. daha karmaşık bir numune alma Fout ve ark. 17,18 tarif edilmiştir.

<table><tbody><tr><td>1-L polypropylene bottle</td><td>Nalgene</td><td>2104-0032</td><td></td></tr><tr><td>Aluminum foil squares</td><td>Cole-Parmer</td><td>06275-40</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Steris</td><td>Amsco Lab Series</td><td></td></tr><tr><td>Bubble wrap</td><td>U.S. Plastics</td><td>50776</td><td></td></tr><tr><td>Closable bag</td><td>Uline</td><td>S-12283</td><td></td></tr><tr><td>Closable bag</td><td>Fisher Scientific</td><td>S31798C</td><td></td></tr><tr><td>Commercial ice packs</td><td>Cole-Parmer</td><td>06345-20</td><td></td></tr><tr><td>Cool safe box</td><td>Diversified Biotech</td><td>CSF-BOX</td><td></td></tr><tr><td>Gauze sponge</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Graduated cylinder</td><td>Cole-Parmer</td><td>06135-90</td><td>4-L or larger</td></tr><tr><td>Hype Wipe</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-412-56</td><td></td></tr><tr><td>iButtons temperature data logger</td><td>Maxim</td><td>DS1921G</td><td></td></tr><tr><td>Insulated storage and transport chest</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-676-12</td><td></td></tr><tr><td>Packing tape</td><td>U.S. Plastics</td><td>50083</td><td></td></tr><tr><td>Portable chlorine colorimeter II test kit</td><td>Hach</td><td>5870062</td><td></td></tr><tr><td>Portable pH and temperature probe</td><td>Omega</td><td>PHH-830</td><td></td></tr><tr><td>Portable turbidity meter</td><td>Omega</td><td>TRB-2020-E</td><td></td></tr><tr><td>PTFE thread tape</td><td>Cole-Parmer</td><td>08270-34</td><td>Use on all threaded connections</td></tr><tr><td>Pump, Centrifugal Magnetic Drive</td><td>Cole-Parmer</td><td>72010-20</td><td></td></tr><tr><td>Reduction nipple</td><td>Cole-Parmer</td><td>06349-87</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hypochlorite (NaClO)</td><td></td><td></td><td>Use locally available household bleach</td></tr><tr><td>Sodium thiosulfate (Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;S&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>217247</td><td></td></tr><tr><td>Surgical gloves</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-058-800</td><td></td></tr><tr><td>Waterproof marker</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-290546</td><td></td></tr><tr><td>Media</td><td>Composition</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.525% sodium hypochlorite (NaClO)</td><td>Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O.&amp;nbsp; Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.</td><td></td><td>&amp;nbsp;&lt;br /&gt;&amp;nbsp;&lt;br /&gt;&amp;nbsp;&lt;br /&gt;&amp;nbsp;&lt;br /&gt;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td>1 M sodium thiosulfate (Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;S&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;) pentahydrate</td><td>Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;S&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; in 1 L of dH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O.&amp;nbsp; Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Filtre tıkanma Tıkanma filtre içinden suyun akış hızını, Yöntem 1615 ile karşılaşılabilir büyük potansiyel bir problemdir. Bazı durumlarda bu, daha büyük bir akış sağlamak için küresel vana açılarak aşılabilir. Gerekli olan hacim içinden geçmeden önce, diğer durumlarda, filtre tamamen tıkalı hale gelecektir. Tablo 1 filtre tipi, su tipi ve bulanıklığın bir fonksiyonu olarak düşük hacimleri ile örneklerin yüzdesini göstermektedir. Tıkanma ters yüzey suyu numuneleri için durum iken, alüminyum oksit nano-tabanlı filtre yeraltı örnekleri için dörtlü amin bazlı filtre daha iyi performans ile, yeraltı ve yerüstü su hem de örnekleri ile oluştu. Alüminyum oksit nano-tabanlı filtreler ile toplanan örneklerin% 10 tıkanma nedeniyle gerekli minimum belirtilen hacmini karşılamak için başarısız olurken Genel, dörtlü amin bazlı filtre kullanılarak toplanan örneklerin% 6 hacmindeki eksikliği vardı. Cinsel, bulanıklık artmıştır tıkanmaya, ancak farklı bileşenlerin bir dizi bulanıklık katkı ve bunlardan bazıları, tıkanmasına neden yoktur. Örneğin, ICR çalışma sırasında meydana gelen tüm tıkanma olayları% 43 (verileri gösterilmemiş olan) iki nehir sistemleri sınırlı idi. ICR sırasında yüzey suyu için minimum hedef hacim çalışma sırasında toplanan ortalama hacmi 208 L medyan hacmi 217 ± 32 L idi 200 L. oldu (ICR Aux1 18 ay erişim veritabanından veri 2000/04/25 tarihli) . Böylece, tam ses bile yüksek Türbiditlerin birçok sularından alınabilir. Bulanıklıkları 75 NTU üzerinde iken UST bir ön filtre kullanmak için numune gerekli, hatta bir ön filtre ile, 75 üzerinde Türbiditlerin ile sularda toplanan örneklerin% 34 NTU tıkanmış. Yöntem 1615 50 NTU üzerinde suları ile bir ön filtre kullanılmasını önerir; Ancak, Yöntem 1615 yayımlanmasından bu yana, yöntemde listelenen Buna ek olarak birkaç farklı ön filtre seçenekleri olmuşturtest edilmiştir. Örnek hacmi içinde belirgin bir gelişme ile sonuçlandı, bu açıklamalarla (veriler gösterilmemiştir). <img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg" /> Şekil 1. Standart Filtre Aparatı. Standart filtre cihazı alımı, filtre konut ve deşarj modülleri (her modül bir açıklaması için Ek Malzemeler bakınız) oluşur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Toplam Örnekler </td><td> Yetersiz Örnekler b sayısı </td><td> Yüzde Eksik Örnekleri </td><td> Bulanıklık (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> NanoCeram kullanarak Yeraltısuyu<html> Filtreler c </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Yüzey Suyu NanoCeram Filtreler c kullanarak </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 d </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 d </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> Toplam NanoCeram c </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> 1MDS Filtreler c kullanarak Yeraltı </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>1MDS Filtreler c kullanarak merkezi &quot;&gt; Yüzey Suyu: ext-align </td></tr><tr><td> 2693 </td><td> 27 </td><td> 1 e </td><td> &lt;20 E </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 f </td><td> 20 - &lt;50 f </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 E </td><td> 50 - &lt;75 g </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 e, f </td><td> ≥ 75 e, f, g </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> Toplam 1MDS c </td></tr><tr><td> 3869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> Tablo 1. Filtre Kapasitesi numuneler aşağıdaki hacmi ve bulanıklık verilerin mevcut olduğu gelen çalışmalardan şunlardır:. 4/2 sayılı ICR Aux1 18 ay erişim veritabanından 1) USEPA ICR çalışması (veri5/2000), 2) USEPA yeraltı çalışması 8, 3) USEPA Lawrence ve Lowell, MA çalışması (yayınlanmamış veriler), 4) USEPA Mississippi Nehri çalışma (yayınlanmamış veri), 5) USEPA içme suyu arıtma tesisi çalışması (yayınlanmamış veriler), 6) USEPA Yöntem 1615 değerlendirme çalışması 25 ve 7) Her çalışma için belirlenen asgari su hacmi önce tıkanmış filtre toplandı UCMR3 izleme ilk üç ay (yayınlanmamış veri). b Örnekleri. Bu yüzey suları için 200 L ve yeraltı için 1.500 L olmuştur, ama USEPA yeraltı çalışması için USEPA ICR altında yeraltı ve 1.893 L idi kaynak suları için 200 L idi. Hacmi belirlenen tam minimum toplamak için yeteneği c anlamlı farklı Numuneler, hem genel (p &lt;0.001) NanoCeram ve yüzey suları ile yeraltı arasında 1MDS filtreleri (p = 0.002) ile ve her filtre türü için (p ​​&lt;0.001) Mann-Whitney Rank Sum testi kullanılarak d. &amp; # toplamış8211, aynı üst simge değeri ile g Gruplar (p &lt;0.05) Ranks test Varyans Kruskal-Wallis One Way Analiz ve Dunn İkili Çoklu Karşılaştırma Prosedür göre önemli ölçüde farklıdır. Tüm istatistiksel testler için bağımlı değişken, ancak 1.0 bir maksimum değere sahip, belirtilen en düşük hacimde bir fraksiyonu olarak filtreden geçirilir birimdir.

Watch this Scientific Journal Video about EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples at JoVE.com

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Enterovirus Kültür ve RT-qPCR Su Norovirüs Oluşum EPA Metot 1615 Ölçüm. Virüs Örneklerinin I. Koleksiyonu

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

epa-method-1615-measurement-enterovirus-norovirus-occurrence-water

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Environment

12.2K Görüntüleme.  U.S Environmental Protection Agency. EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Video: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

Sudan Viral Konsantrasyon için Küçük Bir Ses Prosedürü

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

Çevre

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

Enterovirus Kültür ve RT-qPCR Su Norovirus Oluşum EPA Metot 1615 ölçülmesi. II. Toplam kültürlenebilir virüs Deneyi

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

Enterovirüs Kültür ve RT-qPCR Su Norovirus Oluşum EPA Method 1615 Ölçümü. Bölüm III. RT-qPCR Virüs Algılama

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Otomatik Jel Boyut Seçimi Çevre Su Örneklerinden hazırlanmıştır nesil Sıralama Kütüphaneler Kalitesi Geliştirmek için

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Küçük Kirleticilerin İmmünolojik Analizi Su Örneklerinin Otomatik Katı Faz Ekstraksiyon Basit Bir Yöntem

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Filtrasyon Su Örnekleri ve Çevre DNA Ekstraksiyon için bir Filtre Kartuşu Kullanımı

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

Detection and Genogrouping of Noroviruses from Children's Stools By Taqman One-step RT-PCR

Noroviruses (NoVs) are the leading cause of outbreaks of sporadic acute gastroenteritis worldwide in humans of all ages. They are important cause of hospitalizations in children with a public health impact similar to that of Rotavirus. NoVs are RNA viruses of great genetic diversity and there is a continuous appearance of new strains. Five genogroups are recognized; GI and GII with their many genotypes and subtypes being the most important for human infection. However, the diagnosis of these two genotypes remains problematic, delaying diagnosis and treatment. 1, 2, 3
For RNA extraction from stool specimens the most commonly used method is the QIAmp Viral RNA commercial kit from Qiagen. This method combines the binding properties of a silica gel membrane, buffers that control RNases and provide optimum binding of the RNA to the column together with the speed of microspin. This method is simple, fast and reliable and is carried out in a few steps that are detailed in the description provided by the manufacturer. 
 Norovirus is second only to rotavirus as the most common cause of diarrhea. Norovirus diagnosis should be available in all studies on pathogenesis of diarrhea as well as in outbreaks or individual diarrhea cases. At present however norovirus diagnosis is restricted to only a few centers due to the lack of simple methods of diagnosis. This delays diagnosis and treatment 1, 2, 3. In addition, due to costs and regulated transportation of corrosive buffers within and between countries use of these manufactured kits poses logistical problems. As a result, in this protocol we describe an alternative, economic, in-house method which is based on the original Boom et al. method4 which uses the nucleic acid binding properties of silica particles together with the anti-nuclease properties of guanidinium thiocyanate.
For the detection and genogrouping (GI and GII) of NoVs isolates from stool specimens, several RT-PCR protocols utilizing different targets have been developed. The consensus is that an RT-PCR using TaqMan chemistry would be the best molecular technique for diagnosis, because it combines high sensitivity, specificity and reproducibility with high throughput and ease of use. Here we describe an assay targeting the open reading frame 1 (ORF1)-ORF2 junction region; the most conserved region of the NoV genome and hence most suitable for diagnosis. For further genetic analysis a conventional RT-PCR that targets the highly variable N-terminal-shell from the major protein of the capsid (Region C) using primers originally described by Kojima et al. 5 is detailed. Sequencing of the PCR product from the conventional PCR enables the differentiation of genotypes belonging to the GI and GII genogroups.

A One-Step RT-PCR assay for detection and genogroup identification of Norovirus isolates from children&#x2019;s stools, that utilizes primers and TaqMan probes specific to the open reading frame 1 (ORF1)-ORF2 junction region, the most conserved region of the Norovirus genome is described. A non-commercial, cost-effective RNA extraction method is detailed.

Taqman By Çocuk Tabureler gelen Noroviruses tespiti ve Genogrouping Tek aşamalı RT-PCR

Noroviruses (NoVs) are the leading cause of outbreaks of sporadic acute gastroenteritis worldwide in humans of all ages. They are important cause of ...

Tıp

A Lipid Extraction and Analysis Method for Characterizing Soil Microbes in Experiments with Many Samples

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial communities, a relatively precise but effort-intensive technique to assay microbial community composition is phospholipid fatty acid (PLFA) analysis. PLFA was developed to analyze phospholipid biomarkers, which can be used as indicators of microbial biomass and the composition of broad functional groups of fungi and bacteria. It has commonly been used to compare soils under alternative plant communities, ecology, and management regimes. The PLFA method has been shown to be sensitive to detecting shifts in microbial community composition.
An alternative method, fatty acid methyl ester extraction and analysis (MIDI-FA) was developed for rapid extraction of total lipids, without separation of the phospholipid fraction, from pure cultures as a microbial identification technique. This method is rapid but is less suited for soil samples because it lacks an initial step separating soil particles and begins instead with a saponification reaction that likely produces artifacts from the background organic matter in the soil. 
This article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples. The method combines the accuracy achieved through PLFA profiling by extracting and concentrating soil lipids as a first step, and a reduction in effort by saponifying the organic material extracted and processing with the MIDI-FA method as a second step.

The article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples.

Çok Örnekli Deneylerde Toprak Mikroplarını Karakterize Etmek İçin Bir Lipid Ekstraksiyon ve Analiz Metodu

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several limitations that have resulted in the exclusion of many species. Advances in the field over the last two decades have led occupational health researchers to turn to molecular-based approaches for identifying fungal hazards. These methods have resulted in the detection of many species within indoor and occupational environments that have not been detected using traditional methods. This protocol details an approach for determining fungal diversity within air samples through genomic DNA extraction, amplification, sequencing, and taxonomic identification of fungal internal transcribed spacer (ITS) regions. ITS sequencing results in the detection of many fungal species that are either not detected or difficult to identify to species level using culture or microscopy. While these methods do not provide quantitative measures of fungal burden, they offer a new approach to hazard identification and can be used to determine overall species richness and diversity within an occupational environment.

Determining the fungal diversity within an environment is a method utilized in occupational health studies to identify health hazards. This protocol describes DNA extraction from occupational air samples for amplification and sequencing of fungal ITS regions. This approach detects many fungal species that can be overlooked by traditional assessment methods.

Toplama ve mesleki hava örnekleri çıkarma mantar DNA analizi için

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

Swab Sampling Method for the Detection of Human Norovirus on Surfaces

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the person-to-person route or indirectly through environmental surfaces or food, contaminated fomites and inanimate surfaces are important vehicles for the spread of the virus during norovirus outbreaks.
We developed and evaluated a protocol using macrofoam swabs for the detection and typing of human noroviruses from hard surfaces. Compared with fiber-tipped swabs or antistatic wipes, macrofoam swabs allow virus recovery (range 1.2-33.6%) from toilet seat surfaces of up to 700 cm2. The protocol includes steps for the extraction of the virus from the swabs and further concentration of the viral RNA using spin columns. In total, 127 (58.5%) of 217 swab samples that had been collected from surfaces in cruise ships and long-term care facilities where norovirus gastroenteritis had been reported tested positive for GII norovirus by RT-qPCR. Of these 29 (22.8%) could be successfully genotyped. In conclusion, detection of norovirus on environmental surfaces using the protocol we developed may assist in determining the level of environmental contamination during outbreaks as well as detection of virus when clinical samples are not available; it may also facilitate monitoring of effectiveness of remediation strategies.

A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.

Yüzeyler İnsan Norovirus Tespiti sürüntü Örnekleme Yöntemi

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the ...